Summary

Präzise Gehirnkartierung zur Durchführung von Repetitiven In-Vivo-Bildgebungen der Neuro-Immun-Dynamik bei Mäusen

Published: August 07, 2020
doi:

Summary

Dieses Protokoll beschreibt eine chronische Cranial Window Implantationstechnik, die für die Längsbildgebung von neurogliovaskulären Strukturen, Wechselwirkungen und Funktion unter gesunden und kranken Bedingungen verwendet werden kann. Es dient als ergänzende Alternative zum transkraniellen Bildgebungsansatz, der zwar oft bevorzugt wird, aber einige kritische Einschränkungen besitzt.

Abstract

Das Zentralnervensystem (ZNS) wird durch ein komplexes Zusammenspiel von neuronalen, gliaalen, stromalen und vaskulären Zellen reguliert, die seine ordnungsgemäße Funktion erleichtern. Obwohl die Untersuchung dieser Zellen isoliert in vitro oder zusammen ex vivo liefert nützliche physiologische Informationen; wichtige Merkmale der neuronalen Zellphysiologie werden in solchen Kontexten übersehen. Daher ist es notwendig, neuronale Zellen in ihrer nativen in vivo Umgebung zu untersuchen. Das hier beschriebene Protokoll beschreibt die sich wiederholende In-vivo-Zwei-Photonen-Bildgebung von Nervenzellen im Nagetierkortex als Werkzeug zur Visualisierung und Untersuchung bestimmter Zellen über einen längeren Zeitraum von Stunden bis Monaten. Wir beschreiben detailliert die Verwendung der grob stabilen Gehirnvaskulatur als grobe Karte oder fluoreszierend beschriftete Dendriten als feine Karte ausgewählter Hirnregionen von Interesse. Anhand dieser Karten als visuellen Schlüssel zeigen wir, wie neuronale Zellen für die nachfolgende repetitive In-vivo-Bildgebung präzise verlegt werden können. Anhand von Beispielen für die In-vivo-Bildgebung von fluoreszierend markierten Mikroglia, Neuronen und NG2+ Zellen demonstriert dieses Protokoll die Fähigkeit dieser Technik, eine sich wiederholende Visualisierung der zellulären Dynamik am selben Hirnort über längere Zeiträume zu ermöglichen, die weitere Hilfe beim Verständnis der strukturellen und funktionellen Reaktionen dieser Zellen in der normalen Physiologie oder nach pathologischen Beleidigungen unterstützen kann. Gegebenenfalls kann dieser Ansatz an die funktionelle Bildgebung von Nervenzellen gekoppelt werden, z. B. mit Kalziumbildgebung. Dieser Ansatz ist besonders eine leistungsstarke Technik, um die physikalische Interaktion zwischen verschiedenen Zelltypen des ZNS in vivo zu visualisieren, wenn genetische Mausmodelle oder bestimmte Farbstoffe mit unterschiedlichen fluoreszierenden Tags zur Kennzeichnung der gefährdeten Zellen verfügbar sind.

Introduction

Das zentralnervöse System (ZNS) wird durch ein komplexes Zusammenspiel von Wechselwirkungen zwischen verschiedenen ansässigen Zelltypen, einschließlich Neuronen, Glia und gefäßassoziierten Zellen, gesteuert. Traditionell wurden Neurozellen in isolierten, ko-kultivierten1,2,3,4,5 (in vitro) oder ausgeschnittenem Hirngewebe (ex vivo)6,7,8,9,10 Kontexte untersucht. Es ist jedoch notwendig, das Verhalten neuronaler Zellen und Interaktionen in der nativen Umgebung des intakten Gehirns in vivo weiter zu verstehen. In diesem Protokoll beschreiben wir eine Methode, um in vivo-Regionen von Interesse abzubilden und diese Regionen in zukünftigen Imaging-Sitzungen genau neu abzubilden, um die komplexen Wechselwirkungen zwischen den verschiedenen ZNS-Zelltypen über einen längeren Zeitraum zu verfolgen.

Die Entwicklung von in vivo bildgebenden Ansätzen hat signifikante Gewinne für das richtige Verständnis der neuronalen Funktion11,12,13,14,15geliefert. Insbesondere bieten diese Ansätze mehrere Vorteile gegenüber herkömmlichen In-vitro- und Ex-vivo-Ansätzen. Erstens verfügen In-vivo-Bildgebungssysteme über physiologisch relevante Zell- und Gewebekomponenten wie die Vaskulatur mit dem gesamten Repertoire zellulärer Wechselwirkungen, um ein vollständiges Verständnis der neuronalen Netzwerkphysiologie zu ermöglichen. Zweitens deuten jüngste Ergebnisse darauf hin, dass bestimmte Nervenzellen (wie Mikroglia) wichtige Merkmale ihrer Identität und damit die Physiologie16,17 verlieren, die in der in vivo-Einstellung erhalten werden können, wenn sie aus ihrer ursprünglichen Umgebung entfernt werden. Drittens bieten In-vivo-Bildgebungssysteme die Möglichkeit für stabile Längsuntersuchungen von Wochen bis Monaten, um z.B. zelluläre Wechselwirkungen zu untersuchen. Angesichts der zunehmenden Hinweise auf Beiträge des peripheren Immunsystems18,19 und des Mikrobioms20,21 in der ZNS-Physiologie bieten In-vivo-Systeme eine Plattform, um solche Beiträge und Wirkungen auf ZNS-Zellen zu befragen. Daher sind Ansätze, die Längs-in-vivo-Bildgebung verwenden, um neuroimmune Physiologie und Wechselwirkungen in gesunden, verletzten und kranken Zuständen zu untersuchen, eine große komplementäre Ergänzung zu traditionellen Ansätzen.

In diesem Protokoll beschreiben wir einen zuverlässigen Ansatz, um verschiedene Zelltypen im Gehirn abzubilden, einschließlich Mikroglia, Neuronen und NG2+ Zellen als Beispiele. Es wurden zwei Ansätze zur Visualisierung von Nervenzellen in vivo entwickelt: der ausgedünnte Schädelansatz und der offene Schädel mit einem Schädelfensteransatz. Obwohl verdünnte Schädelansätze im Einsatz sind und bevorzugt werden, weil sie einige der Nachteile des offenen Schädelansatzes überwinden, wie z.B. Glialzellaktivierung, überphysiologische Wirbelsäulendynamik und die Verwendung von entzündungshemmenden Mitteln22,23,24,25, verdünnte Schädelansätze zeigen auch einige kritische Nachteile. Erstens ist das Ausdünnungsverfahren ein sehr heikles Verfahren, das viele Forscher nur schwer perfektionieren können, vor allem, wenn eine erneute Ausdünnung notwendig ist. Dies ist der Fall, weil es für Experimentatoren oft schwierig ist, festzustellen, dass sie den Schädel auf eine Tiefe von 20 m ausgedünnt haben. Zweitens müsste für angemessene Vergleiche zwischen Mäusen die Ausdünnung identisch sein, und eine Vielzahl von Ausdünnungserfolgen zwischen Bildgebungssitzungen oder Mäusen könnte die Visualisierung neuronaler Strukturen erschweren. Drittens können Tiere mit verdünnten Schädeln bei Verwendung bei der Längsbildgebung nur für eine begrenzte Anzahl von Sitzungen verwendet werden, wenn eine erneute Ausdünnung des Schädels zum Einsatz kommt. Forth, da ein Teil des Knochengewebes noch erhalten bleibt, könnte die Klarheit in der Tiefe der Bildgebung durch den ausgedünnten Schädelansatz beeinträchtigt werden, der eine großartige Visualisierung von oberflächlicheren, aber nicht so viel mit tieferen Regionen ermöglicht. Vor diesem Hintergrund können tiefere Hirnstrukturen wie der Hippocampus nicht erfolgreich mit dem ausgedünnten Schädelansatz abgebildet werden. Diese Überlegungen werfen die Notwendigkeit alternativer und ergänzender Ansätze auf, die diese Bedenken ausräumen könnten.

Alternativ zum ausgedünnten Schädelansatz verwendet der Ansatz der offenen Schädelfensterimplantation ein Verfahren, bei dem der Schädel durch einen optisch klaren Glasdeckel ersetzt wird. Dies ermöglicht eine nahezu unbegrenzte Anzahl von Bildgebungssitzungen. Darüber hinaus ermöglicht diese Methode aufgrund des Ersatzes des Schädels durch den Glasdeckel ein klares Sichtfenster fluoreszierender Gehirnzellen für längere Zeit von Stunden bis Monaten und kann daher eingesetzt werden, um Zellaktivität und Wechselwirkungen zu untersuchen, die für Physiologie, Alterung und Pathologie relevant sind.

Insgesamt beschreiben wir Schritte, die befolgt werden können, um chronische Schädelfenster durch eine stereotaxic-Kraniotomie zu implantieren, die in vivo-Bildgebung von Hirnregionen von Interesse ermöglicht. Wir beschreiben auch, wie die grob stabile Gehirnvaskulatur oder die fluoreszierend markierten Dendriten verwendet werden könnten, um eine grobe oder eine feine Karte bzw. der Hirnregionen von Interesse zu erzeugen. Dieser Ansatz kann dann für wiederholte Bildgebung über mehrere Sitzungen verwendet werden. Die Bedeutung dieser Technik liegt daher in ihrer Fähigkeit, die langfristigen Veränderungen oder Stase in Gehirnelementen einschließlich der Anordnung, Morphologie und Wechselwirkungen der verschiedenen zellulären Typen abzubilden.

Protocol

Alle Schritte entsprechen den Richtlinien, die vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Virginia festgelegt und genehmigt wurden. 1. Mauspräparat für die Schädelfensterimplantation HINWEIS: Verschiedene transgene Mauslinien mit floreszenten Tags eignen sich für die Bildgebung. Verwenden Sie CX3CR1GFP/+ Mäuse26, um Mikroglia in vivo zu visualisieren. Typischerweise werden jugendliche bis junge…

Representative Results

Zur Visualisierung der mikrogliaalen Dynamik in vivo wurden doppeltransgene CX3CR1GFP/+:Thy1YFP-Mäuse verwendet. Die Thy1-YFP H Linie wird im Gegensatz zur Thy1-GFP M-Linie verwendet, um Blütenstaubüberlappungen von Mikroglia (GFP) und Neuronen (YFP) zu vermeiden. Alternative Ansätze könnten eine Reporterlinie verwenden, in der Microglia z.B. mit tdTomato und dann die Thy1-GFP M-Linie beschriftet werden kann. Ein Nachteil der H-Linie ist, dass YFP viele Neuronen kennzeichnet und das Etikett mit…

Discussion

Das Aufkommen der in vivo Zwei-Photonen-Bildgebung hat Möglichkeiten eröffnet, die Fülle von zellulären Interaktionen und Dynamiken zu erforschen, die im gesunden Gehirn auftreten. Erste Studien konzentrierten sich auf die Verwendung des offenen Schädel-Craniotomie-Ansatzes zur Bildneuronaldendriten durch akute und chronische Bildgebung37,38. Dies kann auch verwendet werden, um neuroimmune Wechselwirkungen im Gehirn zu klären. Dieses Protokoll beschreibt ei…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir danken den Mitgliedern des Eyo-Labors für die Diskussion der in diesem Manuskript vorgestellten Ideen. Wir danken Dr. Justin Rustenhoven vom Kipnis Lab der University of Virginia für das Geschenk von NG2DsRed Mäusen 33. Diese Arbeit wird durch Fördermittel des National Institute of Neurological Disorders and Stroke of the National Institute of Health to U.B.E (K22 NS104392) unterstützt.

Materials

Coverglass (3mm) Warner Instruments 64-0726
Cyanoacrylate glue (Krazy Glue) Amazon https://www.amazon.com/Krazy-Glue-Original-Purpose-Instant/dp/B07GSF31WZ/ref=sr_1_2?keywords=krazy+glue&qid=1583856837&s=pet-supplies&sr=8-2
Demi Ultra LED Curing Light System Dental Health Products, Inc 910860-1
Dental Drill Osada: www.osadausa.edu EXL-M40
Drill Bit Fine Science Tools #19008-07
Eye Ointment Henry Schien 1338333
iBond Total Etch (Primer glue) Chase Dental Supply (Heraeus Kulzer) 66040094
Rhodamine B Millipore Sigma 81-88-9 (R6626)
Tetris Evoflow glue (Final glue) Top Dent (Ivoclar Vivadent) #595956
Wahl Brav Mini+ Amazon https://www.amazon.com/Wahl-Professional-Animal-BravMini-41590-0438/dp/B00IN24ILE/ref=asc_df_B00IN24ILE/?tag=hyprod-20&linkCode=df0&hvadid=167141013968&hvpos=&hvnetw=g&hvrand=12368793083893626704&hvpone=&hvptwo=&hvqmt=&hvdev=c&hvdvcmdl=&hvlocint=&hvlocphy=9008337&hvtargid=pla-332197544154&psc=1

References

  1. Engle, S. J., Blaha, L., Kleiman, R. J. Best Practices for Translational Disease Modeling Using Human iPSC-Derived Neurons. Neuron. 100 (4), 783-797 (2018).
  2. Osaki, T., Shin, Y., Sivathanu, V., Campisi, M., Kamm, R. D. In Vitro Microfluidic Models for Neurodegenerative Disorders. Advanced Healthcare Materials. 7 (2), (2018).
  3. Croushore, C. A., Sweedler, J. V. Microfluidic systems for studying neurotransmitters and neurotransmission. Lab Chip. 13 (9), 1666-1676 (2013).
  4. Wu, V. W., Schwartz, J. P. Cell culture models for reactive gliosis: new perspectives. J Neuroscience Research. 51 (6), 675-681 (1998).
  5. Abbott, N. J. Astrocyte-endothelial interactions and blood-brain barrier permeability. Journal of Anatomy. 200 (6), 629-638 (2002).
  6. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: A review. Neuroscience. 305, 86-98 (2015).
  7. Pena, F. Organotypic cultures as tool to test long-term effects of chemicals on the nervous system. Current Medicinal Chemistry. 17 (10), 987-1001 (2010).
  8. Humpel, C. Organotypic Brain Slice Cultures. Current Protocols in Immunology. 123 (1), 59 (2018).
  9. Heine, C., Franke, H. Organotypic slice co-culture systems to study axon regeneration in the dopaminergic system ex vivo. Methods in Molecular Biology. 1162, 97-111 (2014).
  10. Croft, C. L., Futch, H. S., Moore, B. D., Golde, T. E. Organotypic brain slice cultures to model neurodegenerative proteinopathies. Molecualar Neurodegeneration. 14 (1), 45 (2019).
  11. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  12. Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nature Review Neurosciences. 9 (3), 195-205 (2008).
  13. Akassoglou, K., et al. In Vivo Imaging of CNS Injury and Disease. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10808-10816 (2017).
  14. Tran, C. H., Gordon, G. R. Astrocyte and microvascular imaging in awake animals using two-photon microscopy. Microcirculation. 22 (3), 219-227 (2015).
  15. Tvrdik, P., Kalani, M. Y. S. In Vivo Imaging of Microglial Calcium Signaling in Brain Inflammation and Injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (11), 2366 (2017).
  16. Bennett, F. C., et al. A Combination of Ontogeny and CNS Environment Establishes Microglial Identity. Neuron. 98 (6), 1170-1183 (2018).
  17. Bohlen, C. J., et al. Diverse Requirements for Microglial Survival, Specification, and Function Revealed by Defined-Medium Cultures. Neuron. 94 (4), 759-773 (2017).
  18. Mueller, K. L., Hines, P. J., Travis, J. Neuroimmunology. Science. 353 (6301), 760-761 (2016).
  19. Kipnis, J., Filiano, A. J. Neuroimmunology in 2017: The central nervous system: privileged by immune connections. Nature Reviews Immunology. 18 (2), 83-84 (2018).
  20. Moloney, R. D., Desbonnet, L., Clarke, G., Dinan, T. G., Cryan, J. F. The microbiome: stress, health and disease. Mammalian Genome. 25 (1-2), 49-74 (2014).
  21. Skonieczna-Zydecka, K., Marlicz, W., Misera, A., Koulaouzidis, A., Loniewski, I. Microbiome-The Missing Link in the Gut-Brain Axis: Focus on Its Role in Gastrointestinal and Mental Health. Journal of Clinical Medicine. 7 (12), 521 (2018).
  22. Xu, H. T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nature Neuroscience. 10 (5), 549-551 (2007).
  23. Pan, F., Gan, W. B. Two-photon imaging of dendritic spine development in the mouse cortex. Developmental Neurobiology. 68 (6), 771-778 (2008).
  24. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nature Protocols. 5 (2), 201-208 (2010).
  25. Grutzendler, J., Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Gan, W. B. Transcranial two-photon imaging of the living mouse brain. Cold Spring Harbor Protocols. 2011 (9), (2011).
  26. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Molecular Cell Biology. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  27. Liu, Y. U., et al. Neuronal network activity controls microglial process surveillance in awake mice via norepinephrine signaling. Nature Neuroscience. 22 (11), 1771-1781 (2019).
  28. Stowell, R. D., et al. Noradrenergic signaling in the wakeful state inhibits microglial surveillance and synaptic plasticity in the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 22 (11), 1782-1792 (2019).
  29. Sun, W., et al. In vivo Two-Photon Imaging of Anesthesia-Specific Alterations in Microglial Surveillance and Photodamage-Directed Motility in Mouse Cortex. Frontiers in Neuroscience. 13, 421 (2019).
  30. Juczewski, K., Koussa, J., Kesner, A., Lee, J., Lovinger, D. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method. bioRxiv. , (2020).
  31. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
  32. Eyo, U. B., et al. P2Y12R-Dependent Translocation Mechanisms Gate the Changing Microglial Landscape. Cell Reports. 23 (4), 959-966 (2018).
  33. Nishiyama, A., Komitova, M., Suzuki, R., Zhu, X. Polydendrocytes (NG2 cells): multifunctional cells with lineage plasticity. Nature Review Neurosciences. 10 (1), 9-22 (2009).
  34. Zhu, X., Bergles, D. E., Nishiyama, A. NG2 cells generate both oligodendrocytes and gray matter astrocytes. Development. 135 (1), 145-157 (2008).
  35. Hughes, E. G., Kang, S. H., Fukaya, M., Bergles, D. E. Oligodendrocyte progenitors balance growth with self-repulsion to achieve homeostasis in the adult brain. Nature Neuroscience. 16 (6), 668-676 (2013).
  36. Berthiaume, A. A., et al. Dynamic Remodeling of Pericytes In Vivo Maintains Capillary Coverage in the Adult Mouse Brain. Cell Reports. 22 (1), 8-16 (2018).
  37. Trachtenberg, J. T., et al. Long-term in vivo imaging of experience-dependent synaptic plasticity in adult cortex. Nature. 420 (6917), 788-794 (2002).
  38. Holtmaat, A. J., et al. Transient and persistent dendritic spines in the neocortex in vivo. Neuron. 45 (2), 279-291 (2005).
  39. Wang, C., Mei, L. In utero electroporation in mice. Methods in Molecular Biology. 1018, 151-163 (2013).
  40. Matsui, A., Yoshida, A. C., Kubota, M., Ogawa, M., Shimogori, T. Mouse in utero electroporation: controlled spatiotemporal gene transfection. Journal of Visualized Experiments. (54), e3024 (2011).
  41. Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8 (6), 67680 (2013).
  42. Guenthner, C. J., Miyamichi, K., Yang, H. H., Heller, H. C., Luo, L. Permanent genetic access to transiently active neurons via TRAP: targeted recombination in active populations. Neuron. 78 (5), 773-784 (2013).
  43. Pilz, G. A., et al. Live imaging of neurogenesis in the adult mouse hippocampus. Science. 359 (6376), 658-662 (2018).
  44. Wu, J., et al. Kilohertz two-photon fluorescence microscopy imaging of neural activity in vivo. Nature Methods. 17 (3), 287-290 (2020).
  45. Yang, W., Yuste, R. In vivo imaging of neural activity. Nature Methods. 14 (4), 349-359 (2017).
  46. Hannan, S., et al. In vivo imaging of deep neural activity from the cortical surface during hippocampal epileptiform events in the rat brain using electrical impedance tomography. Neuroimage. 209, 116525 (2020).
  47. Kulkarni, R. U., et al. In Vivo Two-Photon Voltage Imaging with Sulfonated Rhodamine Dyes. ACS Central Science. 4 (10), 1371-1378 (2018).
  48. Chamberland, S., et al. Fast two-photon imaging of subcellular voltage dynamics in neuronal tissue with genetically encoded indicators. Elife. 6, (2017).

Play Video

Cite This Article
Bisht, K., Sharma, K., Eyo, U. B. Precise Brain Mapping to Perform Repetitive In Vivo Imaging of Neuro-Immune Dynamics in Mice. J. Vis. Exp. (162), e61454, doi:10.3791/61454 (2020).

View Video