Summary

ゼブラフィッシュガストラの2光子顕微鏡を用いた深部および空間制御体積アブレーション

Published: July 15, 2021
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Summary

胚発生には、細胞運動の大規模な調整が必要です。2光子励起媒レーザーアブレーションは、深部細胞の大群の空間制御3次元アブレーションを可能にする。さらに、この技術は、生体内で細胞を機械的環境 摂動する一括的に遊動する反応をプローブすることができる。

Abstract

形態形成は、組織や器官に細胞を整理するために多くの細胞の動きを伴います。適切な開発のためには、これらすべての動きを緊密に調整する必要があり、証拠を蓄積することは、少なくとも部分的には機械的相互作用を通じてこれが達成されることを示唆している。胚でこれをテストするには、直接的な物理的摂動が必要です。レーザーアブレーションは、機械的な制約を緩和したり、2つの細胞集団を互いに物理的に分離することを可能にする、ますます使用されるオプションです。しかし、多くのアブレーションは、限られた軸解像度と組織の浸透を提供する紫外線(UV)レーザーで行われます。2光子顕微鏡を用いて深く、有意で、空間的に明確に定義された容積を取り下げるための方法をここに記載する。アブレーションは、軸性メセンドームの緑色蛍光タンパク質を発現するトランスジェニックゼブラフィッシュラインで実証され、上にある外胚葉または下層の黄身細胞に影響を与えることなく軸性の間皮を切断するために使用される。細胞の挙動は、アブレーションの前後のライブイメージングによって監視されます。アブレーションプロトコルは、数ミクロンから100ミクロン以上のスケールで、任意の細胞タイプまたは組織上の異なる発達段階で使用することができます。

Introduction

細胞間相互作用は、開発において重要な役割を果たします。細胞は、直接の隣人、または遠く離れた細胞が知覚できる信号を提供し、それによってその運命および/または行動に影響を与えます。これらの信号の多くは、自然の中で化学的です。例えば、よく特徴付けられる誘導事象では、ある細胞群は、別の細胞集団の運命に影響を与える拡散性分子を生成する1。しかし、他の信号は機械的です。細胞は、隣人が知覚し、2に応答する彼らの隣人に力と制約を発揮します。

生体内での細胞間相互作用の重要性を研究する一つの方法は、細胞を除去し、その後の発達を観察することです。残念ながら、細胞を除去または破壊する利用可能な技術は限られています。細胞は、針または小さなワイヤーを使用して外科的3,4を除去することができるが、そのような治療は侵襲的であり、あまり正確ではなく、通常は実体顕微鏡下で行われ、顕微鏡下での即時のイメージングを防ぐ。さらに、深部細胞を標的とすることは、上層部の組織に穴を開け、望ましくない摂動を生み出すことも意味します。遺伝的にコード化された光化物は、KillerRedのような、光照明を介して細胞死を誘導するために使用されてきた5。光化剤は、光照射時に活性酸素種を生成するクロモフォアです。彼らの主な制限は、細胞が動いている場合に達成するのが難しいかもしれない長い光のイルミネーション(約15分)を必要とし、即座ではないアポトーシスを通じて細胞死を誘発することです。

最後に、レーザーアブレーションは、過去15年間で開発され、広く使用されています 6,7,8,9,10,11,12.レーザービームは標的細胞/組織に焦点を合わせる。それは加熱、光切除、またはプラズマ誘発アブレーションを通してそのアブレーションを誘発する;関係するプロセスは、電力密度と露光時間13に依存します。ほとんどのアブレーションプロトコルは、高エネルギーにUVレーザーを使用します。しかし、UV光は両方とも生体組織によって吸収され、散乱される。したがって、深部細胞を標的化するには高いレーザーパワーが必要であり、その後、より表面的で平面外の組織に損傷を与える。これは、表面構造にUVレーザーの使用を制限し、その比較的低い軸解像度を説明します。非線形光学(いわゆる2光子顕微鏡)は、非線形の光特性を使用して、赤外線領域内の約半エネルギーの2つの光子を有する蛍光色素を励起する。アブレーションに適用する場合、これには3つの主な利点があります。まず、赤外線は生体組織14によるUV光よりも散乱が少なく、吸収が少なく、必要なレーザーパワーを増加させることなく、より深い構造に到達することを可能にする。第二に、フェムト秒パルスレーザーの使用は、プラズマ誘導を介してアブレーションを作成し、加熱に反して、空間的に拡散しない非常に高い電力密度を提供します15。第3に、プラズマ形成を誘導する電力密度は、焦点のみで到達する。これらの特性のおかげで、2光子レーザーアブレーションは、周囲の組織環境に影響を与えることなく、深部細胞を正確に標的化するために使用することができます。

集団移動は、細胞と細胞の相互作用が基本的な発達過程の優れた例である。集合的な移行は、隣接するセルが 1 つの cell16 の動作に影響を与えるセル移動として定義されます。これらの相互作用の性質(化学的または機械的)およびそれらが細胞の移動に与える影響は大きく異なり、多くの場合、完全には理解されていません。細胞を除去し、これが他の人にどのような影響を与えるかを観察する能力は、これらの集合的なプロセスをさらに解明する上で重要です。数年前、ゼブラフィッシュの胃の中でポルスターの移動が集団移住であることを、外科的アプローチを用いて確立しました17。ポルスターは、胚18の後側の第1の内在化細胞を構成する細胞群である。 Tg(gsc:GFP) トランスジェニックラインで緑色に標識されたこれらの細胞は、胚の深部、エピブラスト細胞のいくつかの層の下に位置する。胃の間、このグループは軸性中胚の延長を導き、胚の形成者から動物の極1920212223 に移動する(図1A)。私たちは、細胞が動物の極の方向に彼らの移動を向けるために彼らの隣人との接触を必要とすることを確立しました。しかし、この集団移動の細胞および分子塩基をよりよく理解するには、いくつかの細胞を除去して、これが残りの細胞にどのような影響を与えるかを確認する必要があります。そこで、2光子顕微鏡を用いて大体積と深いボリュームのアブレーションを開発しました。ここでは、このプロトコルを使用して、その真ん中にポルスターを切断し、Histone2B-mCherryで標識された核を追跡することによって細胞移動の結果を観察することを実証する。

Protocol

すべての動物の仕事は、倫理委員会N 59とミニステア・ド・レヒスメント・ナショナル、ド・ランセワニエメント・スペリエール・エ・ド・ラ・レシェルシュのファイル番号APAFIS#15859-2018051710341011v3によって承認されました。以下に説明する手順の一部は、当社の機器とソフトウェアに固有のものですが、さまざまな機器に簡単に適応することができます。 1. 注射準備 <ol…

Representative Results

その途中でポルスターを切断するために、ヒストン2B-mCherry mRNAを注入した Tg(gsc:GFP) 胚を、ステップ4で説明したように70%エピボリー段階に取り付けた。このポルスターはGFPの発現により同定され、その胚は、ポルスターの平面が光軸に対して垂直になるように取り付けた(図1B)。胚をこの位置から離すと、手順が複雑になります。光はアブレーション平面に到達す?…

Discussion

ここでは、非線形光学を使用して深く、空間的に明確に定義されたボリュームアブレーションを実行するプロトコルについて説明します。プロトコルの最も重要なステップは、過度の破片やキャビテーションを避けるために、アブレーションを可能にするのに十分なエネルギーを提供するが、あまりにも多くのエネルギーを提供する治療条件を見つけることです。標的部位での送達エネルギ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

私たちは、魚のケアのためのエミリー・メナント、特にピエール・マホウのポリテクニックバイオイメージング施設に、レギオン・イル・ド・フランス(interDIM)とアジェンス・ナショナル・ド・ラ・レシェルシュ(ANR-11-EQPX-0029モルフォスコープ2、ANR-10-INBS-04フランス)によって部分的にサポートされている機器のライブイメージングの支援に感謝します。この作業は、ANR助成金15-CE13-0016-1によってサポートされました。 18-CE13-0024、20-CE13-0016、およびマリー・スクウォトフスカ・キュリー交付金契約なし 840201、ミニステア・ド・ランセニュメント・スペリエール・エ・ド・ラ・レシェルシュとセンター・ナショナル・ド・ラ・レヴェンチャーシェ・シフィケの下での欧州連合のホライゾン2020研究とイノベーションプログラム。

Materials

25x water immersion objective Olympus XLPLN25XWMP2
Agarose PanReac AppliChem A8963,0500
Data analysis software : Matlab Math Works
Electro-optic modulator (EOM) ConOptics 350-80LA
Embryo Medium (EM) solution Westerfield, M. The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio), 5th Edition. University of Oregon Press, Eugene (Book). (2000).
Environmental chamber chamber Okolab H201-T-UNIT-BL
EOM driver ConOptics 302RM
Fluorescence source Lumencor SOLA
Glass bottom dishes MatTek P35G-0-10-C
Glass capillaries Harvard Apparatus 300085 Outside diameter 1.0 mm, inside diameter 0.58 mm
Glass pipettes Volac D810 Tip should be fire polished
Green/ablation laser Spectra Physics Mai Tai HP DeepSee
Histone2B-mCherry mRNA Synthesized from pCS2-H2B-mCherry plasmid (Dumortier& al. 2012)
Image analysis software: IMARIS Bitplane
ImSpector software Abberior Instruments Development Team
Injection mold Adapative Science Tools I-34
Microloader tips Eppendorf 5242956003
Micromanipulator Narishige MN-151
Micropipette puller Sutter P-1000
mMESSAGE mMACHINE SP6 Transcription Kit Invitrogen AM1340
Penicillin-Streptomycin Thermofisher 15140-122 10 000 units penicillin and 10 mgstreptomycin per ml
Photomultiplier tube (PMT) Hammamatsu H7422-40
PicoPump (Air injector) World Precision Instrument PV820
Red laser Spectra Physics OPO/Insight DeepSee
RNAse free water for injection Sigma W3500
Spreadsheet software: Excel Microsoft
Stereomicroscope Nikon SMZ18
Tg(gsc:GFP) zebrafish line Doitsidou, M. et al. Guidance of primordial germ cell migration by the chemokine SDF-1. Cell. 111 (5), 647–59, doi: doi.org/10.1016/S0092-8674(02)01135-2 (2002).
TriM Scope II microscope La Vision Biotech

References

  1. Slack, J. M. W. Embryonic induction. Mechanisms of Development. 41 (2-3), 91-107 (1993).
  2. Fernandez-Sanchez, M. -. E., Brunet, T., Röper, J. -. C., Farge, E. Mechanotransduction’s impact on animal development, evolution, and tumorigenesis. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 31, 373-397 (2015).
  3. Shih, J., Fraser, S. E. Characterizing the zebrafish organizer: microsurgical analysis at the early-shield stage. Development. 122 (4), 1313-1322 (1996).
  4. Selleck, M. A. J. Culture and microsurgical manipulation of the early avian embryo. Methods in Cell Biology. 51 (51), 1-21 (1996).
  5. Bulina, M. E., et al. A genetically encoded photosensitizer. Nature Biotechnology. 24 (1), 95-99 (2006).
  6. Fang-Yen, C., Gabel, C. V., Samuel, A. D. T., Bargmann, C. I., Avery, L. Laser microsurgery in Caenorhabditis elegans. Methods in Cell Biology. 107, 177-206 (2012).
  7. Colombelli, J., Grill, S. W., Stelzer, E. H. K. Ultraviolet diffraction limited nanosurgery of live biological tissues. Review of Scientific Instruments. 75 (2), 472-478 (2004).
  8. Smutny, M., Behrndt, M., Campinho, P., Ruprecht, V., Heisenberg, C. -. P. UV laser ablation to measure cell and tissue-generated forces in the zebrafish embryo in vivo and ex vivo. Methods in Molecular Biology. 1189, 219-235 (2015).
  9. Behrndt, M., et al. Forces driving epithelial spreading in zebrafish gastrulation. Science. 338 (6104), 257-260 (2012).
  10. Volpe, B. A., Fotino, T. H., Steiner, A. B. Confocal microscope-based laser ablation and regeneration assay in zebrafish interneuromast cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), (2020).
  11. Bonnet, I., et al. Mechanical state, material properties and continuous description of an epithelial tissue. Journal of the Royal Society, Interface. 9 (75), 2614-2623 (2012).
  12. Rauzi, M., Lenne, P. F., Lecuit, T. Planar polarized actomyosin contractile flows control epithelial junction remodelling. Nature. 468 (7327), 1110-1115 (2010).
  13. Niemz, M. H. . Laser-Tissue Interactions. Encyclopedia of Biomaterials and Biomedical Engineering, Second Edition – Four Volume Set. , (2019).
  14. Smith, A. M., Mancini, M. C., Nie, S. Bioimaging: second window for in vivo imaging. Nature Nanotechnology. 4 (11), 710-711 (2009).
  15. Rauzi, M., Lenne, P. -. F. Cortical forces in cell shape changes and tissue morphogenesis. Current Topics in Developmental Biology. 95, 93-144 (2011).
  16. Theveneau, E., David, N. B. Migrations cellulaires collectives. Medecine/Sciences. 30 (8-9), 751-757 (2014).
  17. Dumortier, J. G., Martin, S., Meyer, D., Rosa, F. M., David, N. B. Collective mesendoderm migration relies on an intrinsic directionality signal transmitted through cell contacts. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (42), 16945-16950 (2012).
  18. Solnica-Krezel, L., Stemple, D. L., Driever, W. Transparent things: cell fates and cell movements during early embryogenesis of zebrafish. BioEssays. 17 (11), 931-939 (1995).
  19. Montero, J. -. A., Kilian, B., Chan, J., Bayliss, P. E., Heisenberg, C. -. P. Phosphoinositide 3-kinase is required for process outgrowth and cell polarization of gastrulating mesendodermal cells. Current Biology. 13 (15), 1279-1289 (2003).
  20. Ulrich, F., et al. Slb/Wnt11 controls hypoblast cell migration and morphogenesis at the onset of zebrafish gastrulation. Development. 130 (22), 5375-5384 (2003).
  21. Kai, M., Heisenberg, C. -. P., Tada, M. Sphingosine-1-phosphate receptors regulate individual cell behaviours underlying the directed migration of prechordal plate progenitor cells during zebrafish gastrulation. Development. 135 (18), 3043-3051 (2008).
  22. Smutny, M., et al. Friction forces position the neural anlage. Nature Cell Biology. 19 (4), 306-317 (2017).
  23. Johansson, M., Giger, F. A., Fielding, T., Houart, C. Dkk1 controls cell-cell interaction through regulation of non-nuclear β-Catenin pools. Developmental Cell. 51 (6), 775-786 (2019).
  24. Gorelik, R., Gautreau, A. Quantitative and unbiased analysis of directional persistence in cell migration. Nature Protocols. 9 (8), 1931-1943 (2014).
  25. Grill, S. W., Howard, J., Schäffer, E., Stelzer, E. H. K., Hyman, A. A. The distribution of active force generators controls mitotic spindle position. Science. 301 (5632), 518-521 (2003).
  26. Desprat, N., Supatto, W., Pouille, P. -. A. A., Beaurepaire, E., Farge, E. Tissue deformation modulates twist expression to determine anterior midgut differentiation in Drosophila embryos. Developmental Cell. 15 (3), 470-477 (2008).
  27. Farhadifar, R., Röper, J. -. C., Aigouy, B., Eaton, S., Jülicher, F. The influence of cell mechanics, cell-cell interactions, and proliferation on epithelial packing. Current Biology. 17 (24), 2095-2104 (2007).
  28. Willier, B. H., Oppenheimer, J. M. . Foundations of Experimental Embryology. , (1964).
  29. Ashby, W. J., Zijlstra, A. Established and novel methods of interrogating two-dimensional cell migration. Integrative Biology: Quantitative Biosciences from Nano to Macro. 4 (11), 1338-1350 (2012).
  30. Bosze, B., et al. Pcdh18a regulates endocytosis of E-cadherin during axial mesoderm development in zebrafish. Histochemistry and Cell Biology. 154 (5), 463-480 (2020).

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Cite This Article
Boutillon, A., Escot, S., David, N. B. Deep and Spatially Controlled Volume Ablations using a Two-Photon Microscope in the Zebrafish Gastrula. J. Vis. Exp. (173), e62815, doi:10.3791/62815 (2021).

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