Nous présentons ici un protocole pour visualiser le transport des monocarboxylates, du glucose et de l’ATP dans les cellules gliales et les neurones à l’aide de capteurs basés sur le transfert d’énergie par résonance de Förster génétiquement codés dans une préparation cérébrale ex-vivo de larves de drosophile .
Les besoins énergétiques élevés du cerveau dus à l’activité électrique sont l’une de leurs caractéristiques les plus distinctives. Ces besoins sont satisfaits par la production d’ATP à partir du glucose et de ses métabolites, tels que les monocarboxylates lactate et pyruvate. On ne sait toujours pas comment ce processus est réglementé ni qui en sont les principaux acteurs, en particulier chez la drosophile.
En utilisant des capteurs basés sur le transfert d’énergie par résonance de Förster génétiquement codés, nous présentons une méthode simple pour mesurer le transport des monocarboxylates et du glucose dans les cellules gliales et les neurones dans une préparation ex-vivo du cerveau larvaire de la drosophile . Le protocole décrit comment disséquer et coller un cerveau larvaire exprimant l’un des capteurs à une lamelle en verre.
Nous présentons les résultats d’une expérience complète dans laquelle le transport du lactate a été mesuré dans le cerveau des larves en neutralisant des transporteurs de monocarboxylate précédemment identifiés dans les cellules gliales. De plus, nous démontrons comment augmenter rapidement l’activité neuronale et suivre les changements de métabolites dans le cerveau actif. La méthode décrite, qui fournit toutes les informations nécessaires, peut être utilisée pour analyser d’autres tissus vivants de la drosophile .
Le cerveau a des besoins énergétiques élevés en raison du coût élevé de la restauration des gradients ioniques dans les neurones causés par la génération et la transmission du signal électrique neuronal, ainsi que par la transmission synaptique 1,2. On a longtemps pensé que cette forte demande énergétique était satisfaite par l’oxydation continue du glucose pour produire de l’ATP3. Des transporteurs spécifiques à la barrière hémato-encéphalique transfèrent le glucose dans le sang vers le cerveau. Des niveaux glycémiques constants garantissent que le cerveau reçoit un apport constant de glucose4. Il est intéressant de noter que de plus en plus de preuves expérimentales suggèrent que les molécules dérivées du métabolisme du glucose, telles que le lactate et le pyruvate, jouent un rôle important dans la production d’énergie des cellules cérébrales 5,6. Cependant, il y a encore un débat sur l’importance de ces molécules pour la production d’énergie et sur les cellules du cerveau qui les produisent ou les utilisent 7,8. Le manque d’outils moléculaires appropriés avec la haute résolution temporelle et spatiale requise pour cette tâche est un problème important qui a empêché cette controverse d’être complètement résolue.
Le développement et l’application de plusieurs capteurs métaboliques fluorescents ont permis d’améliorer considérablement notre compréhension de l’endroit et de la manière dont les métabolites sont produits et utilisés, ainsi que de la façon dont les flux métaboliques se produisent pendant l’activité neuronale basale et élevée9. Des capteurs métaboliques génétiquement codés basés sur la microscopie à transfert d’énergie par résonance de Förster (FRET), tels que ATeam (ATP), FLII12Pglu700μδ6 (glucose), Laconic (lactate) et Pyronic (pyruvate), ont contribué à notre compréhension du métabolisme énergétique cérébral 10,11,12,13. Cependant, en raison des coûts élevés et de l’équipement sophistiqué requis pour mener des expériences sur des animaux vivants ou des tissus, les résultats des modèles de vertébrés sont encore principalement limités aux cultures cellulaires (cellules gliales et neurones).
L’utilisation émergente du modèle de la drosophile pour exprimer ces capteurs a révélé que les caractéristiques métaboliques clés sont conservées à travers les espèces et que leur fonction peut être facilement traitée avec cet outil. Plus important encore, le modèle de la drosophile a mis en lumière la façon dont le glucose et le lactate/pyruvate sont transportés et métabolisés dans le cerveau de la mouche, le lien entre la consommation de monocarboxylate et la formation de la mémoire, et la démonstration remarquable de la façon dont les augmentations de l’activité neuronale et du flux métabolique se chevauchent 14,15,16,17. La méthode présentée ici pour mesurer les niveaux de monocarboxylate, de glucose et d’ATP à l’aide de capteurs FRET génétiquement codés exprimés dans le cerveau larvaire permet aux chercheurs d’en savoir plus sur la façon dont le cerveau de la drosophile utilise l’énergie, qui peut être appliquée au cerveau d’autres animaux.
Nous montrons que cette méthode est efficace pour détecter le lactate et le glucose dans les cellules gliales et les neurones, et qu’un transporteur de monocarboxylate (Chaski) est impliqué dans l’importation du lactate dans les cellules gliales. Nous démontrons également une méthode simple pour étudier les changements de métabolites lors d’une activité neuronale accrue, qui peut être facilement induite par l’application d’un antagoniste du récepteur GABAA . Enfin, nous montrons que cette méthodologie peut être utilisée pour mesurer le transport du monocarboxylate et du glucose dans d’autres tissus métaboliquement significatifs, tels que les corps adipeux.
L’utilisation du modèle de la drosophile pour l’étude du métabolisme cérébral est relativement nouvelle26, et il a été démontré qu’il partage plus de caractéristiques que prévu avec le métabolisme des mammifères, qui a été principalement étudié in vitro dans des cultures de neurones primaires ou des tranches de cerveau. La drosophile excelle dans les expériences in vivo grâce à la batterie d’outils génétiques et de capteurs généti…
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions tous les membres du Sierralta Lab. Ce travail a été soutenu par FONDECYT-Iniciación 11200477 (à AGG) et FONDECYT Regular 1210586 (à JS). UAS-FLII12Pglu700μδ6 (capteur de glucose) a été gracieusement offert par Pierre-Yves Plaçais et Thomas Préat, CNRS-Paris.
Agarose | Sigma | A9539 | |
CaCl2 | Sigma | C3881 | |
CCD Camera ORCA-R2 | Hamamatsu | – | |
Cell-R Software | Olympus | – | |
CG-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 7011 | Fat body driver |
Dumont # 5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-30 | |
DV2-emission splitting system | Photometrics | – | |
Glass coverslips (25 mm diameter) | Marienfeld | 111650 | Germany |
Glucose | Sigma | G8270 | |
GraphPad Prism | GraphPad Software | Version 8,0,2 | |
HEPES | Sigma | H3375 | |
ImageJ software | National Institues of Health | Version 1,53t | |
KCl | Sigma | P9541 | |
LUMPlanFl 40x/0.8 water immersion objective | Olympus | – | |
Methylparaben | Sigma | H5501 | |
MgCl2 | Sigma | M1028 | |
NaCl | Sigma | S7653 | |
OK6-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | Motor neuron driver | |
Picrotoxin | Sigma | P1675S | CAUTION-Fatal if swallowed |
Poly-L-lysine | Sigma | P4707 | |
Propionic Acid | Sigma | P1386 | |
Repo-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 7415 | Glial cell driver (all) |
Sodium Lactate | Sigma | 71718 | |
Sodium pyruvate | Sigma | P2256 | |
Spinning Disk fluorescence Microscope BX61WI | Olympus | – | |
Sucrose | Sigma | S0389 | |
Trehalose | US Biological | T8270 | |
UAS-AT1.03NL | Kyoto Drosophila Stock Center | 117012 | ATP sensor |
UAS-Chk RNAi GD1829 | Vienna Drosophila Resource Center | v37139 | Chk RNAi line |
UAS-FLII12Pglu700md6 | Bloomington Drosophila Stock Center | 93452 | Glucose sensor |
UAS-GCaMP6f | Bloomington Drosophila Stock Center | 42747 | Calcium sensor |
UAS-Laconic | Sierralta Lab | – | Lactate sensor |
UAS-Pyronic | Pierre Yves Placais/Thomas Preat | – | CNRS-Paris |
UMPlanFl 20x/0.5 water immersion objective | Olympus | – |