Summary

Imagem de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais em fatias de cérebro de camundongo embrionário

Published: March 08, 2024
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Summary

Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, os neurônios e as células gliais se originam na zona ventricular que reveste o ventrículo e migram em direção à superfície do cérebro. Muitos genes estão envolvidos neste processo. Este protocolo apresenta a técnica para a imagem de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais.

Abstract

Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, os neurônios e as células gliais se originam na zona ventricular que reveste o ventrículo e migram em direção à superfície do cérebro. Esse processo é crucial para o funcionamento adequado do cérebro, e sua desregulação pode resultar em distúrbios do neurodesenvolvimento e psiquiátricos após o nascimento. De fato, muitos genes responsáveis por essas doenças estão envolvidos nesse processo e, portanto, revelar como essas mutações afetam a dinâmica celular é importante para entender a patogênese dessas doenças. Este protocolo introduz uma técnica para imagens de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais em fatias de cérebro obtidas de embriões de camundongos. As células são marcadas com proteínas fluorescentes usando eletroporação in utero , que visualiza células individuais migrando da zona ventricular com uma alta relação sinal-ruído. Além disso, este sistema de transferência de genes in vivo nos permite realizar facilmente experimentos de ganho de função ou perda de função nos genes dados por co-eletroporação de sua expressão ou vetores de knockdown/knockout. Usando este protocolo, o comportamento migratório e a velocidade de migração de células individuais, informações que nunca são obtidas de cérebros fixos, podem ser analisados.

Introduction

Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, a glia radial (apical) na zona ventricular palial (VZ) que reveste o ventrículo lateral produz primeiro neurônios e depois progenitores gliais com algum período de sobreposição1. Os neurônios também são gerados a partir de progenitores intermediários ou glia radial basal na zona subventricular (SVZ) adjacente à VZ, ambas originadas da glia radial (apical) 2,3. Em camundongos, as células gliais radiais produzem apenas neurônios no dia embrionário (E) 12-14, neurônios e progenitores gliais em E15-16 e progenitores gliais de E17 em diante4. A maior população de progenitores gliais gerada durante esses estágios embrionários se diferencia preferencialmente em astrócitos, embora algumas células também se diferenciem em oligodendrócitos5. Neurônios e progenitores de astrócitos gerados nesses estágios migram em direção à superfície do cérebro e entram na placa cortical (futura substância cinzenta cortical). A migração neuronal da VZ para a placa cortical ocorre em várias fases. Os neurônios adotam primeiro uma morfologia multipolar logo acima da zona de acumulação celular multipolar (MAZ), sobrepondo-se à SVZ ou zona intermediária, onde se estendem e retraem vigorosamente vários processos finos e migram lentamente (migração multipolar) 6 , 7 . Após aproximadamente 24 h, os neurônios se transformam em uma morfologia bipolar, estendendo um processo principal espesso em direção à superfície do cérebro e um processo de rastreamento fino para trás, e migram linearmente em direção à superfície do cérebro usando um processo radial que se estende da glia radial à superfície pial como um andaime, que é chamado de modo de locomoção 2,8. Como os neurônios em modo de locomoção sempre atingem a superfície mais externa da placa cortical, passando por seus predecessores logo abaixo da zona marginal, os neurônios são alinhados de dentro para fora dependentes da data de nascimento na placa cortical 9,10,11.

Em contraste, os progenitores dos astrócitos migram rapidamente para a zona intermediária e a placa cortical, com frequentes mudanças direcionais. Esse comportamento migratório é completamente diferente da migração neuronal e é chamado de migração errática5. Os progenitores dos astrócitos também migram ao longo dos vasos sanguíneos em um processo chamado migração guiada pelos vasos sanguíneos. Os progenitores dos astrócitos alternam entre esses modos de migração e atingem a placa cortical 5,12. Embora o posicionamento dos astrócitos não seja estritamente determinado pela data de produção, foi observada uma tendência leve de os astrócitos nascidos precocemente se estabelecerem na parte superficial da placa cortical5. Curiosamente, os astrócitos que se instalam na placa cortical são gerados em estágios embrionários e eventualmente se diferenciam em astrócitos protoplasmáticos, enquanto os astrócitos gerados no pós-natal não migram ativamente, permanecem na substância branca e se diferenciam em astrócitos fibrosos5. Como essa especificação dependente do estágio dos subtipos astrocíticos ocorre ainda não está claro.

Um número crescente de genes envolvidos na migração neuronal foi identificado, incluindo aqueles envolvidos em distúrbios do neurodesenvolvimento e psiquiátricos13,14. Portanto, é crucial elucidar os efeitos de mutações nesses genes sobre o comportamento dos neurônios migratórios. Como mencionado anteriormente, a migração neuronal ocorre em várias fases. As observações de lapso de tempo podem determinar diretamente a fase mais afetada (saída do ciclo celular, transição multipolar-bipolar, velocidade de migração da locomoção, etc.). No entanto, os mecanismos moleculares subjacentes à especificação, migração e posicionamento dos astrócitos permanecem amplamente desconhecidos. Dado que os astrócitos desempenham papéis cruciais na sinaptogênese15 e na formação da barreira hematoencefálica durante o desenvolvimento do cérebro16, os defeitos de desenvolvimento nos astrócitos podem resultar em distúrbios do neurodesenvolvimento. Estudos de lapso de tempo em progenitores de astrócitos podem esclarecer esses mecanismos moleculares e sua relação com doenças mentais.

Este protocolo fornece um método para observação de lapso de tempo de células corticais derivadas de VZ. Um protocolo de vídeo semelhante para a observação da migração neuronal já foi publicado17. Aqui, descrevemos o método para neurônios migratórios e progenitores de astrócitos. Para marcar essas células com proteínas fluorescentes, como proteínas fluorescentes verdes e vermelhas (GFP e RFP), misturas de plasmídeos contendo componentes apropriados são introduzidas na VZ cortical por eletroporação in utero em estágios apropriados 18,19,20,21. Os embriões manipulados são removidos nos estágios desejados e os cérebros são fatiados e usados para observações de lapso de tempo usando um microscópio de varredura a laser. A velocidade de migração, direção e outros comportamentos, que nunca são abordados usando amostras cerebrais fixas, podem ser examinados usando este método. Usando eletroporação in utero, expressão e vetores knockdown/knockout podem ser facilmente transferidos concomitantemente com vetores de proteínas fluorescentes, permitindo-nos realizar estudos de ganho de função e perda de função de genes específicos.

Protocol

O presente estudo foi realizado com a aprovação e seguindo as diretrizes do Comitê de Cuidados e Uso de Animais do Instituto de Pesquisa do Desenvolvimento, Centro de Deficiência do Desenvolvimento de Aichi (# 2019-013) e Universidade de Keio (A2021-030). Camundongos ICR (tipo selvagem) prenhes cronometrados foram obtidos comercialmente (ver Tabela de Materiais). Para observar a relação entre células migratórias e vasos sanguíneos, foram utilizados camundongos Flt1-DsRed, nos quais as células …

Representative Results

As células gliais radiais na VZ palial produzem apenas neurônios até E14, e neurônios e células gliais em E15 e E16. Para observar os comportamentos migratórios de neurônios e células gliais simultaneamente, nós os rotulamos com GFP aprimorado (EGFP) e RFP, respectivamente, usando um promotor específico de neurônio, o promotor Tα127 e o promotor da proteína ácida fibrilar glial humana (hGFAP)28, que é preferencialmente ativado em astrócitos. Os prog…

Discussion

Este protocolo introduziu um método para a observação de lapso de tempo de células derivadas do VZ palial (cortical). Para rotular as células migratórias do VZ, usamos a eletroporação no útero, na qual as células individuais foram claramente marcadas com uma relação sinal-ruído mais alta do que na marcação mediada por vetor viral. Usando a eletroporação in utero, qualquer tipo de vetor em qualquer combinação pode ser facilmente introduzido nas células gliais radiais (células-tronco …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O promotorT α1 é um presente de P. Barker e F.D. Miller. O promotor Dcx é um presente de Q. Lu. hGFAP-Cre foi um presente de Albee Messing. O sistema vetorial de transposon PiggyBac foi fornecido pelo Instituto Sanger. Os camundongos Flt1-DsRed foram fornecidos por M. Ema (Universidade de Shiga). Este trabalho foi apoiado pela JSPS KAKENHI (Grant Number JP21K07309 para H. Tabata, JP20H05688 e JP22K19365 para K. Nakajima) e Takeda Science Foundation, Keio Gijuku Fukuzawa Memorial Fund for the Advancement of Education and Research, Keio Gijuku Academic Development Funds para K. Nakajima.

Materials

Aspirator tube assembly Drummond 2-040-000
Atipamezole (5 mg/mL) Meiji Mepatia
Autoclip Becton Dickinson 427630 9 mm
B27 supplement Gibco 17504-044
Butorphanol (5 mg/mL) Meiji Vetorphale
Cell culture insert Millipore PICM ORG 50
Confocal microscope Nikon A1RHD25 Equipped with a long working distance lens (S Plan Fluor ELWD 20XC)
Cryomold Tissue-Tek 4566
Culture chamber Tokken TK-NBCMP Custom-made
Electroporator NEPA Gene NEPA21
Fast Green Sigma-Aldrich F7258
Gas mixer Tokken TK-MIGM01-02
Glass base dish Iwaki 3910-035 Diameter of glass base is 27 mm
Glass capillaries Narishige GD-1
HBS (2x) Sigma-Aldrich 51558
HBSS(-) Wako 084-08345
Heater Unit Tokken TK-0003HU20 Custom-made, including hood and heater
hGFAP-Cre Addgene #40591 A gift from Albee Messing
ImageJ https://imagej.net/ij/
L-glutamine (200 mM) Gibco 25030
Low melting temperature agarose Lonza 50100
Medetomidine (1 mg/mL) Meiji Medetomin
Microinjector Narishige IM-300
Midazolam (5 mg/mL) Sandoz Midazolam
MTrackJ https://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/
Neurobasal medium Gibco 21103-049
pCAG-hyPBase The hyPBase cDNA from pCMV-hyPBase (a gift from Sanger Institute) was inserted into the downstream of the CAG promoter of pCAGGS (a gift from J. Miyazaki).
pDcx-Dre The Dcx promoter from Dcx4kbEGFP70 (a gift from Q. Lu) was exchanged with CAG promoter of pCAG-NLS-HA-Dre34 (a gift from Pawel Pelczar, Addgene #51272).
Penicillin + Streptomycin Gibco 15140122
Plasmid purification kit Invitrogen PureLink HiPure plasmid midiprep kit (K210005)
pPB-CAG-LNL-RFP CAG-LNL cassette from pCALNL-DsRed (a gift from Connie Cepko, Addgene #13769), and TurboRFP cDNA (Evrogen, FP232) were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute).
pPB-CAG-rDIO-EGFP The sequence containning synthetic rox sites, synthetic DIO cassette, and EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) in reverse direction  were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). The sequence is provided in the Supplementary File.
Puller Narishige PN-31
StackRed a plugin for ImageJ http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/
Suture needle Nazme C-24-521-R No.1 1/2 circle, length 14 mm
Suture thread Nazme C-23-B2 Silk, size 5-0
Timed pregnant ICR (wild-type) mice Japan SLC ICR mouse
TrackMate https://imagej.net/plugins/trackmate/index
Tweezer-type electrode BEX or NEPA Gene CUY650P5 
Tα1-EGFP EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) was inserted into the downstream of the Tα1 promoter in plasmid 253 (a gift from P. Barker and F.D.Miller)
Vibrating microtome Leica or Zeiss Vibrating blade microtome VT1000S or Hyrax V50.

References

  1. Kriegstein, A., Alvarez-Buylla, A. The glial nature of embryonic and adult neural stem cells. Annu Rev Neurosci. 32 (1), 149-184 (2009).
  2. Noctor, S. C., Martínez-Cerdeño, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases. Nat Neurosci. 7 (2), 136-144 (2004).
  3. Haubensak, W., Attardo, A., Denk, W., Huttner, W. B. Neurons arise in the basal neuroepithelium of the early mammalian telencephalon: A major site of neurogenesis. P Natl Acad Sci USA. 101 (9), 3196-3201 (2004).
  4. Yoshida, A., Yamaguchi, Y., Nonomura, K., Kawakami, K., Takahashi, Y., Miura, M. Simultaneous expression of different transgenes in neurons and glia by combining in utero electroporation with the Tol2 transposon-mediated gene transfer system. Genes Cells. 15 (5), 501-512 (2010).
  5. Tabata, H., et al. Erratic and blood vessel-guided migration of astrocyte progenitors in the cerebral cortex. Nat Commun. 13 (1), 6571 (2022).
  6. Tabata, H., Nakajima, K. Multipolar Migration: The third mode of radial neuronal migration in the developing cerebral cortex. J Neurosci. 23 (31), 9996-10001 (2003).
  7. Tabata, H., Kanatani, S., Nakajima, K. Differences of migratory behavior between direct progeny of apical progenitors and basal progenitors in the developing cerebral cortex. Cereb Cortex. 19 (9), 2092-2105 (2009).
  8. Rakic, P. Mode of cell migration to the superficial layers of fetal monkey neocortex. J Comp Neurol. 145 (1), 61-83 (1972).
  9. Sekine, K., Honda, T., Kawauchi, T., Kubo, K., Nakajima, K. The outermost region of the developing cortical plate is crucial for both the switch of the radial migration mode and the Dab1-dependent "inside-out" lamination in the neocortex. J Neurosci. 31 (25), 9426-9439 (2011).
  10. Shin, M., et al. Both excitatory and inhibitory neurons transiently form clusters at the outermost region of the developing mammalian cerebral neocortex. J Comp Neurol. 527 (10), 1577-1597 (2019).
  11. Sekine, K., et al. Reelin controls neuronal positioning by promoting cell-matrix adhesion via inside-out activation of integrin α5β1. Neuron. 76 (2), 353-369 (2012).
  12. Morimoto, K., Tabata, H., Takahashi, R., Nakajima, K. Interactions between neural cells and blood vessels in central nervous system development. BioEssays. 230091, (2023).
  13. Tabata, H., Nagata, K. Decoding the molecular mechanisms of neuronal migration using in utero electroporation. Med Mol Morphol. 49 (2), 63-75 (2016).
  14. Ishii, K., Kubo, K., Nakajima, K. Reelin and neuropsychiatric disorders. Front Cell Neurosci. 10, 229 (2016).
  15. Bosworth, A. P., Allen, N. J. The diverse actions of astrocytes during synaptic development. Curr Opin Neurobiol. 47, 38-43 (2017).
  16. Tabata, H. Crosstalk between blood vessels and glia during the central nervous system development. Life. 12 (11), 1761 (2022).
  17. Wiegreffe, C., Feldmann, S., Gaessler, S., Britsch, S. Time-lapse confocal imaging of migrating neurons in organotypic slice culture of embryonic mouse brain using in utero electroporation. J Vis Exp. (125), e55886 (2017).
  18. Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient Gene Transfer into the Embryonic Mouse Brain Using in Vivo Electroporation. Dev Biol. 240 (1), 237-246 (2001).
  19. Tabata, H., Nakajima, K. Labeling embryonic mouse central nervous system cells by in utero electroporation. Dev Growth Differ. 50 (6), 507-511 (2008).
  20. Tabata, H., Nakajima, K. Efficient in utero gene transfer system to the developing mouse brain using electroporation: visualization of neuronal migration in the developing cortex. Neuroscience. 103 (4), 865-872 (2001).
  21. Fukuchi-Shimogori, T. Neocortex patterning by the secreted signaling molecule FGF8. Science. 294 (5544), 1071-1074 (2001).
  22. Matsumoto, K., et al. Study of normal and pathological blood vessel morphogenesis in Flt1-tdsRed BAC Tg mice. Genesis. 50 (7), 561-571 (2012).
  23. Kawai, S., Takagi, Y., Kaneko, S., Kurosawa, T. Effect of three types of mixed anesthetic agents alternate to ketamine in mice. Exp Anim. 60 (5), 481-487 (2011).
  24. Meijering, E., Dzyubachyk, O., Smal, I. Methods for cell and particle tracking. Methods Enzymol. 504, 183-200 (2012).
  25. Ershov, D., et al. TrackMate 7: Integrating state-of-the-art segmentation algorithms into tracking pipelines. Nat Methods. 19 (7), 829-832 (2022).
  26. Tinevez, J. -. Y., et al. TrackMate: An open and extensible platform for single-particle tracking. Methods. 115, 80-90 (2017).
  27. Gloster, A., et al. The T alpha 1 alpha-tubulin promoter specifies gene expression as a function of neuronal growth and regeneration in transgenic mice. J Neurosci. 14 (12), 7319-7330 (1994).
  28. Zhuo, L., et al. hGFAP-cre transgenic mice for manipulation of glial and neuronal function in vivo. Genesis. 31 (2), 85-94 (2001).
  29. Yusa, K., Zhou, L., Li, M. A., Bradley, A., Craig, N. L. A hyperactive piggyBac transposase for mammalian applications. P Natl Acad Sci USA. 108 (4), 1531-1536 (2011).
  30. Chen, F., LoTurco, J. A method for stable transgenesis of radial glia lineage in rat neocortex by piggyBac mediated transposition. J Neurosci Meth. 207 (2), 172-180 (2012).
  31. Wang, X., Qiu, R., Tsark, W., Lu, Q. Rapid promoter analysis in developing mouse brain and genetic labeling of young neurons by doublecortin-DsRed-express. J Neurosci Res. 85 (16), 3567-3573 (2007).
  32. Sauer, B. DNA recombination with a heterospecific Cre homolog identified from comparison of the pac-c1 regions of P1-related phages. Nucleic Acids Res. 32 (20), 6086-6095 (2004).
  33. Hermann, M., et al. Binary recombinase systems for high-resolution conditional mutagenesis. Nucleic Acids Res. 42 (6), 3894-3907 (2014).
  34. Kanatani, S., et al. The COUP-TFII/Neuropilin-2 is a molecular switch steering diencephalon-derived GABAergic neurons in the developing mouse brain. P Natl Acad Sci USA. 112 (36), E4985-E4994 (2015).
  35. Yozu, M., Tabata, H., Nakajima, K. The caudal migratory stream: A novel migratory stream of interneurons derived from the caudal ganglionic eminence in the developing mouse forebrain. J Neurosci. 25 (31), 7268-7277 (2005).
  36. Kanatani, S., Yozu, M., Tabata, H., Nakajima, K. COUP-TFII is preferentially expressed in the caudal ganglionic eminence and is involved in the caudal migratory stream. J Neurosci. 28 (50), 13582-13591 (2008).
  37. Kitazawa, A., et al. Hippocampal pyramidal neurons switch from a multipolar migration mode to a novel "climbing" migration mode during development. J Neurosci. 34 (4), 1115-1126 (2014).

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Tabata, H., Nagata, K., Nakajima, K. Time-Lapse Imaging of Migrating Neurons and Glial Progenitors in Embryonic Mouse Brain Slices. J. Vis. Exp. (205), e66631, doi:10.3791/66631 (2024).

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