尾静脉注射：在小鼠模型中管理转移研究的癌细胞的方法

1. 标记癌细胞的尾静脉注射

注： 步骤 1.2.4 已优化为在合成 BALB/c 小鼠中生长的 4T1 细胞。如果使用其他癌细胞系和小鼠菌株，应首先优化注射的细胞数量和检测长度。

1. 在完整的生长介质中，在两个 15 厘米的培养皿上扩展第 2 步产生的 4T1 细胞系，以便在注射当天提供多余的细胞。
2. 准备细胞的尾静脉注射如下：
   1. 吸气介质，用 1 倍 PBS 冲洗细胞板。
   2. 尝试用每15厘米板5mL的三氯辛对细胞进行2-5分钟（细胞应自由冲洗井底）。将所有细胞转移到圆锥管中。用足够完整的生长介质清洗组织培养盘中的剩余细胞，以淬灭肌素，并将洗涤剂添加到同一锥形管中。
   3. 使用自动细胞计数器计算单元格以确定总细胞数。
   4. 将细胞以122 x g分化3分钟，吸气超自然分子，并在所需的浓度下以1倍PBS恢复细胞。在这里，2.5 x 10⁴个细胞被注射到每只小鼠的 100 μL PBS 中，因此在 2.5 x 10⁵细胞/mL 下恢复细胞。将细胞悬浮在冰上直到注射。
      注意： 将细胞尝试化和尾静脉注射之间的时间限制在大约 1 小时之间非常重要。
3. 通过横向尾静脉将步骤 1.2.5 中的 4T1 细胞注入小鼠，具体如下：
   1. 在动物设施的引擎盖中工作，通过倒置管子或使用 1 mL 注射器轻轻但彻底地混合细胞，以确保它们均匀地重新使用。始终确保在加载注射器之前恢复细胞。
   2. 用细胞悬架装载 1 mL Luer 锁注射器并排出多余的气泡。将1~2英寸、30口径的针头放在注射器上，用斜面向上，排出气泡。
   3. 轻轻地将鼠标置于啮齿动物约束器中。
   4. 横向尾静脉应可见并扩张。如果没有，轻轻捏住尾巴的底座，将尾巴浸入温暖的自来水中以扩张静脉。
      注： 也可以通过将鼠标笼放在加热灯下和/或加热垫顶部来实现静脉扩张。
   5. 使用酒精擦拭清洁尾巴。将针头插入尾静脉，向上斜面，并注射 100 μL 的细胞悬浮。
      注： 如果针头被正确插入静脉，它应该很容易向前和向后稍微滑动，当柱塞被推动时，不应有阻力。成功的注射还应导致"冲洗"，其中静脉的蓝色在注射后几秒钟变白。
4. 慢慢取出针头，使用无菌纱布，向注射部位施加压力，以阻止任何出血。
5. 将鼠标返回笼子并监视 15 分钟，以确保完全恢复。应每周检查3次小鼠是否有疼痛或苦恼的迹象。
6. 使用体内活体动物成像设备监测小鼠的转移形成和生长3-6周（细胞系和小鼠应变依赖）（见步骤1.5和1.6）。