Qui presentiamo un protocollo per visualizzare il trasporto di monocarbossilati, glucosio e ATP nelle cellule gliali e nei neuroni utilizzando sensori basati sul trasferimento di energia di risonanza Förster geneticamente codificati in una preparazione cerebrale larvale di Drosophila ex-vivo .
L’elevato fabbisogno energetico del cervello dovuto all’attività elettrica è una delle loro caratteristiche più distintive. Questi requisiti sono soddisfatti dalla produzione di ATP dal glucosio e dai suoi metaboliti, come i monocarbossilati lattato e piruvato. Non è ancora chiaro come questo processo sia regolato o chi siano gli attori chiave, in particolare in Drosophila.
Utilizzando sensori basati sul trasferimento di energia di risonanza Förster codificati geneticamente, presentiamo un metodo semplice per misurare il trasporto di monocarbossilati e glucosio nelle cellule gliali e nei neuroni in una preparazione cerebrale larvale di Drosophila ex-vivo . Il protocollo descrive come sezionare e far aderire un cervello larvale che esprime uno dei sensori su un vetrino coprioggetto.
Presentiamo i risultati di un intero esperimento in cui il trasporto del lattato è stato misurato nel cervello larvale abbattendo i trasportatori di monocarbossilati precedentemente identificati nelle cellule gliali. Inoltre, dimostriamo come aumentare rapidamente l’attività neuronale e monitorare i cambiamenti dei metaboliti nel cervello attivo. Il metodo descritto, che fornisce tutte le informazioni necessarie, può essere utilizzato per analizzare altri tessuti viventi di Drosophila .
Il cervello ha un elevato fabbisogno energetico a causa dell’elevato costo del ripristino dei gradienti ionici nei neuroni causati dalla generazione e dalla trasmissione del segnale elettrico neuronale, nonché dalla trasmissione sinaptica 1,2. A lungo si è pensato che questa elevata richiesta di energia fosse soddisfatta dalla continua ossidazione del glucosio per produrre ATP3. Trasportatori specifici alla barriera emato-encefalica trasferiscono il glucosio nel sangue al cervello. Livelli glicemici costanti assicurano che il cervello riceva un apporto costante di glucosio4. È interessante notare che una crescente evidenza sperimentale suggerisce che le molecole derivate dal metabolismo del glucosio, come il lattato e il piruvato, svolgono un ruolo importante nella produzione di energia delle cellule cerebrali 5,6. Tuttavia, c’è ancora un certo dibattito su quanto siano importanti queste molecole per la produzione di energia e quali cellule del cervello le producano o le utilizzino 7,8. La mancanza di strumenti molecolari appropriati con l’alta risoluzione temporale e spaziale richiesta per questo compito è un problema significativo che ha impedito che questa controversia fosse completamente risolta.
Lo sviluppo e l’applicazione di diversi sensori metabolici fluorescenti ingegnerizzati hanno portato a un notevole aumento della nostra comprensione di dove e come i metaboliti vengono prodotti e utilizzati, nonché di come i flussi metabolici si verificano durante l’attività basale e neuronaleelevata 9. I sensori metabolici geneticamente codificati basati sulla microscopia a trasferimento di energia a risonanza di Förster (FRET), come ATeam (ATP), FLII12Pglu700μδ6 (glucosio), Laconic (lattato) e Pyronic (piruvato), hanno contribuito alla nostra comprensione del metabolismo energetico cerebrale 10,11,12,13. Tuttavia, a causa dei costi elevati e delle sofisticate attrezzature necessarie per condurre esperimenti su animali vivi o tessuti, i risultati nei modelli di vertebrati sono ancora principalmente limitati alle colture cellulari (cellule gliali e neuroni).
L’uso emergente del modello Drosophila per esprimere questi sensori ha rivelato che le caratteristiche metaboliche chiave sono conservate tra le specie e la loro funzione può essere facilmente affrontata con questo strumento. Ancora più importante, il modello di Drosophila ha fatto luce su come il glucosio e il lattato/piruvato vengono trasportati e metabolizzati nel cervello del moscerino, il legame tra il consumo di monocarbossilati e la formazione della memoria e la notevole dimostrazione di come gli aumenti dell’attività neurale e del flusso metabolico si sovrappongano 14,15,16,17. Il metodo qui presentato per misurare i livelli di monocarbossilato, glucosio e ATP utilizzando sensori FRET geneticamente codificati espressi nel cervello larvale consente ai ricercatori di saperne di più su come il cervello di Drosophila utilizza l’energia, che può essere applicata al cervello di altri animali.
Mostriamo che questo metodo è efficace per rilevare il lattato e il glucosio nelle cellule gliali e nei neuroni e che un trasportatore di monocarbossilati (Chaski) è coinvolto nell’importazione del lattato nelle cellule gliali. Dimostriamo anche un metodo semplice per studiare i cambiamenti dei metaboliti durante l’aumento dell’attività neuronale, che possono essere facilmente indotti dall’applicazione in bagno di un antagonista del recettore GABAA . Infine, mostriamo che questa metodologia può essere utilizzata per misurare il trasporto di monocarbossilati e glucosio in altri tessuti metabolicamente significativi, come i corpi adiposi.
L’uso del modello Drosophila per lo studio del metabolismo cerebrale è relativamente nuovo26 ed è stato dimostrato che condivide più caratteristiche con il metabolismo dei mammiferi di quanto ci si aspettasse, che è stato studiato principalmente in vitro in colture di neuroni primari o fette di cervello. La Drosophila eccelle negli esperimenti in vivo grazie alla batteria di strumenti genetici e sensori geneticamente codificati disponibili che consentono ai …
The authors have nothing to disclose.
Ringraziamo tutti i membri del Sierralta Lab. Questo lavoro è stato sostenuto da FONDECYT-Iniciación 11200477 (ad AGG) e FONDECYT Regular 1210586 (a JS). UAS-FLII12Pglu700μδ6 (sensore di glucosio) è stato gentilmente donato da Pierre-Yves Plaçais e Thomas Preat, CNRS-Parigi.
Agarose | Sigma | A9539 | |
CaCl2 | Sigma | C3881 | |
CCD Camera ORCA-R2 | Hamamatsu | – | |
Cell-R Software | Olympus | – | |
CG-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 7011 | Fat body driver |
Dumont # 5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-30 | |
DV2-emission splitting system | Photometrics | – | |
Glass coverslips (25 mm diameter) | Marienfeld | 111650 | Germany |
Glucose | Sigma | G8270 | |
GraphPad Prism | GraphPad Software | Version 8,0,2 | |
HEPES | Sigma | H3375 | |
ImageJ software | National Institues of Health | Version 1,53t | |
KCl | Sigma | P9541 | |
LUMPlanFl 40x/0.8 water immersion objective | Olympus | – | |
Methylparaben | Sigma | H5501 | |
MgCl2 | Sigma | M1028 | |
NaCl | Sigma | S7653 | |
OK6-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | Motor neuron driver | |
Picrotoxin | Sigma | P1675S | CAUTION-Fatal if swallowed |
Poly-L-lysine | Sigma | P4707 | |
Propionic Acid | Sigma | P1386 | |
Repo-GAL4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 7415 | Glial cell driver (all) |
Sodium Lactate | Sigma | 71718 | |
Sodium pyruvate | Sigma | P2256 | |
Spinning Disk fluorescence Microscope BX61WI | Olympus | – | |
Sucrose | Sigma | S0389 | |
Trehalose | US Biological | T8270 | |
UAS-AT1.03NL | Kyoto Drosophila Stock Center | 117012 | ATP sensor |
UAS-Chk RNAi GD1829 | Vienna Drosophila Resource Center | v37139 | Chk RNAi line |
UAS-FLII12Pglu700md6 | Bloomington Drosophila Stock Center | 93452 | Glucose sensor |
UAS-GCaMP6f | Bloomington Drosophila Stock Center | 42747 | Calcium sensor |
UAS-Laconic | Sierralta Lab | – | Lactate sensor |
UAS-Pyronic | Pierre Yves Placais/Thomas Preat | – | CNRS-Paris |
UMPlanFl 20x/0.5 water immersion objective | Olympus | – |