Summary

Imágenes de lapso de tiempo de neuronas migratorias y progenitores gliales en cortes de cerebro de ratón embrionario

Published: March 08, 2024
doi:

Summary

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, las neuronas y las células gliales se originan en la zona ventricular que recubre el ventrículo y migran hacia la superficie cerebral. Muchos genes están involucrados en este proceso. Este protocolo introduce la técnica para la obtención de imágenes en time-lapse de las neuronas migratorias y los progenitores gliales.

Abstract

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, las neuronas y las células gliales se originan en la zona ventricular que recubre el ventrículo y migran hacia la superficie cerebral. Este proceso es crucial para el correcto funcionamiento del cerebro, y su desregulación puede dar lugar a trastornos del neurodesarrollo y psiquiátricos después del nacimiento. De hecho, se ha descubierto que muchos genes responsables de estas enfermedades están involucrados en este proceso y, por lo tanto, revelar cómo estas mutaciones afectan la dinámica celular es importante para comprender la patogénesis de estas enfermedades. Este protocolo introduce una técnica para la obtención de imágenes en time-lapse de las neuronas migratorias y los progenitores gliales en cortes de cerebro obtenidos de embriones de ratón. Las células se marcan con proteínas fluorescentes mediante electroporación en el útero , que visualiza células individuales migrando desde la zona ventricular con una alta relación señal-ruido. Además, este sistema de transferencia de genes in vivo nos permite realizar fácilmente experimentos de ganancia o pérdida de función en los genes dados mediante co-electroporación de su expresión o vectores de knockdown/knockout. Utilizando este protocolo, se puede analizar el comportamiento migratorio y la velocidad de migración de las células individuales, información que nunca se obtiene de cerebros fijos.

Introduction

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, la glía radial (apical) en la zona ventricular paleal (VZ) que recubre el ventrículo lateral produce primero neuronas y luego progenitores gliales con algún período de superposición1. Las neuronas también se generan a partir de progenitores intermedios o glía radial basal en la zona subventricular (SVZ) adyacente a la VZ, los cuales se originan en la glía radial (apical) 2,3. En ratones, las células gliales radiales producen solo neuronas en el día embrionario (E) 12-14, tanto neuronas como progenitores gliales en E15-16, y progenitores gliales a partir de E174. La mayor población de progenitores gliales generados durante estas etapas embrionarias se diferencia preferentemente en astrocitos, aunque algunas células también se diferencian en oligodendrocitos5. Las neuronas y los progenitores de astrocitos generados en estas etapas migran hacia la superficie del cerebro y entran en la placa cortical (futura materia gris cortical). La migración neuronal de la VZ a la placa cortical se produce en múltiples fases. Las neuronas primero adoptan una morfología multipolar justo por encima de la zona de acumulación celular multipolar (MAZ), superponiéndose a la SVZ o zona intermedia, donde se extienden y retraen vigorosamente múltiples procesos delgados y migran lentamente (migración multipolar)6,7. Después de aproximadamente 24 h, las neuronas se transforman en una morfología bipolar, extendiendo un proceso de avance grueso hacia la superficie del cerebro y un proceso de arrastre delgado hacia atrás, y migran linealmente hacia la superficie del cerebro utilizando un proceso radial que se extiende desde la glía radial hasta la superficie pial como un andamio, que se denomina modo de locomoción 2,8. Debido a que las neuronas en modo de locomoción siempre alcanzan la superficie más externa de la placa cortical, pasando a través de sus predecesoras justo debajo de la zona marginal, las neuronas se alinean de adentro hacia afuera dependiendo de la fecha de nacimiento en la placa cortical 9,10,11.

Por el contrario, los progenitores de los astrocitos migran rápidamente a la zona intermedia y a la placa cortical, con frecuentes cambios de dirección. Este comportamiento migratorio es completamente diferente a la migración neuronal y se denomina migración errática5. Los progenitores de astrocitos también migran a lo largo de los vasos sanguíneos en un proceso llamado migración guiada por los vasos sanguíneos. Los progenitores de astrocitos cambian entre estos modos de migración y alcanzan la placa cortical 5,12. A pesar de que la posición de los astrocitos no está estrictamente determinada por su fecha de producción, se ha observado una leve tendencia de los astrocitos nacidos temprano a establecerse en la parte superficial de la placa cortical5. Curiosamente, los astrocitos que se asientan en la placa cortical se generan en etapas embrionarias y eventualmente se diferencian en astrocitos protoplasmáticos, mientras que los astrocitos generados postnatalmente no migran activamente, permanecen en la sustancia blanca y se diferencian en astrocitos fibrosos5. Todavía no está claro cómo se produce esta especificación dependiente de la etapa de los subtipos astrocíticos.

Se ha identificado un número creciente de genes implicados en la migración neuronal, entre ellos los implicados en los trastornos del neurodesarrollo y psiquiátricos13,14. Por lo tanto, es crucial dilucidar los efectos de las mutaciones en estos genes en el comportamiento de las neuronas migratorias. Como se mencionó anteriormente, la migración neuronal ocurre en múltiples fases. Las observaciones time-lapse pueden determinar directamente la fase que se ve principalmente afectada (salida del ciclo celular, transición multipolar-bipolar, velocidad de migración de la locomoción, etcétera). Sin embargo, los mecanismos moleculares que subyacen a la especificación, migración y posicionamiento de los astrocitos siguen siendo en gran medida desconocidos. Dado que los astrocitos desempeñan un papel crucial en la sinaptogénesis15 y en la formación de barreras hematoencefálicas durante el desarrollo del cerebro16, los defectos del desarrollo de los astrocitos pueden dar lugar a trastornos del neurodesarrollo. Los estudios de lapso de tiempo sobre los progenitores de astrocitos pueden aclarar estos mecanismos moleculares y su relación con las enfermedades mentales.

Este protocolo proporciona un método para la observación en lapso de tiempo de las células corticales derivadas de VZ. Ya se ha publicado un protocolo de vídeo similar para la observación de la migración neuronal17. Aquí, describimos el método para las neuronas migratorias y los progenitores de astrocitos. Para marcar estas células con proteínas fluorescentes, como las proteínas fluorescentes verdes y rojas (GFP y RFP), se introducen mezclas de plásmidos que contienen componentes apropiados en la VZ cortical mediante electroporación en el útero en etapas apropiadas 18,19,20,21. Los embriones manipulados se extraen en las etapas deseadas, y los cerebros se cortan y se utilizan para observaciones de lapso de tiempo utilizando un microscopio de escaneo láser. La velocidad de migración, la dirección y otros comportamientos, que nunca se abordan con muestras fijas de cerebro, se pueden examinar con este método. Mediante el uso de electroporación en el útero, la expresión y los vectores knockdown/knockout pueden transferirse fácilmente de forma concomitante con vectores de proteínas fluorescentes, lo que nos permite realizar estudios de ganancia y pérdida de función de genes específicos.

Protocol

El presente estudio se realizó con la aprobación y siguiendo las directrices del Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto de Investigación del Desarrollo, el Centro de Discapacidad del Desarrollo de Aichi (#2019-013) y la Universidad de Keio (A2021-030). Se obtuvieron comercialmente ratones ICR (de tipo salvaje) preñados cronometrados (véase la Tabla de Materiales). Para observar la relación entre las células migratorias y los vasos sanguíneos, se utilizaron ratones Flt1-DsRed, en los …

Representative Results

Las células gliales radiales en la VZ paleal producen solo neuronas hasta E14, y tanto las neuronas como las células gliales en E15 y E16. Para observar los comportamientos migratorios de las neuronas y las células gliales simultáneamente, las marcamos con GFP mejorada (EGFP) y RFP, respectivamente, utilizando un promotor específico de neurona, el promotor27 de Tα1, y el promotor28 de la proteína ácida fibrilar glial humana (hGFAP), que se activa preferente…

Discussion

Este protocolo introdujo un método para la observación en lapso de tiempo de células derivadas de la VZ paleal (cortical). Para etiquetar las células migratorias de la VZ, utilizamos la electroporación en el útero, en la que las células individuales se marcaron claramente con una relación señal-ruido más alta que en el etiquetado mediado por vectores virales. Utilizando la electroporación intrauterina, cualquier tipo de vector en cualquier combinación puede introducirse fácilmente en las c?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

El promotor de Tα1 es un regalo de P. Barker y F.D. Miller. El promotor Dcx es un regalo de Q. Lu. hGFAP-Cre fue un regalo de Albee Messing. El sistema vectorial de transposones PiggyBac fue proporcionado por el Instituto Sanger. Los ratones Flt1-DsRed fueron proporcionados por M. Ema (Universidad de Shiga). Este trabajo fue apoyado por JSPS KAKENHI (Subvención Número JP21K07309 a H. Tabata, JP20H05688 y JP22K19365 a K. Nakajima) y la Fundación de Ciencias Takeda, el Fondo Conmemorativo Keio Gijuku Fukuzawa para el Avance de la Educación y la Investigación, los Fondos de Desarrollo Académico Keio Gijuku para K. Nakajima.

Materials

Aspirator tube assembly Drummond 2-040-000
Atipamezole (5 mg/mL) Meiji Mepatia
Autoclip Becton Dickinson 427630 9 mm
B27 supplement Gibco 17504-044
Butorphanol (5 mg/mL) Meiji Vetorphale
Cell culture insert Millipore PICM ORG 50
Confocal microscope Nikon A1RHD25 Equipped with a long working distance lens (S Plan Fluor ELWD 20XC)
Cryomold Tissue-Tek 4566
Culture chamber Tokken TK-NBCMP Custom-made
Electroporator NEPA Gene NEPA21
Fast Green Sigma-Aldrich F7258
Gas mixer Tokken TK-MIGM01-02
Glass base dish Iwaki 3910-035 Diameter of glass base is 27 mm
Glass capillaries Narishige GD-1
HBS (2x) Sigma-Aldrich 51558
HBSS(-) Wako 084-08345
Heater Unit Tokken TK-0003HU20 Custom-made, including hood and heater
hGFAP-Cre Addgene #40591 A gift from Albee Messing
ImageJ https://imagej.net/ij/
L-glutamine (200 mM) Gibco 25030
Low melting temperature agarose Lonza 50100
Medetomidine (1 mg/mL) Meiji Medetomin
Microinjector Narishige IM-300
Midazolam (5 mg/mL) Sandoz Midazolam
MTrackJ https://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/
Neurobasal medium Gibco 21103-049
pCAG-hyPBase The hyPBase cDNA from pCMV-hyPBase (a gift from Sanger Institute) was inserted into the downstream of the CAG promoter of pCAGGS (a gift from J. Miyazaki).
pDcx-Dre The Dcx promoter from Dcx4kbEGFP70 (a gift from Q. Lu) was exchanged with CAG promoter of pCAG-NLS-HA-Dre34 (a gift from Pawel Pelczar, Addgene #51272).
Penicillin + Streptomycin Gibco 15140122
Plasmid purification kit Invitrogen PureLink HiPure plasmid midiprep kit (K210005)
pPB-CAG-LNL-RFP CAG-LNL cassette from pCALNL-DsRed (a gift from Connie Cepko, Addgene #13769), and TurboRFP cDNA (Evrogen, FP232) were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute).
pPB-CAG-rDIO-EGFP The sequence containning synthetic rox sites, synthetic DIO cassette, and EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) in reverse direction  were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). The sequence is provided in the Supplementary File.
Puller Narishige PN-31
StackRed a plugin for ImageJ http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/
Suture needle Nazme C-24-521-R No.1 1/2 circle, length 14 mm
Suture thread Nazme C-23-B2 Silk, size 5-0
Timed pregnant ICR (wild-type) mice Japan SLC ICR mouse
TrackMate https://imagej.net/plugins/trackmate/index
Tweezer-type electrode BEX or NEPA Gene CUY650P5 
Tα1-EGFP EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) was inserted into the downstream of the Tα1 promoter in plasmid 253 (a gift from P. Barker and F.D.Miller)
Vibrating microtome Leica or Zeiss Vibrating blade microtome VT1000S or Hyrax V50.

References

  1. Kriegstein, A., Alvarez-Buylla, A. The glial nature of embryonic and adult neural stem cells. Annu Rev Neurosci. 32 (1), 149-184 (2009).
  2. Noctor, S. C., Martínez-Cerdeño, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases. Nat Neurosci. 7 (2), 136-144 (2004).
  3. Haubensak, W., Attardo, A., Denk, W., Huttner, W. B. Neurons arise in the basal neuroepithelium of the early mammalian telencephalon: A major site of neurogenesis. P Natl Acad Sci USA. 101 (9), 3196-3201 (2004).
  4. Yoshida, A., Yamaguchi, Y., Nonomura, K., Kawakami, K., Takahashi, Y., Miura, M. Simultaneous expression of different transgenes in neurons and glia by combining in utero electroporation with the Tol2 transposon-mediated gene transfer system. Genes Cells. 15 (5), 501-512 (2010).
  5. Tabata, H., et al. Erratic and blood vessel-guided migration of astrocyte progenitors in the cerebral cortex. Nat Commun. 13 (1), 6571 (2022).
  6. Tabata, H., Nakajima, K. Multipolar Migration: The third mode of radial neuronal migration in the developing cerebral cortex. J Neurosci. 23 (31), 9996-10001 (2003).
  7. Tabata, H., Kanatani, S., Nakajima, K. Differences of migratory behavior between direct progeny of apical progenitors and basal progenitors in the developing cerebral cortex. Cereb Cortex. 19 (9), 2092-2105 (2009).
  8. Rakic, P. Mode of cell migration to the superficial layers of fetal monkey neocortex. J Comp Neurol. 145 (1), 61-83 (1972).
  9. Sekine, K., Honda, T., Kawauchi, T., Kubo, K., Nakajima, K. The outermost region of the developing cortical plate is crucial for both the switch of the radial migration mode and the Dab1-dependent "inside-out" lamination in the neocortex. J Neurosci. 31 (25), 9426-9439 (2011).
  10. Shin, M., et al. Both excitatory and inhibitory neurons transiently form clusters at the outermost region of the developing mammalian cerebral neocortex. J Comp Neurol. 527 (10), 1577-1597 (2019).
  11. Sekine, K., et al. Reelin controls neuronal positioning by promoting cell-matrix adhesion via inside-out activation of integrin α5β1. Neuron. 76 (2), 353-369 (2012).
  12. Morimoto, K., Tabata, H., Takahashi, R., Nakajima, K. Interactions between neural cells and blood vessels in central nervous system development. BioEssays. 230091, (2023).
  13. Tabata, H., Nagata, K. Decoding the molecular mechanisms of neuronal migration using in utero electroporation. Med Mol Morphol. 49 (2), 63-75 (2016).
  14. Ishii, K., Kubo, K., Nakajima, K. Reelin and neuropsychiatric disorders. Front Cell Neurosci. 10, 229 (2016).
  15. Bosworth, A. P., Allen, N. J. The diverse actions of astrocytes during synaptic development. Curr Opin Neurobiol. 47, 38-43 (2017).
  16. Tabata, H. Crosstalk between blood vessels and glia during the central nervous system development. Life. 12 (11), 1761 (2022).
  17. Wiegreffe, C., Feldmann, S., Gaessler, S., Britsch, S. Time-lapse confocal imaging of migrating neurons in organotypic slice culture of embryonic mouse brain using in utero electroporation. J Vis Exp. (125), e55886 (2017).
  18. Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient Gene Transfer into the Embryonic Mouse Brain Using in Vivo Electroporation. Dev Biol. 240 (1), 237-246 (2001).
  19. Tabata, H., Nakajima, K. Labeling embryonic mouse central nervous system cells by in utero electroporation. Dev Growth Differ. 50 (6), 507-511 (2008).
  20. Tabata, H., Nakajima, K. Efficient in utero gene transfer system to the developing mouse brain using electroporation: visualization of neuronal migration in the developing cortex. Neuroscience. 103 (4), 865-872 (2001).
  21. Fukuchi-Shimogori, T. Neocortex patterning by the secreted signaling molecule FGF8. Science. 294 (5544), 1071-1074 (2001).
  22. Matsumoto, K., et al. Study of normal and pathological blood vessel morphogenesis in Flt1-tdsRed BAC Tg mice. Genesis. 50 (7), 561-571 (2012).
  23. Kawai, S., Takagi, Y., Kaneko, S., Kurosawa, T. Effect of three types of mixed anesthetic agents alternate to ketamine in mice. Exp Anim. 60 (5), 481-487 (2011).
  24. Meijering, E., Dzyubachyk, O., Smal, I. Methods for cell and particle tracking. Methods Enzymol. 504, 183-200 (2012).
  25. Ershov, D., et al. TrackMate 7: Integrating state-of-the-art segmentation algorithms into tracking pipelines. Nat Methods. 19 (7), 829-832 (2022).
  26. Tinevez, J. -. Y., et al. TrackMate: An open and extensible platform for single-particle tracking. Methods. 115, 80-90 (2017).
  27. Gloster, A., et al. The T alpha 1 alpha-tubulin promoter specifies gene expression as a function of neuronal growth and regeneration in transgenic mice. J Neurosci. 14 (12), 7319-7330 (1994).
  28. Zhuo, L., et al. hGFAP-cre transgenic mice for manipulation of glial and neuronal function in vivo. Genesis. 31 (2), 85-94 (2001).
  29. Yusa, K., Zhou, L., Li, M. A., Bradley, A., Craig, N. L. A hyperactive piggyBac transposase for mammalian applications. P Natl Acad Sci USA. 108 (4), 1531-1536 (2011).
  30. Chen, F., LoTurco, J. A method for stable transgenesis of radial glia lineage in rat neocortex by piggyBac mediated transposition. J Neurosci Meth. 207 (2), 172-180 (2012).
  31. Wang, X., Qiu, R., Tsark, W., Lu, Q. Rapid promoter analysis in developing mouse brain and genetic labeling of young neurons by doublecortin-DsRed-express. J Neurosci Res. 85 (16), 3567-3573 (2007).
  32. Sauer, B. DNA recombination with a heterospecific Cre homolog identified from comparison of the pac-c1 regions of P1-related phages. Nucleic Acids Res. 32 (20), 6086-6095 (2004).
  33. Hermann, M., et al. Binary recombinase systems for high-resolution conditional mutagenesis. Nucleic Acids Res. 42 (6), 3894-3907 (2014).
  34. Kanatani, S., et al. The COUP-TFII/Neuropilin-2 is a molecular switch steering diencephalon-derived GABAergic neurons in the developing mouse brain. P Natl Acad Sci USA. 112 (36), E4985-E4994 (2015).
  35. Yozu, M., Tabata, H., Nakajima, K. The caudal migratory stream: A novel migratory stream of interneurons derived from the caudal ganglionic eminence in the developing mouse forebrain. J Neurosci. 25 (31), 7268-7277 (2005).
  36. Kanatani, S., Yozu, M., Tabata, H., Nakajima, K. COUP-TFII is preferentially expressed in the caudal ganglionic eminence and is involved in the caudal migratory stream. J Neurosci. 28 (50), 13582-13591 (2008).
  37. Kitazawa, A., et al. Hippocampal pyramidal neurons switch from a multipolar migration mode to a novel "climbing" migration mode during development. J Neurosci. 34 (4), 1115-1126 (2014).

Play Video

Cite This Article
Tabata, H., Nagata, K., Nakajima, K. Time-Lapse Imaging of Migrating Neurons and Glial Progenitors in Embryonic Mouse Brain Slices. J. Vis. Exp. (205), e66631, doi:10.3791/66631 (2024).

View Video