Summary

Zeitraffer-Bildgebung von migrierenden Neuronen und glialen Vorläuferzellen in embryonalen Hirnschnitten von Mäusen

Published: March 08, 2024
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Summary

Während der Entwicklung der Großhirnrinde stammen Neuronen und Gliazellen aus der ventrikulären Zone, die den Ventrikel auskleidet, und wandern zur Gehirnoberfläche. Viele Gene sind an diesem Prozess beteiligt. Dieses Protokoll stellt die Technik für die Zeitraffer-Bildgebung von migrierenden Neuronen und glialen Vorläuferzellen vor.

Abstract

Während der Entwicklung der Großhirnrinde stammen Neuronen und Gliazellen aus der ventrikulären Zone, die den Ventrikel auskleidet, und wandern zur Gehirnoberfläche. Dieser Prozess ist entscheidend für die ordnungsgemäße Funktion des Gehirns, und seine Fehlregulation kann zu neurologischen Entwicklungsstörungen und psychiatrischen Störungen nach der Geburt führen. Tatsächlich wurde festgestellt, dass viele Gene, die für diese Krankheiten verantwortlich sind, an diesem Prozess beteiligt sind, und daher ist es wichtig zu zeigen, wie diese Mutationen die zelluläre Dynamik beeinflussen, um die Pathogenese dieser Krankheiten zu verstehen. Dieses Protokoll stellt eine Technik zur Zeitraffer-Bildgebung von migrierenden Neuronen und glialen Vorläuferzellen in Hirnschnitten vor, die aus Mausembryonen gewonnen wurden. Die Zellen werden mit fluoreszierenden Proteinen mittels In-utero-Elektroporation markiert, die die Migration einzelner Zellen aus der ventrikulären Zone mit einem hohen Signal-Rausch-Verhältnis visualisiert. Darüber hinaus ermöglicht uns dieses in vivo Gentransfersystem die einfache Durchführung von Gain-of-Function- oder Gain-of-Function-Experimenten an den gegebenen Genen durch Co-Elektroporation ihrer Expressions- oder Knockdown/Knockout-Vektoren. Mit diesem Protokoll können das Migrationsverhalten und die Migrationsgeschwindigkeit einzelner Zellen analysiert werden, Informationen, die niemals von festen Gehirnen gewonnen werden.

Introduction

Während der Entwicklung der Großhirnrinde produzieren die (apikalen) radialen Gliazellen in der pallidialen ventrikulären Zone (VZ), die den lateralen Ventrikel auskleiden, zuerst Neuronen und dann gliale Vorläuferzellen mit einer gewissen Überlappung der Periode1. Neuronen werden auch aus intermediären Vorläuferzellen oder basalen radialen Gliazellen in der an die VZ angrenzenden subventrikulären Zone (SVZ) erzeugt, die beide aus den (apikalen) radialen Gliazellen stammen 2,3. Bei Mäusen produzieren radiale Gliazellen nur Neuronen am Embryonaltag (E) 12-14, sowohl Neuronen als auch gliale Vorläuferzellen an E15-16 und gliale Vorläuferzellen ab E174. Die Hauptpopulation von Gliavorläuferzellen, die in diesen embryonalen Stadien erzeugt werden, differenziert sich bevorzugt in Astrozyten, obwohl sich einige Zellen auch in Oligodendrozyten differenzieren5. Neuronen und Astrozyten-Vorläuferzellen, die in diesen Stadien gebildet werden, wandern zur Gehirnoberfläche und gelangen in die kortikale Platte (zukünftige kortikale graue Substanz). Die neuronale Migration von der VZ zur kortikalen Platte erfolgt in mehreren Phasen. Neuronen nehmen zunächst eine multipolare Morphologie knapp über der multipolaren Zellakkumulationszone (MAZ) an, die die SVZ oder Zwischenzone überlappt, wo sie mehrere dünne Prozesse kräftig aus- und zurückziehen und langsam wandern (multipolare Migration)6,7. Nach etwa 24 Stunden verwandeln sich die Neuronen in eine bipolare Morphologie, die einen dicken Führungsfortsatz zur Gehirnoberfläche und einen dünnen Nachlauffortsatz nach hinten verlängert und linear zur Hirnoberfläche wandert, wobei ein radialer Prozess verwendet wird, der sich von der radialen Gliazelle bis zur Pialoberfläche als Gerüst erstreckt und als Lokomotionsmodusbezeichnet wird 2,8. Da Neuronen im Fortbewegungsmodus immer die äußerste Oberfläche der kortikalen Platte erreichen und ihre Vorgänger knapp unterhalb der Marginalzone durchlaufen, sind die Neuronen in der kortikalen Platte 9,10,11 geburtsdatumsabhängig von innen nach außen ausgerichtet.

Im Gegensatz dazu wandern Astrozyten-Vorläuferzellen schnell in die Zwischenzone und die kortikale Platte, mit häufigen Richtungswechseln. Dieses Migrationsverhalten unterscheidet sich grundlegend von der neuronalen Migration und wird als unregelmäßige Migrationbezeichnet 5. Astrozyten-Vorläuferzellen wandern auch entlang der Blutgefäße, in einem Prozess, der als blutgefäßgesteuerte Migration bezeichnet wird. Astrozyten-Vorläuferzellen wechseln zwischen diesen Migrationsmodi und erreichen die kortikale Platte 5,12. Obwohl die Positionierung von Astrozyten nicht streng durch ihr Entstehungsdatum bestimmt ist, wurde eine leichte Tendenz bei frühgeborenen Astrozyten beobachtet, sich im oberflächlichen Teil der kortikalen Platteanzusiedeln 5. Interessanterweise werden Astrozyten, die sich in der kortikalen Platte ansiedeln, in embryonalen Stadien erzeugt und differenzieren sich schließlich zu protoplasmatischen Astrozyten, während postnatal erzeugte Astrozyten nicht aktiv wandern, in der weißen Substanz verbleiben und sich in fibröse Astrozyten differenzieren5. Wie diese stadienabhängige Spezifizierung astrozytärer Subtypen zustande kommt, bleibt unklar.

Eine wachsende Anzahl von Genen, die an der neuronalen Migration beteiligt sind, wurde identifiziert, einschließlich solcher, die an neurologischen Entwicklungsstörungen und psychiatrischen Störungen beteiligt sind13,14. Daher ist es wichtig, die Auswirkungen von Mutationen in diesen Genen auf das Verhalten migrierender Neuronen aufzuklären. Wie bereits erwähnt, verläuft die neuronale Migration in mehreren Phasen. Zeitrafferbeobachtungen können direkt bestimmen, welche Phase hauptsächlich betroffen ist (Zellzyklusaustritt, multipolar-bipolarer Übergang, Migrationsgeschwindigkeit der Fortbewegung, etc.). Die molekularen Mechanismen, die der Spezifizierung, Migration und Positionierung von Astrozyten zugrunde liegen, sind jedoch weitgehend unbekannt. Angesichts der Tatsache, dass Astrozyten eine entscheidende Rolle bei der Synaptogenese15 und der Bildung der Blut-Hirn-Schranke während der Gehirnentwicklung spielen16, können Entwicklungsdefekte in Astrozyten zu neurologischen Entwicklungsstörungen führen. Zeitrafferstudien an Astrozyten-Vorläuferzellen können diese molekularen Mechanismen und ihre Beziehung zu psychischen Erkrankungen klären.

Dieses Protokoll bietet eine Methode zur Zeitrafferbeobachtung von kortikalen VZ-abgeleiteten Zellen. Ein ähnliches Videoprotokoll zur Beobachtung der neuronalen Migration wurde bereits veröffentlicht17. Hier beschreiben wir die Methode sowohl für die Migration von Neuronen als auch für Astrozyten-Vorläuferzellen. Um diese Zellen mit fluoreszierenden Proteinen, wie z. B. grün und rot fluoreszierenden Proteinen (GFP und RFP), zu markieren, werden Plasmidgemische, die geeignete Komponenten enthalten, durch In-utero-Elektroporation in den entsprechenden Stadien 18,19,20,21 in die kortikale VZ eingebracht. Die manipulierten Embryonen werden in den gewünschten Stadien entnommen, die Gehirne werden in Scheiben geschnitten und für Zeitrafferbeobachtungen mit einem Laser-Scanning-Mikroskop verwendet. Die Migrationsgeschwindigkeit, -richtung und andere Verhaltensweisen, die niemals mit festen Gehirnproben behandelt werden, können mit dieser Methode untersucht werden. Durch die Verwendung von In-utero-Elektroporation können Expressions- und Knockdown-/Knockout-Vektoren leicht gleichzeitig mit fluoreszierenden Proteinvektoren übertragen werden, was es uns ermöglicht, Funktionsgewinn- und Funktionsverluststudien spezifischer Gene durchzuführen.

Protocol

Die vorliegende Studie wurde mit Genehmigung und gemäß den Richtlinien des Animal Care and Use Committee des Institute for Developmental Research, des Aichi Developmental Disability Center (#2019-013) und der Keio University (A2021-030) durchgeführt. Zeitlich trächtige ICR-Mäuse (Wildtyp) wurden kommerziell gewonnen (siehe Materialtabelle). Um den Zusammenhang zwischen wandernden Zellen und Blutgefäßen zu beobachten, wurden Flt1-DsRed-Mäuse verwendet, bei denen die Endothelzellen DsRed<sup class…

Representative Results

Radiale Gliazellen in der pallialen VZ produzieren nur Neuronen bis E14 und sowohl Neuronen als auch Gliazellen bei E15 und E16. Um das Migrationsverhalten von Neuronen und Gliazellen gleichzeitig zu beobachten, haben wir sie mit verstärktem GFP (EGFP) bzw. RFP markiert, indem wir einen neuronenspezifischen Promotor, den Tα1-Promotor27, und den humanen humanen sauren Gliafibrillenprotein (hGFAP)-Promotor28 verwendeten, der bevorzugt in Astrozyten aktiviert wird. …

Discussion

Mit diesem Protokoll wurde eine Methode zur Zeitrafferbeobachtung von Zellen eingeführt, die von der pallialen (kortikalen) VZ abstammen. Um die migrierenden Zellen aus der VZ zu markieren, verwendeten wir die in utero-Elektroporation, bei der einzelne Zellen eindeutig mit einem höheren Signal-Rausch-Verhältnis markiert wurden als bei der viralen Vektor-vermittelten Markierung. Mit Hilfe der In-utero-Elektroporation kann jede Art von Vektor in beliebiger Kombination leicht in die radialen Gliazellen …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Tα1 Promoter ist ein Geschenk von P. Barker und F.D. Miller. Der Dcx-Promoter ist ein Geschenk von Q. Lu. hGFAP-Cre war ein Geschenk von Albee Messing. Das PiggyBac-Transposon-Vektorsystem wurde vom Sanger Institute zur Verfügung gestellt. Flt1-DsRed-Mäuse wurden von M. Ema (Shiga University) zur Verfügung gestellt. Diese Arbeit wurde unterstützt von JSPS KAKENHI (Fördernummer JP21K07309 an H. Tabata, JP20H05688 und JP22K19365 an K. Nakajima) und der Takeda Science Foundation, dem Keio Gijuku Fukuzawa Memorial Fund for the Advancement of Education and Research, dem Keio Gijuku Academic Development Funds für K. Nakajima.

Materials

Aspirator tube assembly Drummond 2-040-000
Atipamezole (5 mg/mL) Meiji Mepatia
Autoclip Becton Dickinson 427630 9 mm
B27 supplement Gibco 17504-044
Butorphanol (5 mg/mL) Meiji Vetorphale
Cell culture insert Millipore PICM ORG 50
Confocal microscope Nikon A1RHD25 Equipped with a long working distance lens (S Plan Fluor ELWD 20XC)
Cryomold Tissue-Tek 4566
Culture chamber Tokken TK-NBCMP Custom-made
Electroporator NEPA Gene NEPA21
Fast Green Sigma-Aldrich F7258
Gas mixer Tokken TK-MIGM01-02
Glass base dish Iwaki 3910-035 Diameter of glass base is 27 mm
Glass capillaries Narishige GD-1
HBS (2x) Sigma-Aldrich 51558
HBSS(-) Wako 084-08345
Heater Unit Tokken TK-0003HU20 Custom-made, including hood and heater
hGFAP-Cre Addgene #40591 A gift from Albee Messing
ImageJ https://imagej.net/ij/
L-glutamine (200 mM) Gibco 25030
Low melting temperature agarose Lonza 50100
Medetomidine (1 mg/mL) Meiji Medetomin
Microinjector Narishige IM-300
Midazolam (5 mg/mL) Sandoz Midazolam
MTrackJ https://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/
Neurobasal medium Gibco 21103-049
pCAG-hyPBase The hyPBase cDNA from pCMV-hyPBase (a gift from Sanger Institute) was inserted into the downstream of the CAG promoter of pCAGGS (a gift from J. Miyazaki).
pDcx-Dre The Dcx promoter from Dcx4kbEGFP70 (a gift from Q. Lu) was exchanged with CAG promoter of pCAG-NLS-HA-Dre34 (a gift from Pawel Pelczar, Addgene #51272).
Penicillin + Streptomycin Gibco 15140122
Plasmid purification kit Invitrogen PureLink HiPure plasmid midiprep kit (K210005)
pPB-CAG-LNL-RFP CAG-LNL cassette from pCALNL-DsRed (a gift from Connie Cepko, Addgene #13769), and TurboRFP cDNA (Evrogen, FP232) were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute).
pPB-CAG-rDIO-EGFP The sequence containning synthetic rox sites, synthetic DIO cassette, and EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) in reverse direction  were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). The sequence is provided in the Supplementary File.
Puller Narishige PN-31
StackRed a plugin for ImageJ http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/
Suture needle Nazme C-24-521-R No.1 1/2 circle, length 14 mm
Suture thread Nazme C-23-B2 Silk, size 5-0
Timed pregnant ICR (wild-type) mice Japan SLC ICR mouse
TrackMate https://imagej.net/plugins/trackmate/index
Tweezer-type electrode BEX or NEPA Gene CUY650P5 
Tα1-EGFP EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) was inserted into the downstream of the Tα1 promoter in plasmid 253 (a gift from P. Barker and F.D.Miller)
Vibrating microtome Leica or Zeiss Vibrating blade microtome VT1000S or Hyrax V50.

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Tabata, H., Nagata, K., Nakajima, K. Time-Lapse Imaging of Migrating Neurons and Glial Progenitors in Embryonic Mouse Brain Slices. J. Vis. Exp. (205), e66631, doi:10.3791/66631 (2024).

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