Au cours du développement du cortex cérébral, les neurones et les cellules gliales proviennent de la zone ventriculaire qui tapisse le ventricule et migrent vers la surface du cerveau. De nombreux gènes sont impliqués dans ce processus. Ce protocole introduit la technique d’imagerie en accéléré des neurones en migration et des progéniteurs gliaux.
Au cours du développement du cortex cérébral, les neurones et les cellules gliales proviennent de la zone ventriculaire qui tapisse le ventricule et migrent vers la surface du cerveau. Ce processus est crucial pour le bon fonctionnement du cerveau, et sa dérégulation peut entraîner des troubles neurodéveloppementaux et psychiatriques après la naissance. En fait, de nombreux gènes responsables de ces maladies se sont avérés être impliqués dans ce processus, et par conséquent, il est important de révéler comment ces mutations affectent la dynamique cellulaire pour comprendre la pathogenèse de ces maladies. Ce protocole introduit une technique d’imagerie en accéléré de neurones migrateurs et de progéniteurs gliaux dans des coupes de cerveau obtenues à partir d’embryons de souris. Les cellules sont marquées avec des protéines fluorescentes à l’aide de l’électroporation in utero , qui visualise les cellules individuelles migrant de la zone ventriculaire avec un rapport signal/bruit élevé. De plus, ce système de transfert de gènes in vivo nous permet d’effectuer facilement des expériences de gain ou de perte de fonction sur les gènes donnés par co-électroporation de leur expression ou de leurs vecteurs knockdown/knock-out. À l’aide de ce protocole, le comportement migratoire et la vitesse de migration des cellules individuelles, des informations qui ne sont jamais obtenues à partir de cerveaux fixes, peuvent être analysés.
Au cours du développement du cortex cérébral, la glie radiale (apicale) dans la zone ventriculaire palléenne (VZ) tapissant le ventricule latéral produit d’abord des neurones, puis des progéniteurs gliaux avec une période1 qui se chevauche. Les neurones sont également générés à partir de progéniteurs intermédiaires ou de la glie radiale basale dans la zone sous-ventriculaire (SVZ) adjacente à la VZ, qui proviennent toutes deux de la glie radiale (apicale) 2,3. Chez la souris, les cellules gliales radiales ne produisent que des neurones le jour embryonnaire (E) 12-14, des neurones et des progéniteurs gliaux le jour E15-16, et des progéniteurs gliaux à partir de E174. La principale population de progéniteurs gliaux générée au cours de ces stades embryonnaires se différencie préférentiellement en astrocytes, bien que certaines cellules se différencient également en oligodendrocytes5. Les neurones et les progéniteurs astrocytaires générés à ces stades migrent vers la surface du cerveau et pénètrent dans la plaque corticale (future matière grise corticale). La migration neuronale de la VZ à la plaque corticale se produit en plusieurs phases. Les neurones adoptent d’abord une morphologie multipolaire juste au-dessus de la zone d’accumulation de cellules multipolaires (MAZ), chevauchant la SVZ ou zone intermédiaire, où ils étendent et rétractent vigoureusement plusieurs processus minces et migrent lentement (migration multipolaire)6,7. Après environ 24 heures, les neurones se transforment en une morphologie bipolaire, étendant un processus de pointe épais vers la surface du cerveau et un processus de traînée mince vers l’arrière, et migrent linéairement vers la surface du cerveau en utilisant un processus radial s’étendant de la glie radiale à la surface piale comme un échafaudage, appelé mode de locomotion 2,8. Parce que les neurones en mode de locomotion atteignent toujours la surface la plus externe de la plaque corticale, en passant par leurs prédécesseurs juste en dessous de la zone marginale, les neurones sont alignés de l’intérieur vers l’extérieur en fonction de la date de naissance dans la plaque corticale 9,10,11.
En revanche, les progéniteurs des astrocytes migrent rapidement vers la zone intermédiaire et la plaque corticale, avec des changements de direction fréquents. Ce comportement migratoire est complètement différent de la migration neuronale et est appelé migration erratique5. Les progéniteurs des astrocytes migrent également le long des vaisseaux sanguins dans un processus appelé migration guidée par les vaisseaux sanguins. Les progéniteurs des astrocytes passent d’un mode de migration à l’autre et atteignent la plaque corticale 5,12. Bien que le positionnement des astrocytes ne soit pas strictement déterminé par leur date de production, une légère tendance des astrocytes précoces à s’installer dans la partie superficielle de la plaque corticale a été observée5. Il est intéressant de noter que les astrocytes qui s’installent dans la plaque corticale sont générés à des stades embryonnaires et finissent par se différencier en astrocytes protoplasmiques, tandis que les astrocytes générés après la naissance ne migrent pas activement, restent dans la substance blanche et se différencient en astrocytes fibreux5. La façon dont cette spécification des sous-types astrocytaires dépend du stade se produit reste incertaine.
Un nombre croissant de gènes impliqués dans la migration neuronale ont été identifiés, y compris ceux impliqués dans les troubles neurodéveloppementaux et psychiatriques13,14. Par conséquent, il est crucial d’élucider les effets des mutations de ces gènes sur le comportement des neurones en migration. Comme mentionné précédemment, la migration neuronale se produit en plusieurs phases. Les observations en accéléré permettent de déterminer directement la phase qui est principalement affectée (sortie du cycle cellulaire, transition multipolaire-bipolaire, vitesse de migration de la locomotion, etc.). Cependant, les mécanismes moléculaires sous-jacents à la spécification, à la migration et au positionnement des astrocytes restent largement inconnus. Étant donné que les astrocytes jouent un rôle crucial dans la synaptogenèse15 et la formation de la barrière hémato-encéphalique au cours du développement cérébral16, les anomalies du développement des astrocytes peuvent entraîner des troubles neurodéveloppementaux. Des études en accéléré sur les progéniteurs des astrocytes pourraient clarifier ces mécanismes moléculaires et leur relation avec la maladie mentale.
Ce protocole fournit une méthode d’observation en accéléré des cellules corticales dérivées de VZ. Un protocole vidéo similaire pour l’observation de la migration neuronale a déjà été publié17. Ici, nous décrivons la méthode pour migrer les neurones et les progéniteurs des astrocytes. Pour marquer ces cellules avec des protéines fluorescentes, telles que des protéines fluorescentes vertes et rouges (GFP et RFP), des mélanges de plasmides contenant des composants appropriés sont introduits dans la VZ corticale par électroporation in utero aux stades appropriés 18,19,20,21. Les embryons manipulés sont retirés aux stades souhaités, et les cerveaux sont découpés et utilisés pour des observations en accéléré à l’aide d’un microscope à balayage laser. La vitesse de migration, la direction et d’autres comportements, qui ne sont jamais abordés à l’aide d’échantillons de cerveau fixes, peuvent être examinés à l’aide de cette méthode. En utilisant l’électroporation in utero, l’expression et les vecteurs knockdown/knock-out peuvent être facilement transférés en concomitance avec des vecteurs protéiques fluorescents, ce qui nous permet de mener des études de gain et de perte de fonction de gènes spécifiques.
Ce protocole a introduit une méthode d’observation en accéléré des cellules dérivées de la VZ palléale (corticale). Pour marquer les cellules migratrices de la VZ, nous avons utilisé l’électroporation in utero, dans laquelle les cellules individuelles ont été clairement marquées avec un rapport signal/bruit plus élevé que dans le marquage par vecteur viral. En utilisant l’électroporation in utero, tout type de vecteur dans n’importe quelle combinaison peut être facilement introdu…
The authors have nothing to disclose.
Tα1 promoteur est un don de P. Barker et F.D. Miller. Le promoteur Dcx est un cadeau de Q. Lu. hGFAP-Cre était un cadeau d’Albee Messing. Le système de vecteurs transposons PiggyBac a été fourni par l’Institut Sanger. Les souris Flt1-DsRed ont été fournies par M. Ema (Université de Shiga). Ce travail a été soutenu par JSPS KAKENHI (subvention numéro JP21K07309 à H. Tabata, JP20H05688 et JP22K19365 à K. Nakajima) et la Takeda Science Foundation, le Keio Gijuku Fukuzawa Memorial Fund for the Advancement of Education and Research, le Keio Gijuku Academic Development Funds à K. Nakajima.
Aspirator tube assembly | Drummond | 2-040-000 | |
Atipamezole (5 mg/mL) | Meiji | Mepatia | |
Autoclip | Becton Dickinson | 427630 | 9 mm |
B27 supplement | Gibco | 17504-044 | |
Butorphanol (5 mg/mL) | Meiji | Vetorphale | |
Cell culture insert | Millipore | PICM ORG 50 | |
Confocal microscope | Nikon | A1RHD25 | Equipped with a long working distance lens (S Plan Fluor ELWD 20XC) |
Cryomold | Tissue-Tek | 4566 | |
Culture chamber | Tokken | TK-NBCMP | Custom-made |
Electroporator | NEPA Gene | NEPA21 | |
Fast Green | Sigma-Aldrich | F7258 | |
Gas mixer | Tokken | TK-MIGM01-02 | |
Glass base dish | Iwaki | 3910-035 | Diameter of glass base is 27 mm |
Glass capillaries | Narishige | GD-1 | |
HBS (2x) | Sigma-Aldrich | 51558 | |
HBSS(-) | Wako | 084-08345 | |
Heater Unit | Tokken | TK-0003HU20 | Custom-made, including hood and heater |
hGFAP-Cre | Addgene | #40591 | A gift from Albee Messing |
ImageJ | https://imagej.net/ij/ | ||
L-glutamine (200 mM) | Gibco | 25030 | |
Low melting temperature agarose | Lonza | 50100 | |
Medetomidine (1 mg/mL) | Meiji | Medetomin | |
Microinjector | Narishige | IM-300 | |
Midazolam (5 mg/mL) | Sandoz | Midazolam | |
MTrackJ | https://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/ | ||
Neurobasal medium | Gibco | 21103-049 | |
pCAG-hyPBase | The hyPBase cDNA from pCMV-hyPBase (a gift from Sanger Institute) was inserted into the downstream of the CAG promoter of pCAGGS (a gift from J. Miyazaki). | ||
pDcx-Dre | The Dcx promoter from Dcx4kbEGFP70 (a gift from Q. Lu) was exchanged with CAG promoter of pCAG-NLS-HA-Dre34 (a gift from Pawel Pelczar, Addgene #51272). | ||
Penicillin + Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
Plasmid purification kit | Invitrogen | PureLink HiPure plasmid midiprep kit (K210005) | |
pPB-CAG-LNL-RFP | CAG-LNL cassette from pCALNL-DsRed (a gift from Connie Cepko, Addgene #13769), and TurboRFP cDNA (Evrogen, FP232) were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). | ||
pPB-CAG-rDIO-EGFP | The sequence containning synthetic rox sites, synthetic DIO cassette, and EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) in reverse direction were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). The sequence is provided in the Supplementary File. | ||
Puller | Narishige | PN-31 | |
StackRed | a plugin for ImageJ | http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/ | |
Suture needle | Nazme | C-24-521-R No.1 | 1/2 circle, length 14 mm |
Suture thread | Nazme | C-23-B2 | Silk, size 5-0 |
Timed pregnant ICR (wild-type) mice | Japan SLC | ICR mouse | |
TrackMate | https://imagej.net/plugins/trackmate/index | ||
Tweezer-type electrode | BEX or NEPA Gene | CUY650P5 | |
Tα1-EGFP | EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) was inserted into the downstream of the Tα1 promoter in plasmid 253 (a gift from P. Barker and F.D.Miller) | ||
Vibrating microtome | Leica or Zeiss | Vibrating blade microtome VT1000S or Hyrax V50. |