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Genetics

Tecniche di microiniezione embrionale per un'efficiente mutagenesi sito-specifica in Culex quinquefasciatus

Published: May 24, 2020
doi:
10.3791/61375
, , , ,
1Section of Cell and Developmental Biology,University of California, San Diego, 2Department of Entomology and Plant Patholog,Auburn University, 3Tata Institute for Genetics and Society,University of California, San Diego

Summary

Questo protocollo descrive le procedure di microiniezione per gli embrioni di Culex quinquefasciatus ottimizzate per funzionare con gli strumenti di editing genetico CRISPR/Cas9. Questa tecnica può generare in modo efficiente mutazioni germinali site-specific, ereditabili, che possono essere utilizzate per costruire tecnologie genetiche in questo vettore di malattia poco studiato.

Abstract

Culex quinquefasciatus è un vettore di una vasta gamma di malattie trasmesse da vettori come la malaria aviaria, il virus del Nilo occidentale (WNV), l’encefalite giapponese, l’encefalite equina orientale, la filariosi linfatica e l’encefalite di Saint Louis. In particolare, la malaria aviaria ha svolto un ruolo importante nell’estinzione di numerose specie endemiche di uccelli insulari, mentre il WNV è diventato un’importante malattia trasmessa da vettori negli Stati Uniti. Per ottenere ulteriori informazioni sulla biologia di C. quinquefasciatus ed espandere la loro cassetta degli attrezzi per il controllo genetico, dobbiamo sviluppare metodi più efficienti e convenienti per l’ingegneria del genoma in questa specie. Tuttavia, alcuni tratti biologici unici delle zanzare Culex, in particolare le loro zattere di uova, hanno reso difficile eseguire le procedure di microiniezione necessarie per l’ingegneria del genoma. Per affrontare queste sfide, abbiamo sviluppato un protocollo di microiniezione embrionale ottimizzato che si concentra sulla mitigazione degli ostacoli tecnici associati alle caratteristiche uniche delle zanzare Culex. Queste procedure dimostrano metodi ottimizzati per la raccolta delle uova, la separazione della zattera d’uovo e altre procedure di manipolazione essenziali per il successo della microiniezione in C. quinquefasciatus. Se abbinate alla tecnologia di editing del genoma CRISPR / Cas9, queste procedure ci consentono di ottenere mutazioni germinali site-specific, efficienti ed ereditabili, che sono necessarie per eseguire l’ingegneria avanzata del genoma e sviluppare tecnologie di controllo genetico in questo importante, ma attualmente poco studiato, vettore di malattia.

Introduction

C. quinquefasciatus, comunemente nota come zanzara della casa meridionale, è un vettore competente di numerosi agenti patogeni tra cui il virus del Nilo occidentale (WNV), l’encefalite giapponese, l’encefalite di Saint Louis e l’encefalite equina orientale. In particolare, da quando è stato rilevato per la prima volta a New York nel 1999, il WNV è diventato una delle principali malattie trasmesse da vettori in tutti gli Stati Uniti continentali (USA) con oltre 50.000 casi umani segnalati con circa 2.300 morti tra il 1999 e il2018 1 e oltre 4.500 casi equini segnalati tra il 2008-20192. Inoltre, almeno 23 specie di uccelli trovate in Nord America sono state colpite da infezioni da WNV con almeno 12 specie classificate come irrecuperabili a seguito di WNV3. L’impatto del WNV sulle popolazioni umane, equine e aviarie è dovuto al comportamento opportunistico di alimentazione dei suoi vettori. In genere, gli uccelli sono gli ospiti principali per WNV e gli esseri umani e i cavalli sono ospiti incidentali o senza uscita. Alcuni agenti patogeni vettorizzati da C. quinquefasciatus infettano solo uccelli come il parassita della malaria aviaria, Plasmodium relictum. Nelle Hawaii, C. quinquefasciatus è un vettore principale della malaria aviaria e ha causato l’estinzione di molte specie di uccelli nativi4,5.

Per controllare le malattie trasmesse da C. quinquefasciatus, ricercatori e agenzie di controllo dei vettori hanno usato strumenti di controllo della popolazione di zanzare comunemente stabiliti come l’applicazione di insetticidi6, tuttavia, questi metodi sono costosi, non specie-specifici, e hanno un’efficacia limitata in quanto la resistenza agli insetticidi è elevata in molte popolazioni di C. quinquefasciatus 6,7,8,9. Altre tecniche di controllo, come le strategie di controllo della popolazione basate su Wolbachiasono state sviluppate negli ultimi anni10,11, ma i costi di fitness associati all’infezione da Wolbachia limitano la fattibilità di questo approccio per questo vettore12. Esistono anche metodi di controllo basati sulla genetica che sono stati sviluppati in altre specie di zanzare come Aedes aegypti13,14, Anopheles gambiae15 e Anopheles stephensi16, incluso lo sviluppo di zanzare resistenti ai patogeni17,18,19, che potrebbero anche essere sviluppati per C. quinquefasciatus se gli strumenti di ingegneria del genoma richiesti sono sviluppato per questa specie. Tuttavia, la biologia di C. quinquefasciatus differisce notevolmente da altri vettori di zanzare Aedes e Anopheles, il che ha reso difficile lo sviluppo di tecnologie genetiche simili in questo vettore. Con l’avvento delle tecnologie di ingegneria del genoma basate su CRISPR, l’ingegneria del genoma preciso è diventata sempre più banale, economica e adattabile e di conseguenza ha portato allo sviluppo di nuovi strumenti genetici in un’ampia varietà di specie.

Per generare mutazioni con tecnologie basate su CRISPR, una miscela di proteina Cas9 e RNA guida sintetico (sgRNA), complementare ai loci desiderati, viene microiniettata in embrioni in stadio pre-blastoderma. Poiché le femmine di C. quinquefasciatus depongono le uova in gruppi attaccati in una struttura a zattera galleggiante (Figura 1), al contrario di ovopositare singole uova, un tratto delle zanzare Aedes e Anopheles, le microiniezioni embrionali sono sempre più complicate in questa specie. Le larve di Culex emergono anche dal lato anteriore di ciascun uovo, che è in contatto con la superficie dell’acqua (Figura 1), quindi l’orientamento dell’uovo dopo la manipolazione è importante in questa specie. Qui descriviamo un protocollo dettagliato progettato per la microiniezione della proteina Cas9 e sgRNA negli embrioni di C. quinquefasciatus. Questo protocollo è stato progettato per accogliere tratti unici della biologia Culex al fine di migliorare la sopravvivenza degli embrioni e i tassi di mutazione del genoma attraverso alcuni passaggi che sono fondamentali per la raccolta tempestiva degli ovuli e la sopravvivenza degli ovociti.

Protocol

1. Allevamento della colonia di C. quinquefasciatus Allestire più colonie di adulti di C. quinquefasciatus in gabbie di dormitori di insetti.NOTA: Le colonie sono state fornite dalla dott.ssa Laura Harrington alla Cornell University20. Protocolli dettagliati per l’allevamento delle zanzare Culex possono essere trovati in altra letteratura21. Mantenere le zanzare a 25 ± 1 °C al 30% di umidità con un ciclo giorno:notte di 12:12 h. Fornire una soluzione di zucchero al 20% ad libitum introducendo un contenitore per la soluzione di zucchero con uno stoppino nella gabbia o saturando i batuffoli di cotone con la soluzione di zucchero e posizionandola all’interno della gabbia. Lasciare che le zanzare si accoppiano per almeno 3 giorni prima dell’alimentazione del sangue (Figura 2A). 2. Raccolta di embrioni in stadio pre-blastoderma di C. quinquefasciatus Dopo 3-6 giorni dopo l’eclosion, fornire alle femmine 1-2 ml di farina di sangue bovino citrato attraverso una membrana sintetica e riscaldata a circa 40 °C in un sistema di alimentazione del sangue (Figura 2B). Esistono anche protocolli alternativi di alimentazione del sangue che possono essere utilizzati per le zanzare Culex (ad esempio, vedi ref21).NOTA: C. quinquefasciatus è noto per una preferenza per il sangue aviario. Alcuni laboratori utilizzano uccelli vivi anestetizzati o sangue aviario per la loro fonte di farina di sangue21,22,23. Tuttavia, le colonie possono essere addestrate / selezionate per nutrirsi di sangue bovino o di piccoli roditori se questa caratteristica è selezionata per più generazioni. Lasciare riposare le femmine per un minimo di 3 giorni dopo l’alimentazione del sangue per sottoporsi all’oogenesi e alla maturazione delle uova prima di indurre l’ovodeposizione per esperimenti di microiniezione. Il giorno delle microiniezioni embrionali, creare una tazza di ovodeposizione con acqua di ovodeposizione infusa organicamente. L’acqua di deposizione deve essere prodotta fermentando le feci di coniglio (50 g / L), l’erba in decomposizione (4,5 g / L) o il cibo per pesci (25 g / L) in acqua nel corso di 5 o più giorni24,25. Posizionare la tazza di ovodeposizione nella gabbia e posizionare l’intera gabbia in una posizione buia (Figura 2C). Dopo ogni 30 minuti, controlla la tazza per le zattere di uova. Se sono presenti zattere di uova, raccogliere le zattere raccogliendole con un pennello e posizionarle su una carta da filtro bagnata (Figura 2D,E). 3. Allineamento degli embrioni dello stadio pre-blastoderma di C. quinquefasciatus Separare le uova dalle zattere premendo sulla zattera e prendendo in giro le uova singolarmente usando un pennello a punta fine e una pinna (Figura 2E). Allineare le singole uova su una sottile striscia di nastro adesivo biadesivo posto sulla parte superiore di un vetrino (Figura 2F). Durante l’allineamento, prova a puntare il lato anteriore di ogni uovo nella stessa direzione per una più facile accessibilità.NOTA: Un metodo alternativo di allineamento delle uova senza nastro adesivo biadesivo può essere trovato in un protocollo di microiniezione embrionale Nasonia vitripennis precedentemente pubblicato26. Coprire le uova con la miscela di olio di alocarburi.NOTA: La miscela di halocarbon può essere preparata in anticipo mescolando delicatamente due reagenti alocarburi e acqua (9:1:20, halocarbon 700: halocarbon 27: acqua ultrapura) e quindi incubando la miscela durante la notte a 25οC per facilitare la saturazione dell’acqua dell’olio di alocarburi. 4. Preparazione dell’ago per microiniezioni Generare gli aghi di vetro capillare alluminosilicato utilizzando un estrattore di micropipette di vetro. Posizionare un vetro capillare in alluminosilicato in un estrattore di aghi, come da istruzioni del manuale utente dell’estrattore dell’ago.NOTA: Possono essere utilizzati anche aghi capillari al quarzo e borosilicato, ma per questo esperimento è preferibile l’alluminosilicato a causa della sua relativa convenienza e durata. Impostare Calore su 516, Velocità su 100, Ritardo su 70, Tiro su 97 e Pressione su 500 sull’estrattore dell’ago. Attivare l’estrattore dell’ago, secondo le istruzioni dell’estrattore e ripetere se necessario per aghi aggiuntivi.NOTA: Durante il processo di iniezione, gli aghi spesso si intasano o si rompono accidentalmente, pertanto si consiglia vivamente di tirare aghi aggiuntivi per un singolo esperimento. Smussare la punta dell’ago toccando delicatamente la punta dell’ago tirato sulla piastra abrasiva diamantata rotante per circa 10 s con un angolo di 50 °.NOTA: la smussatura dell’ago lo apre per consentire al fluido di fluire attraverso di esso, creando anche una punta più affilata per una più facile penetrazione nell’embrione. Un esempio di ago corretto può essere visto in un precedente articolo26. Conservare gli aghi tirati e smussati incorporandoli in linee di argilla modellatrice in una capsula di Petri.NOTA: per garantire la migliore qualità per le punte degli aghi, gli aghi devono essere appena tirati e smussati il più vicino possibile al momento dell’iniezione. 5. Caricamento della miscela di iniezione Preparare la miscela di iniezione costituita da reagenti per la modifica del genoma (ad esempio, 200 ng/μL sgRNA e 200 ng/μL cas9 miscela), o soluzioni di iniezione preferite e tenerla sul ghiaccio.NOTA: Questo mix può essere preparato in attesa che le uova vengano deposte. Maggiori dettagli sulla produzione di Cas9 e sgRNA e sulla preparazione per la microiniezione possono essere trovati nelle precedenti pubblicazioni27,28,29,30. Caricare 2 μL di miscela per iniezione nell’ago per iniezione utilizzando una punta del microloader. 6. Configurazione della microiniezione Posizionare l’ago per iniezione riempito in un micromanipolatore collegato a un microiniettore elettronico. Posizionare il vetrino contenente le uova allineate sul palco di un microscopio composto. Utilizzando il micromanipolatore e il microscopio composto, allineare l’ago per mirare all’estremità posteriore dell’embrione con un angolo di 25-35 °. 7. Microiniezione di embrioni (Figura 2G) Inserire con attenzione l’ago nell’embrione e iniettare la miscela in una quantità di circa il 10% del volume dell’embrione (700-800 pL a seconda delle dimensioni delle uova).NOTA: Durante l’iniezione, l’uovo deve gonfiarsi leggermente, tuttavia, se viene iniettato troppo liquido, le uova possono scoppiare o il liquido citoplasmatico può fuoriuscire. Iniettare circa 20 uova alla volta, quindi fermarsi ed eseguire procedure di recupero dell’embrione.NOTA: Durante l’iniezione, c’è un’alta probabilità che gli aghi si intasino o si rompano. Se si verifica uno zoccolo, che può essere determinato da una mancanza di fluido per iniezione che scorre attraverso l’ago, provare a pulire l’ago con la funzione di pulizia sul microiniettore elettronico o provare a ri-smussare l’ago. Se nessuno dei due passaggi funziona, passare rapidamente a un nuovo ago assicurandosi che le uova preparate rimangano inumidite. 8. Recupero e schiusa degli embrioni Lasciare le uova indisturbate per almeno 5 minuti. Entro 20 minuti dopo l’iniezione, rimuovere con cura l’olio alocarbonio spazzolando leggermente con un pennello pulito (Figura 2H). Sollevare delicatamente le uova con un pennello e metterle in una tazza di acqua a doppio distillato (Figura 2I). Fare attenzione a mantenere le uova sulla superficie dell’acqua. Controllare le uova ogni giorno per 7 giorni per la schiusa (Figura 2J). Seguire le normali procedure di allevamento larvale21. 9. Screening per la modifica del genoma Schermare le zanzare iniettate per i fenotipi mutanti usando uno stereoscopio (Figura 2K). Verificare le mutazioni che non hanno un fenotipo facilmente riconoscibile, mediante amplificazione PCR, test dell’endonucleasi I T7 e sequenziamento mediante subclonazione della regione bersaglio31. Impostare ulteriori incroci tra individui iniettati per rilevare mutazioni ereditarie all’interno della linea germinale.

Representative Results

In esperimenti precedentemente pubblicati questo metodo è stato utilizzato per generare con successo mutazioni somatiche e germinali di un gene critico per lo sviluppo della pigmentazione dell’occhio scuro, bianco (CPIJ005542)30 (Tabella 1). Le mutazioni somatiche generate da CRISPR/Cas9 sono state valutate mediante screening per la perdita di pigmentazione negli occhi dello stadio pupale di individui iniettati (G0). Le mutazioni somatiche erano generalmente presenti come fenotipi a mosaico in cui alcune ma non tutte le cellule hanno il fenotipo mutante. Ad esempio, le mutazioni somatiche del gene bianco hanno portato a una miscela di ommatidia con fenotipi che mancano di pigmentazione e quelli con un fenotipo pigmentato wildtype30. Quando c’è stata una mutazione germinale del gene bianco, tuttavia, la generazione successiva (G1) ha ereditato il fenotipo completo degli occhi bianchi. I tassi di mutazione germinale sono stati determinati incrociando individui G0 a mosaico e segnando per la prole dagli occhi completamente bianchi (G1). Questi esperimenti hanno portato a un tasso di sopravvivenza embrionale dal 64% all’82%, nonché a un tasso di mutagenesi somatica dal 37% al 57% e a un tasso di mutagenesi germinale del >61% (Tabella 1). Con il multiplexing di sgRNA per colpire più loci nello stesso gene, i tassi di mutagenesi somatica e germinale sono aumentati fino all’86% (Tabella 1). Inoltre, per molte generazioni, le scorte omozigoti vitali dei mutanti bianchi sono state conservate con successo in laboratorio. Figura 1: Zattera d’uovo di C. quinquefasciatus e morfologia dell’uovo singolo.Viste dorsali (A), laterali (B) e ventrali (C) delle zattere di uova C quinquefasciatus. Le femmine di C. quinquefasciatus depongono le uova con il lato anteriore più bulboso che tocca la superficie dell’acqua mentre il lato posteriore più appuntito lontano dalla superficie dell’acqua (D). A- anteriore; P- posteriore Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2: Linea temporale per la creazione di mutanti di C. quinquefasciatus mediante microiniezione.Cronologia della preparazione della colonia di C. quinquefasciatus e della raccolta di embrioni per la microiniezione (A-D). Le uova raccolte vengono quindi separate (E) allineate nello stesso orientamento e ricoperte di olio di alocarbonio (F). Le uova vengono quindi iniettate (G) e lasciate riposare per un minimo di 5 minuti prima di rimuovere l’olio alocarbonio (H). Le uova vengono quindi trasferite in una fonte di acqua pulita (I) per la schiusa (J) e sottoposte a screening per fenotipi mutanti (K). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Sopravvivenza Mosaicismo somatico (G0) Mutagenesi germinale (G1) sgRNA · #injected ♂ ♀ Totale (%) ♂ ♀ Totale (%) G1 mutanti (%) wsgRNA-1 50 15 20 35(70) 7(47) 13(65) 20(57) 128(69) wsgRNA-2 50 9 32 41(82) 3(33) 12(38) 15(37) 51(61) wsgRNA-3 50 17 15 32(64) 7(41) 8(53) 15(47) 157(72) wsgRNA-1/wsgRNA-2 50 7 16 23(46) 5(71) 12(75) 17(74) 123(79) wsgRNA-1/wsgRNA-3 50 13 9 22(44) 10(77) 6(67) 16(73) 72(81) wsgRNA-2/wsgRNA-3 50 17 10 27(54) 13(76) 8(80) 21(78) 101(85) wsgRNA-1/wsgRNA-2/wsgRNA-3 50 11 10 21(42) 9(82) 9(90) 18(86) 149(86) Tabella 1: Tassi di sopravvivenza e mutazione degli embrioni iniettati con gRNA singoli e multiplexati mirati al bianco. La tabella viene ristampata con il permesso di30

Discussion

Con i recenti sforzi per generare strumenti geneticamente modificati per il controllo dei vettori di zanzare, è necessario sviluppare e ottimizzare i protocolli di microiniezione degli embrioni per i comuni vettori di malattie delle zanzare. Sebbene siano stati sviluppati metodi per le zanzare Aedes e Anopheles, un protocollo progettato specificamente per Culex è stato minimamente esplorato. In generale, i protocolli di iniezione di embrioni di zanzara possono essere suddivisi in 3 fasi generali: 1) raccolta e preparazione degli embrioni, 2) iniezione di embrioni e 3) recupero post-iniezione. Per generare con successo mutanti, tutti e tre i passaggi devono essere ottimizzati per le specie bersaglio. Questo protocollo modificato per la microiniezione di embrioni è specifico per il successo dell’ingegneria del genoma delle zanzare Culex.

Massimizzare la raccolta degli embrioni è un collo di bottiglia comune nei protocolli di microiniezione degli embrioni. Al fine di aumentare il numero di uova raccolte in un breve periodo di tempo, le zanzare sono state limitate da un substrato di ovodeposizione per 2-3 giorni dopo la farina di sangue. È importante notare che C. quinquefasciatus tende a preferire le fonti di sangue aviario rispetto alle fonti di mammiferi o all’alimentazione di membrana con sangue di mammifero. Tuttavia, molti ricercatori hanno difficoltà ad acquisire una fonte affidabile di avi vivi o sangue aviario per l’alimentazione del sangue, quindi le scorte di laboratorio possono essere adattate per nutrirsi di fonti di sangue più accessibili. È anche fondamentale utilizzare acqua ricca di nutrienti per il substrato di ovodeposizione in quanto fornisce segnali di ovodeposizione per C. quinquefasciatus e la maggior parte degli altri vettori Culex. Esistono molti metodi per generare acqua ricca di sostanze nutritive, che potrebbe essere necessario ottimizzare tra i laboratori per garantire che un numero appropriato di uova sia disponibile per la microiniezione. Ad esempio, mentre questo metodo ha avuto il maggior successo con le feci di coniglio fermentate in acqua deionizzata per 5 o più giorni, altri ricercatori hanno più successo con erba o cibo per pesci come fonte di nutrienti e alcuni anche con acqua distillata21.

Poiché le zanzare Culex depongono gruppi di uova in zattere, la raccolta delle uova è abbastanza semplice. Le uova possono essere semplicemente raccolte raccogliendo l’intera zattera con un pennello. La separazione degli ovuli è più complicata, ma essenziale per un’iniezione di successo. Le uova possono essere accuratamente separate dalla zattera applicando una leggera pressione verso il basso tra le uova con pennello o pinna. Con un po ‘di pratica, più utenti sono stati in grado di separare in modo affidabile le uova singole dalle zattere di uova. Dopo aver separato ogni uovo, le uova vengono allineate nello stesso orientamento su nastro adesivo a doppia faccia, che stabilizza le uova durante la microiniezione. Le uova vengono iniettate nell’estremità posteriore affusolata e l’aggiunta di olio alocarbonico mantiene le uova umide durante la manipolazione.

Per limitare il danno embrionale durante la microiniezione, gli aghi per iniezione devono essere di forza appropriata e smussati ad un angolo appropriato. Gli aghi in alluminosilicato smussati per 10 secondi con un angolo di 50° hanno avuto i migliori risultati, ma anche gli aghi in borosilicato e quarzo possono funzionare, anche se possono essere meno durevoli e più costosi. Inoltre, una corretta smussatura dell’ago facilita un migliore flusso delle miscele Cas9 e sgRNA e crea un punto più nitido per una più facile penetrazione nell’embrione. In molti casi, la smussatura è anche un modo efficace per riparare rapidamente gli aghi intasati invece di spendere tempo e sforzi per sostituire gli aghi intasati.

Dopo l’iniezione, le uova devono rimanere indisturbate per almeno 5 minuti con l’olio di alocarbonio rimosso immediatamente dopo spazzolandolo delicatamente con un pennello pulito. Dopo la rimozione dell’olio di alocarburi, le uova iniettate possono essere poste in acqua per schiudersi, che in genere si verifica entro 3 giorni dall’iniezione. Con la pratica e un numero sufficiente di uova, questo protocollo può ottenere mutazioni somatiche e germinali coerenti in C. quinquefasciatus ed è abbastanza versatile da essere facilmente adattabile ad altre zanzare Culex.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato in parte da fondi di avvio UCSD diretti a O.S.A.

Materials

9 oz clear plastic pet cup Karat C-KC9 Insect Rearing and Egg Collection
Aluminosilicate glass capillary tubing 1mm(outside diameter) X 0.58mm (inner diameter) Sutter Instruments BF100-58-10 Microinjection, borosilicate and quartz needles could also be used but we prefered aluminosilicate
Blood Colorado Serum Company 31025 The colony took multiple generations to adapt to this blood source. Other blood sources are likely just as appropriate. See protocol notes on blood source selection.
Bugdorm Bugdorm 4F2222 Insect Rearing Cage
Cas9 Protein with NLS PNABio CP01 Microinjection
Compound Microscope Olympus BX41 Microinjection, for embryo injection
Diamond abrasive plate (0.7u to 2.0u tip sizes) Sutter Instruments 104E Microinjection, to be used with beveler
DNase/RNase-Free distilled Water Invitrogen 10977-015 Microinjection
Double-sided Tape Scotch B084NVQGXD Microinjection, embryo alignment
Femtojet 4x or 4i programmable microinjector Eppendorf Microinjection
Femtotips Microloader tips Fisher Scientific E5242956003 Microinjection
Filter Paper Whatman 1001-090 Microinjection, embryo collection
Fine-tip paintbrush ZEM 2595 Microinjection, embryo alignment
Halocarbon oil 27 Sigma-Aldrich H8773 Microinjection, embryo alignment
Halocarbon oil 700 Sigma-Aldrich H8898 Microinjection, embryo alignment
Hemotek Hemotek PS5 Line Maintenance
Microelectrode Beveler Sutter Instruments BV10 Microinjection, needle beveling
Micropipette Puller Sutter Instruments P-1000 or P-2000 Microinjection, needle pulling
Microscope Slides Fisherbrand 12-550-A3 Microinjection, embryo alignment
Non-Drying Modeling Clay Jovi B0025Z71IM Microinjection, needle storage
Stereo Microscope Olympus SZ51 Microinjection, for embryo alignment
Sugar Domino 20% sugar solution for adult sugar source.
T7 Endonuclease I NEB M0302 Preparation of microinjection materials
TOPO TA Cloning Kit ThermoFischer Scientific K451020 Preparation of microinjection materials
Ultra-fine tip forceps Fisher Scientific 16-100-121 Microinjection, embryo alignment
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References

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Bui, M., Li, M., Raban, R. R., Liu, N., Akbari, O. S. Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus. J. Vis. Exp. (159), e61375, doi:10.3791/61375 (2020).
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