Injection intraperitoneal : Une méthode de livraison de solution dans la cavité abdominale d’un poisson zèbre adulte

- Jeûner un poisson adulte pendant 24 heures avant l’injection pour vider le tractus gastro-intestinal et créer de l’espace supplémentaire dans l’abdomen. Le jour de l’intervention, anesthésier le poisson avec de la tricaine et le placer dans une fente dans une éponge humide avec le côté ventral face vers le haut.

Ensuite, pipette la quantité désirée de solution d’injection sur un morceau de film de laboratoire et le tirer dans une aiguille d’insuline. Placez l’aiguille entre les nageoires pelviennes à un angle de 45 degrés par rapport à l’axe antérieur-postérieur du corps et poussez-la doucement à la ligne médiane. Avancez l’aiguille d’environ 1 à 2 millimètres dans la cavité abdominale, l’espace entre la paroi abdominale et les organes internes, et injectez lentement la solution d’intérêt. Attendez cinq secondes avant de retirer l’aiguille pour éviter tout déversement. Maintenant, retirez soigneusement l’aiguille.

Après injection, transférez rapidement le poisson dans un réservoir de récupération contenant de l’eau de réservoir fraîche. Si le poisson ne commence pas à nager immédiatement, faites tourbillonner l’eau près des branchies pour l’aider à se remettre de l’anesthésie. Dans le protocole d’exemple, nous injecterons une solution de marinum mycobactérie dans les poissons mutants RAG1 pour étudier l’infection.

- Tout d’abord, pipe sur 5 gouttelettes de microlitres de la solution bactérienne diluée sur un morceau de film de paraffine. Puis, tirez la gouttelette dans une aiguille d’insuline de calibre 30. Utilisez un poisson de cinq à huit mois pour cette expérience, l’un étant un poisson de type sauvage et l’autre étant un poisson mutant RAG.

Placez ces poissons ventral vers le haut dans les fentes d’un morceau de plastique mousseux humide. Injectez l’aiguille d’insuline entre les nageoires pelviennes à un angle de 45 degrés. Gardez l’aiguille ouverte vers le haut pour vous assurer que toute l’ouverture est à l’intérieur de la cavité abdominale. Puis injectez lentement la solution bactérienne. Après cela, retirez soigneusement l’aiguille et transférez immédiatement le poisson dans un réservoir de récupération rempli d’eau fraîche du réservoir.

Prélevez des échantillons de l’aliquot bactérien utilisé toutes les 15 minutes dans des assiettes de 7 H10. Incubez ces échantillons à 29 degrés Celsius pendant cinq jours pour vérifier la dose d’infection. Vérifiez régulièrement le bien-être des poissons, en vous assurant d’euthanasier tous les poissons présentant des symptômes d’infection en les incubant dans l’eau avec plus de 0,02 % de l’ester éthylique à 3 acides aminobenzoïques.