Aqui apresentamos um protocolo para visualizar o transporte de monocarboxilatos, glicose e ATP em células gliais e neurônios usando sensores baseados em transferência de energia de ressonância de Förster codificados geneticamente em uma preparação cerebral ex-vivo de larvas de Drosophila .
As altas necessidades energéticas dos cérebros devido à atividade elétrica são uma de suas características mais distintivas. Esses requisitos são atendidos pela produção de ATP a partir da glicose e seus metabólitos, como os monocarboxilatos lactato e piruvato. Ainda não está claro como esse processo é regulamentado ou quem são os principais atores, particularmente em Drosophila.
Usando sensores baseados em transferência de energia de ressonância de Förster codificados geneticamente, apresentamos um método simples para medir o transporte de monocarboxilatos e glicose em células gliais e neurônios em uma preparação cerebral ex-vivo de larvas de Drosophila . O protocolo descreve como dissecar e aderir um cérebro larval expressando um dos sensores a uma lamínula de vidro.
Apresentamos os resultados de um experimento inteiro em que o transporte de lactato foi medido em cérebros de larvas derrubando transportadores monocarboxilatos previamente identificados em células gliais. Além disso, demonstramos como aumentar rapidamente a atividade neuronal e rastrear alterações de metabólitos no cérebro ativo. O método descrito, que fornece todas as informações necessárias, pode ser usado para analisar outros tecidos vivos de Drosophila .
O cérebro apresenta elevadas necessidades energéticas devido ao alto custo de restauração de gradientes iônicos em neurônios causados pela geração e transmissão de sinais elétricos neuronais, bem como pela transmissão sináptica 1,2. Há muito se pensa que essa alta demanda energética é atendida pela oxidação contínua da glicose para produzir ATP3. Transportadores específicos na barreira hematoencefálica transferem a glicose no sangue para o cérebro. Níveis glicêmicos constantes garantem que o cérebro receba um suprimento constante de glicose4. Curiosamente, crescentes evidências experimentais sugerem que moléculas derivadas do metabolismo da glicose, como o lactato e o piruvato, desempenham um papel importante na produção de energia das células cerebrais 5,6. No entanto, ainda há algum debate sobre a importância dessas moléculas para a produção de energia e quais células do cérebro as produzem ou utilizam 7,8. A falta de ferramentas moleculares apropriadas com a alta resolução temporal e espacial necessárias para esta tarefa é uma questão significativa que tem impedido que esta controvérsia seja completamente resolvida.
O desenvolvimento e a aplicação de vários sensores metabólicos fluorescentes projetados resultaram em um aumento notável em nossa compreensão de onde e como os metabólitos são produzidos e usados, bem como como os fluxos metabólicos ocorrem durante a atividade neuronal basal e alta9. Sensores metabólicos codificados geneticamente, baseados na microscopia de transferência de energia por ressonância de Förster (FRET), como ATeam (ATP), FLII12Pglu700μδ6 (glicose), lacônico (lactato) e pirônico (piruvato), têm contribuído para o entendimento do metabolismo energético cerebral 10,11,12,13. No entanto, devido aos altos custos e equipamentos sofisticados necessários para a realização de experimentos em animais vivos ou tecidos, os resultados em modelos de vertebrados ainda são primariamente limitados a culturas de células (células gliais e neurônios).
O uso emergente do modelo de Drosophila para expressar esses sensores revelou que as principais características metabólicas são conservadas em todas as espécies e sua função pode ser facilmente abordada com esta ferramenta. Mais importante, o modelo de Drosophila lançou luz sobre como a glicose e o lactato/piruvato são transportados e metabolizados no cérebro das moscas, a ligação entre o consumo de monocarboxilato e a formação da memória, e a notável demonstração de como aumentos na atividade neural e fluxo metabólico se sobrepõem 14,15,16,17. O método apresentado aqui para medir os níveis de monocarboxilato, glicose e ATP usando sensores FRET codificados geneticamente expressos no cérebro da larva permite que os pesquisadores aprendam mais sobre como o cérebro de Drosophila usa energia, que pode ser aplicada aos cérebros de outros animais.
Mostramos que este método é eficaz na detecção de lactato e glicose em células gliais e neurônios, e que um transportador monocarboxilato (Chaski) está envolvido na importação de lactato para as células gliais. Também demonstramos um método simples para estudar as alterações dos metabólitos durante o aumento da atividade neuronal, que pode ser facilmente induzido pela aplicação em banho de um antagonista do receptorGABA A . Finalmente, mostramos que esta metodologia pode ser usada para medir o transporte de monocarboxilato e glicose em outros tecidos metabolicamente significativos, como corpos adiposos.
O uso do modelo de Drosophila para o estudo do metabolismo cerebral é relativamente novo26, e tem sido demonstrado que ele compartilha mais características com o metabolismo de mamíferos do que o esperado, o que tem sido estudado principalmente in vitro em culturas de neurônios primários ou fatias cerebrais. Drosophila se destaca em experimentos in vivo graças à bateria de ferramentas genéticas e sensores codificados geneticamente disponíveis que permit…
The authors have nothing to disclose.
Agradecemos a todos os membros do Sierralta Lab. Este trabalho foi apoiado pela FONDECYT-Iniciación 11200477 (para AGG) e FONDECYT Regular 1210586 (para JS). UAS-FLII12Pglu700μδ6 (sensor de glicose) foi gentilmente doado por Pierre-Yves Plaçais e Thomas Preat, CNRS-Paris.
Agarose | Sigma | A9539 | |
CaCl2 | Sigma | C3881 | |
CCD Camera ORCA-R2 | Hamamatsu | – | |
Cell-R Software | Olympus | – | |
CG-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 7011 | Fat body driver |
Dumont # 5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-30 | |
DV2-emission splitting system | Photometrics | – | |
Glass coverslips (25 mm diameter) | Marienfeld | 111650 | Germany |
Glucose | Sigma | G8270 | |
GraphPad Prism | GraphPad Software | Version 8,0,2 | |
HEPES | Sigma | H3375 | |
ImageJ software | National Institues of Health | Version 1,53t | |
KCl | Sigma | P9541 | |
LUMPlanFl 40x/0.8 water immersion objective | Olympus | – | |
Methylparaben | Sigma | H5501 | |
MgCl2 | Sigma | M1028 | |
NaCl | Sigma | S7653 | |
OK6-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | Motor neuron driver | |
Picrotoxin | Sigma | P1675S | CAUTION-Fatal if swallowed |
Poly-L-lysine | Sigma | P4707 | |
Propionic Acid | Sigma | P1386 | |
Repo-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 7415 | Glial cell driver (all) |
Sodium Lactate | Sigma | 71718 | |
Sodium pyruvate | Sigma | P2256 | |
Spinning Disk fluorescence Microscope BX61WI | Olympus | – | |
Sucrose | Sigma | S0389 | |
Trehalose | US Biological | T8270 | |
UAS-AT1.03NL | Kyoto Drosophila Stock Center | 117012 | ATP sensor |
UAS-Chk RNAi GD1829 | Vienna Drosophila Resource Center | v37139 | Chk RNAi line |
UAS-FLII12Pglu700md6 | Bloomington Drosophila Stock Center | 93452 | Glucose sensor |
UAS-GCaMP6f | Bloomington Drosophila Stock Center | 42747 | Calcium sensor |
UAS-Laconic | Sierralta Lab | – | Lactate sensor |
UAS-Pyronic | Pierre Yves Placais/Thomas Preat | – | CNRS-Paris |
UMPlanFl 20x/0.5 water immersion objective | Olympus | – |