Summary

Uma plataforma microfluídica para o estudo do bioentupimento em meios porosos

Published: October 13, 2022
doi:

Summary

O presente protocolo descreve uma plataforma microfluídica para estudar o desenvolvimento de biofilme em meios porosos quase-2D, combinando imagens de microscopia de alta resolução com medidas simultâneas de diferença de pressão. A plataforma quantifica a influência do tamanho dos poros e das taxas de fluxo de fluido em meios porosos no bioentupimento.

Abstract

Biofilmes bacterianos são encontrados em diversos meios porosos ambientais e industriais, incluindo solos e membranas de filtração. Os biofilmes crescem sob certas condições de fluxo e podem obstruir os poros, redirecionando assim o fluxo de fluido local. A capacidade dos biofilmes de obstruir os poros, o chamado bioentupimento, pode ter um tremendo efeito sobre a permeabilidade local do meio poroso, criando um acúmulo de pressão no sistema e impactando o fluxo de massa através dele. Para entender a interação entre o crescimento do biofilme e o fluxo de fluido sob diferentes condições físicas (por exemplo, em diferentes velocidades de fluxo e tamanhos de poros), no presente estudo, uma plataforma microfluídica é desenvolvida para visualizar o desenvolvimento do biofilme usando um microscópio sob condições físicas controladas e impostas externamente. O acúmulo de pressão induzido pelo biofilme no meio poroso pode ser medido simultaneamente com o uso de sensores de pressão e, posteriormente, correlacionado com a cobertura superficial do biofilme. A plataforma apresentada fornece uma linha de base para uma abordagem sistemática para investigar o bioentupimento causado por biofilmes em meios porosos sob condições de fluxo e pode ser adaptada para estudar isolados ambientais ou biofilmes multiespécies.

Introduction

Os biofilmes – colônias bacterianas embutidas em uma matriz autosecretada de substâncias extrapoliméricas (EPS) – são onipresentes em meios porosos naturais, como solos e aquíferos1, e aplicações técnicas e médicas, como biorremediação2, filtração de água3 e dispositivos médicos4. A matriz do biofilme é composta por polissacarídeos, fibras proteicas e DNA extracelular5,6 e depende fortemente dos microrganismos, da disponibilidade de nutrientes e das condições ambientais7. No entanto, as funções da matriz são universais; Forma o arcabouço da estrutura do biofilme, protege a comunidade microbiana de estresses mecânicos e químicos e é o grande responsável pelas propriedades reológicas dos biofilmes5.

Em meios porosos, o crescimento de biofilmes pode obstruir os poros, causando o chamado bioentupimento. O desenvolvimento do biofilme é controlado pelo fluxo de fluido e tamanho dos poros, definidos como a distância que separa dois pilares, do meio poroso 8,9,10. Tanto o tamanho dos poros quanto o fluxo de fluido controlam o transporte de nutrientes e as forças de cisalhamento locais. Por sua vez, o biofilme crescente obstrui os poros, afetando a distribuição de velocidade do fluido 11,12,13, o transporte de massa e a condutividade hidráulica do meio poroso 14,15. As mudanças na condutividade hidráulica são refletidas através do aumento da pressão em sistemas confinados16,17,18,19. Os estudos microfluídicos atuais em desenvolvimento de biofilme e bioentupimento concentram-se no estudo do impacto das velocidades de fluxo em geometrias homogêneas16,20 (isto é, com tamanho de poro singular) ou meios porosos heterogêneos12,21,22. No entanto, para desvendar os efeitos das vazões e do tamanho dos poros no desenvolvimento do biofilme e as consequentes mudanças de pressão no meio poroso bioentupido, é necessária uma plataforma experimental altamente controlável e versátil que permita o estudo de diferentes geometrias de meios porosos e condições ambientais em paralelo.

O presente estudo introduz uma plataforma microfluídica que combina medidas de pressão com imagens simultâneas do biofilme em evolução dentro do meio poroso. Devido à sua permeabilidade a gás, biocompatibilidade e flexibilidade no projeto da geometria do canal, um dispositivo microfluídico feito de polidimetilsiloxano (PDMS) é uma ferramenta adequada para estudar o desenvolvimento de biofilme em meios porosos. A microfluídica permite o controle das condições físicas e químicas (por exemplo, fluxo de fluidos e concentração de nutrientes) com alta precisão para mimetizar o ambiente de habitats microbianos23. Além disso, os dispositivos microfluídicos podem ser facilmente fotografados com resolução micrométrica usando um microscópio óptico e acoplados a medições on-line (por exemplo, a pressão local).

Neste trabalho, os experimentos se concentram em estudar o impacto do tamanho dos poros em um meio poroso homogêneo análogo sob condições controladas de escoamento imposto. O fluxo de um meio de cultura é imposto usando uma bomba de seringa, e a diferença de pressão através do canal microfluídico é medida simultaneamente com sensores de pressão. O desenvolvimento do biofilme é iniciado pela semeadura de uma cultura planctônica de Bacillus subtilis no canal microfluídico. Imagens regulares do biofilme em evolução e análise de imagens permitem obter informações resolvidas em escala de poros na cobertura da superfície sob várias condições experimentais. As informações correlacionadas da mudança de pressão e a extensão do bioentupimento fornecem subsídios cruciais para estimativas de permeabilidade de meios porosos bioentupidos.

Protocol

1. Preparação do wafer de silício Projetar as geometrias do canal microfluídico em software de projeto assistido por computador (CAD; ver Tabela de Materiais) e imprimi-lo em um filme transparente para criar a fotomáscara (Figura 1A). Fabricar o molde mestre por litografia suave (em condições de sala limpa) seguindo os passos abaixo.Asse a bolacha de silicone a 200 °C por 2 h. Coloque o wafer no centro de um spi…

Representative Results

Para o presente estudo, um dispositivo microfluídico com três canais microfluídicos paralelos com diferentes tamanhos de poros foi utilizado (Figura 1) para estudar sistematicamente a formação de biofilme em meios porosos. O processo de formação do biofilme foi visualizado por microscopia de campo claro. As células bacterianas e o biofilme apareceram nas imagens como pixels mais escuros (Figura 2). Além disso, observou-se um processo gradual de entupime…

Discussion

Análogos de meios porosos microfluídicos acoplados a sensores de pressão fornecem uma ferramenta adequada para estudar o desenvolvimento de biofilme em meios porosos. A versatilidade no projeto do meio microfluídico poroso, especificamente na disposição dos pilares, incluindo diâmetro, formas irregulares e tamanho de poros, permite a investigação de muitas geometrias. Essas geometrias variam de poros simples a obstáculos altamente complexos e irregularmente dispostos que imitam diferentes meios porosos naturais…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores agradecem o apoio da 179834 de subvenção SNSF PRIMA (para E.S.), financiamento discricionário da ETH (para R.S.), ETH Zurich Research Grant (para R.S. e J.J.M.) e financiamento discricionário da Eawag (para J.J.M.). Os autores agradecem a Roberto Pioli pela ilustração do arranjo experimental na Figura 1B e Ela Burmeister pela preparação do wafer de silicone.

Materials

Acrodisc 25 mm Syringe Filter, 1.2 µm Versapor Membrane Pall Corporation PN4190 1.2 µm filters
BD 10 mL Syringe (Luer-Lock) BD 300912 used to fill the channel with deionised water
Box Incubator Life Imaging Services used to have a stable temperature during the biofilm growth experiment
Cell density meter CO8000 WPA biowave OD meter
Centrifuge vial Eppendorf 30120086 1.5 mL
CETONI Base 120 CETONI GmbH syringe pump
CorelCAD CorelDRAW software used to design the microfluidic channel geometries
Culture tubes (14 mL, sterile) greiner bio-one Culture tubes
Drying oven, VENTI-Line VWR Oven to cure the PDMS
Handy Migros Detergent solution
Hot plate with temperature control VRW to cure the PDMS-glass bonding after plasma treatment
ImageJ FIJI  Image analysis software
Innova 42 Inc Shaker (New Brunswick) Eppendorf Incubator
Isopropanol (> 99.8%) Sigma Aldrich 67-63-0
Masterflex transfer tubing Masterflex HV-06419-05 0.020'' ID, 0.06'' OD
Micro Slides, Plain, 75 x 60 mm Corning 2947-75X50 Glass slides
Microfluidic pressure sensor (1 bar) Elveflow Pressure sensors
Miltex Biopsy puncher, diameter 1.5 mm Integra Puncher to make the inlet and outlet holes of the microfluidic channel
mrDev600 developer Microresist
Nikon Eclipse Ti2 Nikon Instruments Microscope
Nutrient broth n°3 Sigma Aldrich
Omnifix Syringe with Luer-Lock B.Braun syringes of different volume
Plasma chamber Zepto Diener Electronic ZEPTO-1  used to plasma bond the PDMS and the glass slide
Precision wipes (Kimtech Science) Kimberly Clark KCP-7552 to dry the glass slide
Scale VWR-CH 611-2605 used to weigh the elastomer to crosslinking agent ratio
Silicon wafer (10 cm) Silicon Materials Inc.  N//Phos <100> 1-10 Ω cm
Spincoater, Spin module SM150 Sawatec
SU8 3050 Photoresist Kayakuam
Süss MA6 Mask aligner SUSS MicroTec Group used to align the chrome-glass mask
Sylgard 184 Dow Corning silicone elastomer kit; curing agent
Techni Etch Cr01 Technic Technic
Tissue culture dish 150 TPP 93150
Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H perfluorooctyl) silane Sigma Aldrich Sigma Aldrich used to silanize the silicane wafer
Veeco Dektak 6 M Veeco Profilometer

References

  1. Flemming, H. C., Wuertz, S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 17 (4), 247-260 (2019).
  2. Cunningham, A. B., Sharp, R. R., Hiebert, R., James, G. Subsurface biofilm barriers for the containment and remediation of contaminated groundwater. Bioremediation Journal. 7 (3-4), 151-164 (2003).
  3. Pronk, W., et al. Gravity-driven membrane filtration for water and wastewater treatment: A review. Water Research. 149, 553-565 (2019).
  4. Caldara, M., Belgiovine, C., Secchi, E., Rusconi, R. Environmental, microbiological, and immunological features of bacterial biofilms associated with implanted medical devices. Clinical Microbiology and Infection. 35 (2), 00221 (2022).
  5. Flemming, H. C., Wingender, J. The biofilm matrix. Nature Reviews Microbiology. 8 (9), 623-633 (2010).
  6. Davey, M. E., O’Toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (4), 847-867 (2000).
  7. Stoodley, P., Dodds, I., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Influence of hydrodynamics and nutrients on biofilm structure. Journal of Applied Microbiology. 85 (1), 19-28 (1998).
  8. Thomen, P., et al. Bacterial biofilm under flow: First a physical struggle to stay, then a matter of breathing. PLoS ONE. 12 (4), 0175197 (2017).
  9. Horn, H., Reiff, H., Morgenroth, E. Simulation of growth and detachment in biofilm systems under defined hydrodynamic conditions. Biotechnology and Bioengineering. 81 (5), 607-617 (2003).
  10. Thullner, M., Mauclaire, L., Schroth, M. H., Kinzelbach, W., Zeyer, J. Interaction between water flow and spatial distribution of microbial growth in a two-dimensional flow field in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 58 (3-4), 169-189 (2002).
  11. Bottero, S., et al. Biofilm development and the dynamics of preferential flow paths in porous media. Biofouling. 29 (9), 1069-1086 (2013).
  12. Durham, W. M., Tranzer, O., Leombruni, A., Stocker, R. Division by fluid incision: Biofilm patch development in porous media. Physics of Fluids. 24 (9), 091107 (2012).
  13. Coyte, K. Z., Tabuteau, H., Gaffney, E. A., Foster, K. R., Durham, W. M. Microbial competition in porous environments can select against rapid biofilm growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (2), 161-170 (2017).
  14. Taylor, S. W., Jaffé, P. R. Biofilm growth and the related changes in the physical properties of a porous medium: 1. Experimental investigation. Water Resources Research. 26 (9), 2153-2159 (1990).
  15. Cunningham, A. B., Characklls, W. G., Abedeen, F., Crawford, D. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics. Environmental Science and Technology. 25 (7), 1305-1311 (1991).
  16. Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. A web of streamers: Biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a Chip. 12 (24), 5133-5137 (2012).
  17. Biswas, I., Sadrzadeh, M., Kumar, A. Impact of bacterial streamers on biofouling of microfluidic filtration systems. Biomicrofluidics. 12 (4), 044116 (2018).
  18. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  19. Stewart, T. L., Scott Fogler, H. Pore-scale investigation of biomass plug development and propagation in porous media. Biotechnology and Bioengineering. 77 (5), 577-588 (2002).
  20. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  21. Aufrecht, J. A., et al. Pore-scale hydrodynamics influence the spatial evolution of bacterial biofilms in a microfluidic porous network. PLoS ONE. 14 (6), 0218316 (2019).
  22. Karimifard, S., Li, X., Elowsky, C., Li, Y. Modeling the impact of evolving biofilms on flow in porous media inside a microfluidic channel. Water Research. 188, 116536 (2021).
  23. Yawata, Y., Nguyen, J., Stocker, R., Rusconi, R. Microfluidic studies of biofilm formation in dynamic environments. Journal of Bacteriology. 198 (19), 2589-2595 (2016).
  24. Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions. Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).
  25. Ratkowsky, D. A., Olley, J., McMeekin, T. A., Ball, A. Relationship between temperature and growth rate of bacterial cultures. Journal of Bacteriology. 149 (1), 1-5 (1982).
  26. Ostvar, S., et al. Investigating the influence of flow rate on biofilm growth in three dimensions using microimaging. Advances in Water Resources. 117, 1-13 (2018).
  27. Carrel, M., et al. Biofilms in 3D porous media: Delineating the influence of the pore network geometry, flow and mass transfer on biofilm development. Water Research. 134, 280-291 (2018).
  28. Iglauer, S., Favretto, S., Spinelli, G., Schena, G., Blunt, M. J. X-ray tomography measurements of power-law cluster size distributions for the nonwetting phase in sandstones. Physical Review E. 82 (5), 10-12 (2010).
  29. Wu, C., Chu, J., Wu, S., Cheng, L., van Paassen, L. A. Microbially induced calcite precipitation along a circular flow channel under a constant flow condition. Acta Geotechnica. 14 (3), 673-683 (2019).
  30. Nassar, M. K., et al. Large-scale experiments in microbially induced calcite precipitation (MICP): reactive transport model development and prediction. Water Resources Research. 54 (1), 480-500 (2018).
  31. Jimenez-Martinez, J., Nguyen, J., Or, D. Controlling pore-scale processes to tame subsurface biomineralization. Reviews in Environmental Science and Biotechnology. 21 (1), 27-52 (2022).

Play Video

Cite This Article
Kurz, D. L., Secchi, E., Stocker, R., Jimenez-Martinez, J. A Microfluidic Platform to Study Bioclogging in Porous Media. J. Vis. Exp. (188), e64689, doi:10.3791/64689 (2022).

View Video