JoVE Journal > Genetics
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
עברית

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Genetics

אמבריו מיקרו-סינתזה טכניקות עבור מוטגנזה יעילה ספציפית לאתר בקולקס quinquefasciatus

Published: May 24, 2020
doi:
10.3791/61375
, , , ,
1Section of Cell and Developmental Biology,University of California, San Diego, 2Department of Entomology and Plant Patholog,Auburn University, 3Tata Institute for Genetics and Society,University of California, San Diego

Summary

פרוטוקול זה מתאר הליכי מיקרו-אינצ’ק עבור עוברים Culex quinquefasciatus הממוטבים לעבודה עם כלי עריכת גנים CRISPR/Cas9. טכניקה זו יכולה ליצור ביעילות מוטציות ספציפיות לאתר, תורשתיות, נבטים שניתן להשתמש בהן לבניית טכנולוגיות גנטיות בווקטור המחלה המאופק הזה.

Abstract

Culex quinquefasciatus הוא וקטור של מגוון רחב של מחלות המועברות בווקטור כגון מלריה עופות, וירוס הנילוס המערבי (WNV), דלקת המוח היפנית, דלקת המוח של הסוס המזרחי, פילאריאזיס הלימפה ודלקת המוח של סנט לואיס. ראוי לציין כי מלריה עופות מילאה תפקיד מרכזי בהכחדתם של מיני ציפורים אנדמיים רבים באי, בעוד WNV הפך למחלה חשובה המועברת על ידי וקטור בארצות הברית. כדי לקבל תובנה נוספת על ביולוגיה C. quinquefasciatus ולהרחיב את ארגז הכלים שלהם שליטה גנטית, אנחנו צריכים לפתח שיטות יעילות ובמחיר סביר יותר להנדסת גנום במין זה. עם זאת, כמה תכונות ביולוגיות ייחודיות יתושי Culex, במיוחד רפסודות הביצים שלהם, הקשו על ביצוע הליכי microinjection הנדרשים להנדסת גנום. כדי להתמודד עם אתגרים אלה, פיתחנו פרוטוקול מיקרו-ייחוס עוברי ממוטב המתמקד בהפחתת המכשולים הטכניים הקשורים למאפיינים הייחודיים של יתושי Culex. נהלים אלה מדגימים שיטות אופטימליות לאיסוף ביצים, הפרדת רפסודות ביצים והליכי טיפול אחרים החיוניים למיקרו-לינג’ק מוצלח ב- C. quinquefasciatus. בשילוב עם טכנולוגיית עריכת הגנום CRISPR/Cas9, הליכים אלה מאפשרים לנו להשיג מוטציות נבטים ספציפיות לאתר, יעילות ותודישתיות, הנדרשות לבצע הנדסת גנום מתקדמת ולפתח טכנולוגיות בקרה גנטית בווקטור המחלה החשוב, אך כיום אינו אמין.

Introduction

C. quinquefasciatus, הידוע בכינויו יתוש הבית הדרומי, הוא וקטור מוסמך של פתוגנים רבים כולל וירוס הנילוס המערבי (WNV), דלקת המוח היפנית, דלקת המוח של סנט לואיס ודלקת המוח של הסוס המזרחי. בפרט, מאז זוהה לראשונה בניו יורק בשנת 1999, WNV הפך למחלה וקטורית מרכזית ברחבי ארצות הברית היבשתית (ארה”ב) עם מעל 50,000 מקרים אנושיים שדווחו וכתוצאה מכך כ -2,300 מקרי מוות בין 1999 ל -20181, כמו גם מעל 4,500 מקרי סוסים שדווחו בין השנים 2008-20192. בנוסף, לפחות 23 מיני ציפורים שנמצאו בצפון אמריקה הושפעו מזיהומים ב-WNV עם לפחות 12 מינים המסווגים כבלתי הפיכים כתוצאה מ-WNV3. ההשפעה של WNV על אוכלוסיות אנושיות, סוסים ועופות נובעת מהתנהגות האכלה אופורטוניסטית של הווקטורים שלה. בדרך כלל, ציפורים הן המארחות העיקריות של WNV, ובני אדם וסוסים הם מארחים מקריים או ללא מוצא. כמה פתוגנים וקטור על ידי C. quinquefasciatus רק להדביק ציפורים כגון טפיל מלריה עופות, שריד פלסמודיום. בהוואי, C. quinquefasciatus הוא וקטור עיקרי של מלריה עופות וגרם להכחדתם של מיני ציפורים מקומיים רבים4,5.

כדי לשלוט במחלות המועברות על ידי C. quinquefasciatus, חוקרים וסוכנויות בקרה וקטורים השתמשו בכלים נפוצים לבקרת אוכלוסיית יתושים כגון יישום קוטל חרקים6, עם זאת, שיטות אלה הן יקרות, לא ספציפיות למינים, ויש להם יעילות מוגבלת כמו עמידות לחומרי הדברה גבוהה באוכלוסיות C. quinquefasciatus רבים6,7,8,9. טכניקות בקרה אחרות, כגון אסטרטגיות בקרת אוכלוסין מבוססות וולבצ’יהפותחו בשנים האחרונות10,11, אבל עלויות הכושר הקשורות זיהום Wolbachia להגביל את ההיתכנות של גישה זו עבור וקטור זה12. ישנן גם שיטות בקרה מבוססות גנטית שפותחו במינים אחרים של יתושים כגון Aedes aegypti13,14, אנופלס גמביה15 ו אנופלס סטיבנסי16, כולל פיתוח יתושים עמידים לפתוגן17,18,19, זה יכול להיות מפותח גם עבור C. quinquefasciatus אם הכלים הנדסת הגנום הנדרשים הם פותח עבור מין זה. עם זאת, ביולוגיה C. quinquefasciatus שונה מאוד מווקטורים אחרים של יתושים Aedes ו Anopheles אשר עשה את הפיתוח של טכנולוגיות גנטיות דומות קשה בווקטור זה. עם הופעתן של טכנולוגיות הנדסת גנום מבוססות CRISPR, הנדסת גנום מדויקת הפכה לטריוויאלית יותר ויותר, משתלמת ומסתגלת וכתוצאה מכך הובילה לפיתוח כלים גנטיים חדשניים במגוון רחב של מינים.

כדי ליצור מוטציות עם טכנולוגיות מבוססות CRISPR, תערובת של חלבון Cas9 ו- RNA מדריך סינתטי (sgRNA), המשלים את הלוצי הרצוי, הוא microinjected לתוך עוברים שלב טרום blastoderm. מאחר שנקבות C. quinquefasciatus מטילות את ביציהן בקבוצות המחוברות במבנה רפסודה צף (איור 1),בניגוד לתפיסת ביצים בודדות, תכונה של יתושי Aedes ו- Anopheles, מיקרו-יינות עוברים מסובכים יותר ויותר במין זה. זחלי קולקס מגיחים גם מהצד הצידה הצידי של כל ביצה, שנמצא במגע עם פני המים(איור 1),כך שכיוון הביצה לאחר המניפולציה חשוב במין זה. כאן אנו מתארים פרוטוקול מפורט המיועד למיקרו-הזרקה של חלבון Cas9 ו- sgRNA לעוברים C. quinquefasciatus. פרוטוקול זה תוכנן כדי להתאים תכונות ייחודיות לביולוגיה של Culex על מנת לשפר את הישרדות העובר ואת שיעורי מוטציית הגנום באמצעות שלבים מסוימים שהם המפתח לאיסוף ביצים בזמן והישרדות הביצים.

Protocol

1. ג. גידול מושבת קווינקפסיאטוס הקימו מספר מושבות של בוגרי C. quinquefasciatus בכלובי מעונות באגים.הערה: המושבות סופקו על ידי ד”ר לורה הרינגטון באוניברסיטת קורנל20. פרוטוקולים מפורטים לגידול יתושי קולקס ניתן למצוא בספרות אחרת21. לשמור על היתושים ב 25 ± 1 °C (50 °F) ב 30% לחות עם מחזור 12:12 שעות היום:לילה. ספק 20% תמיסת סוכר ad libitum על ידי החדרת מיכל תמיסת סוכר עם פתיל לתוך הכלוב או על ידי רווי כדורי צמר גפן עם תמיסת הסוכר והנחתו בתוך הכלוב. אפשרו ליתושים להזדווג לפחות 3 ימים לפני האכלת הדם(איור 2A). 2. אוסף עוברי שלב טרום בלסטורם C. quinquefasciatus לאחר 3-6 ימים לאחר ההסמכה, ספק לנקבות 1-2 מ”ל של ארוחת דם בקר ציטוט דרך קרום סינתטי מחומם לכ 40 °C (איור2B). ישנם גם פרוטוקולי האכלת דם חלופיים שניתן להשתמש בהם עבור יתושי קולקס (למשל, ראה ref21).הערה: C. quinquefasciatus ידוע בהעדפה לדם עופות. מעבדות מסוימות משתמשות בציפורים חיות או בדם עופות עבור מקור ארוחת הדם שלהם21,22,23. עם זאת, מושבות ניתן לאמן / נבחר להאכיל על דם בקר או מכרסמים קטנים אם תכונה זו נבחרה במשך דורות מרובים. אפשר לנקבות לנוח לפחות 3 ימים לאחר האכלת הדם כדי לעבור אוגנזה והבשלת ביצים לפני גרימת oviposition לניסויים מיקרו-אכילים. ביום של מיקרו-אנז’ים עובריים, צור oviposition עם מי oviposition חדורים אורגנית. מי Oviposition צריך להיעשות על ידי צואת ארנב מותססת (50 גרם / ליטר), דשא נרקב (4.5 גרם / ליטר), או מזון דגים (25 גרם / ליטר) במים במהלך 5 ימים או יותר24,25. הכניסו את ההויפוזפוזה לכלוב והכניסו את כל הכלוב למקום חשוך(איור 2C). לאחר כל 30 דקות, לבדוק את הכוס עבור רפסודות ביצים. אם יש רפסודות ביצים, אספו את הרפסודות על ידי כך שתגרפו אותן עם מברשת צבע והניחו אותן על נייר סינון רטוב(איור 2D,E). 3. יישור של C. quinquefasciatus לפני blastoderm עוברי שלב הפרד את הביצים מהרפסודות על ידי לחיצה על הרפסודה והקנטות של הביצים בנפרד באמצעות מברשת צבע ומלקחיים עדינים(איור 2E). יישר ביצים בודדות על רצועה דקה של סרט דביק דו-צדדי המונח על החלק העליון של שקופית זכוכית(איור 2F). בעת יישור, נסה לכוון את הצד הצידה של כל ביצה לאותו כיוון לנגישות קלה יותר.הערה: ניתן למצוא שיטה חלופית ליישור ביצה ללא סרט דביק דו צדדי בפרוטוקול מיקרו-ייחוס של עוברי Nasonia vitripennis שפורסם בעבר26. מכסים ביצים בתערובת שמן הילוקרבון.הערה: תערובת Halocarbon ניתן להכין מראש על ידי ערבוב בעדינות שני ריאגנטים הילוקרבון ומים (9:1:20, halocarbon 700 : halocarbon 27 : מים אולטרה-פורים) ולאחר מכן דגירה תערובת לילה ב 25οC כדי להקל על רוויית מים של שמן halocarbon. 4. הכנת מחט למיקרו-טג’קציה צור את מחטי זכוכית נימיות אלומינסיליות באמצעות פולר מיקרופיפט זכוכית. מניחים זכוכית נימית בוגרת לתוך מושך מחטים, לפי הוראות מדריך המשתמש של מושך המחטים.הערה: קוורץ ומחטים נימיות borosilicate ניתן להשתמש גם, אבל לניסוי זה, aluminosilicate הוא המועדף בגלל סבירות יחסית ועמידות. הגדר חום ל 516, מהירות ל 100, עיכוב ל 70, למשוך ל 97, ולחץ ל 500 על מושך המחט. הפעל את מושך המחט, בהתאם להוראות של מושך ולחזור לפי הצורך עבור מחטים נוספות.הערה: במהלך תהליך ההזרקה, מחטים לעתים קרובות להיות סתום או נשבר בטעות, ולכן, משיכת מחטים נוספות לניסוי אחד מומלץ מאוד. שיפוע קצה המחט על ידי נגיעה עדינה בקצה המחט שנמשכה על צלחת שוחקת יהלום מסתובבת במשך סביב 10 s בזווית של 50°.הערה: שיפוע המחט פותח אותו כדי לאפשר לנוזל לזרום דרך תוך יצירת קצה חד יותר לחדירה קלה יותר לתוך העובר. דוגמה למחט נכונה ניתן לראות במאמר הקודם26. חנות משכה ומחטים משופעות על ידי הטמעת אותם לתוך קווים של חימר של מודל בצלחת פטרי.הערה: כדי להבטיח את האיכות הטובה ביותר עבור טיפים מחט, מחטים צריך להיות משך טרי משופע קרוב ככל האפשר לזמן ההזרקה. 5. טעינת תערובת ההזרקה הכן את תערובת ההזרקה המורכבת ריאגנטים שינוי גנום (למשל, 200 ng / μL sgRNA ותערובת 200 ng / μL Cas9), או פתרונות הזרקה מועדפים ולשמור אותו על קרח.הערה: תערובת זו יכולה להיות מוכנה בזמן ההמתנה ביצים להיות מוטל. פרטים נוספים על Cas9 וייצור sgRNA והכנה למיקרו-ינון ניתן למצוא בפרסומים קודמים27,28,29,30. לטעון 2 μL של תערובת הזרקה לתוך מחט הזרקה באמצעות קצה microloader. 6. הגדרת מיקרו-ערך מניחים את מחט ההזרקה המלאה לתוך מיקרו-מניפולטור שהוקם מקושר למיקרו-נג’ר אלקטרוני. מניחים את שקופית הזכוכית המכילה את הביצים המיושרות על הבמה של מיקרוסקופ מורכב. באמצעות מיקרומניפולטור ומיקרוסקופ מורכב, ליישר את המחט כדי לכוון בקצה האחורי של העובר בזווית של 25-35°. 7. מיקרו-נסיגה עוברית (איור 2G) בזהירות להכניס את המחט לתוך העובר ולהזריק את התערובת בכמות של כ -10% מנפח העובר (700-800 pL בהתאם לגודל הביצים).הערה: בעת הזרקה, הביצה צריכה להתנפח מעט, עם זאת, אם יותר מדי נוזל מוזרק, ביצים עלולות להתפוצץ, או נוזל ציטופלסמי עלול לדלוף החוצה. להזריק סביב 20 ביצים בכל פעם ולאחר מכן להפסיק ולבצע הליכי התאוששות העובר.הערה: בעת הזרקה, יש סיכוי גבוה של מחטים או לסתום או לשבור. אם מתרחשת סתימה, אשר ניתן לקבוע על ידי חוסר נוזל הזרקה זורם דרך המחט, נסה גם לנקות את המחט עם הפונקציה הנקייה על microinjector אלקטרוני או לנסות לשדרג מחדש את המחט. אם אף אחד מהצעדים לא עובד, החלף במהירות למחט חדשה תוך הקפדה על כך שהביצים המוכנות יישארו לחות. 8. התאוששות העובר והבקוע להשאיר את הביצים ללא הפרעה לפחות 5 דקות. תוך 20 דקות לאחר ההזרקה, הסירו בזהירות את שמן ההילה על ידי צחצוח קל עם מברשת צבע נקייה(איור 2H). הרימו את הביצים בעדינות בעזרת מברשת צבע והכניסו אותן לכוס מים מזוקקים כפולה(איור 2I). יש להקפיד לשמור את הביצים על פני המים. בדוק את הביצים מדי יום במשך 7 ימים לבקוע(איור 2J). בצע נהלי גידול זחלים רגילים21. 9. הקרנה לשינוי גנום מסך היתושים המוזרקים עבור פנוטיפים מוטנטיים באמצעות סטריאוטסקופ (איור 2K). אמת מוטציות שאין להן פנוטיפ שניתן לזהות בקלות, על ידי הגברת PCR, T7 Endonuclease I assay, ורצף על ידי תת-קלקולציה של אזור היעד31. הגדר צלבים נוספים בין אנשים מוזרקים כדי לזהות מוטציות תורשתיות בתוך נבט.

Representative Results

בניסויים שפורסמו בעבר שיטה זו שימשה ליצירת מוטציות סומטיות ונבטיות של גן קריטי להתפתחות פיגמנטציה בעיניים כהות, לבן (CPIJ005542)30 (טבלה 1). CRISPR/Cas9 שנוצר מוטציות סומטיות נוצרו ציון על ידי הקרנה לאובדן פיגמנטציה בעיניים שלב pupal של אנשים מוזרקים (G0). מוטציות סומטיות היו בדרך כלל נוכחים כמו פנוטיפים פסיפס שבו חלק אבל לא כל התאים יש פנוטיפ מוטציה. לדוגמה, מוטציות סומטיות של הגן הלבן הביאו לתערובת של ommatidia עם פנוטיפים חסרי פיגמנטציה ואלה עם פנוטיפ פיגמנטי wildtype30. עם זאת, כאשר הייתה מוטציה נבטית של הגן הלבן, הדור הבא (G1)ירש את הפנוטיפ המלא של העיניים הלבנות. שיעורי המוטציה של נבטים נקבעו על ידי פסיפס משולב G0 אנשים וניקוד עבור צאצאים עיניים לבנות לחלוטין (G1). ניסויים אלה הביאו לשיעור הישרדות של 64% עד 82%, כמו גם שיעור הישרדות מוטגנזה סומטית של 37% עד 57% ושיעור מוטגנסיס של >61% נבטים(טבלה 1). על ידי מולטיפלקסינג sgRNAs למקד loci מרובים באותו גן, שיעורי mutagenesis סומטית חיידקים גדל כלפי מעלה עד 86% (טבלה 1). בנוסף, במשך דורות רבים, מניות הומוזיגוס קיימא של המוטנטים הלבנים נשמרו בהצלחה במעבדה. איור 1: ג. רפסודת ביצים קווינקפסיאט ומורפולוגיה של ביצה אחת.נופים צדדיים(B),וגחון(C)של רפסודות ביצים C quinquefasciatus. ג. נקבות קווינקפסיאטו מטילות את ביציהן כשהצד הקדמי הנפוח יותר נוגע בפני המים בעוד שהאצבעות האחוריות המחודדיות יותר הרחק מפני המים(D). A- 10; P- אחורי אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו. איור 2: ציר הזמן ליצירת מוטציות C. quinquefasciatus על ידי מיקרו-נסיגה.ציר הזמן של הכנת מושבת C. quinquefasciatus ואיסוף עוברים למיקרו-ערך (A-D). ביצים שנאספו מופרדות לאחר מכן(E)מיושרות באותו כיוון ומכוסות בשמן הילוקרבון(F). הביצים מוזרקות לאחר מכן(G)ומותר להן לנוח לפחות 5 דקות לפני הסרת שמן ההילה(H). הביצים מועברות למקור מים נקי(I)לבקוע(J)ומוקרנות עבור פנוטיפים מוטנטיים (K). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. הישרדות פסיפסיות סומטית (G0) מוטגניזיס נבטים (G1) sgRNA #injected ♂ ♀ סה”כ (%) ♂ ♀ סה”כ (%) מוטציות G1 (%) wsgRNA-1 50 15 20 35(70) 7(47) 13(65) 20(57) 128(69) wsgRNA-2 50 9 32 41(82) 3(33) 12(38) 15(37) 51(61) wsgRNA-3 50 17 15 32(64) 7(41) 8(53) 15(47) 157(72) wsgRNA-1/wsgRNA-2 50 7 16 23(46) 5(71) 12(75) 17(74) 123(79) wsgRNA-1/wsgRNA-3 50 13 9 22(44) 10(77) 6(67) 16(73) 72(81) wsgRNA-2/wsgRNA-3 50 17 10 27(54) 13(76) 8(80) 21(78) 101(85) wsgRNA-1/wsgRNA-2/wsgRNA-3 50 11 10 21(42) 9(82) 9(90) 18(86) 149(86) טבלה 1: שיעורי הישרדות ומוטציה של עוברים מוזרקים עם gRNAs יחיד ומולטיפלקס מיקוד לבן. הטבלה מודפסת מחדש עם הרשאהמ- 30

Discussion

עם המאמצים האחרונים לייצר כלים מהונדסים גנטית לשליטה וקטורית יתושים, יש צורך לפתח ולייעל פרוטוקולי microinjection העובר עבור וקטורים נפוצים מחלת יתושים. למרות ששיטות פותחו עבור יתושי Aedes ו Anopheles, פרוטוקול שתוכנן במיוחד עבור Culex נחקר באופן מינימלי. באופן כללי ניתן לחלק פרוטוקולי הזרקת עוברים יתושים לשלושה שלבים כלליים: 1) איסוף והכנה של עוברים, 2) הזרקת עוברים, ו -3) התאוששות לאחר הזרקה. על מנת ליצור מוטציות בהצלחה, כל שלושת השלבים חייבים להיות מותאמים למין היעד. פרוטוקול שונה זה עבור מיקרו-הנדסה עוברית הוא ספציפי להנדסת גנום מוצלחת של יתושי קולקס.

מקסום אוסף העוברים הוא צוואר בקבוק נפוץ בפרוטוקולי מיקרו-נג’ק של העובר. על מנת להגדיל את מספר הביצים שנאספו בפרק זמן קצר, היתושים הוגבלו ממצע oviposition במשך 2-3 ימים לאחר ארוחת הדם. חשוב לציין כי C. quinquefasciatus נוטים להעדיף מקורות דם עופות לעומת מקורות יונקים או ממברנה האכלה עם דם יונקים. עם זאת, חוקרים רבים מתקשים להשיג מקור אמין של עופות חיים או דם עופות להאכלת דם, כך שמלאי המעבדה יכול להיות מותאם כדי להאכיל מקורות דם נגישים יותר. זה גם חיוני כדי להשתמש במים עשירים בחומרים מזינים עבור מצע oviposition כפי שהוא מספק רמזים oviposition עבור C. quinquefasciatus ורוב וקטורים אחרים Culex. ישנן שיטות רבות כדי לייצר מים עשירים בחומרים מזינים, אשר ייתכן שיהיה צורך אופטימיזציה בין מעבדות כדי להבטיח מספר מתאים של ביצים זמינים עבור microinjection. לדוגמה, בעוד שיטה זו הייתה המוצלחת ביותר עם צואת ארנב מותסס במים deionized במשך 5 ימים או יותר, חוקרים אחרים יש הצלחה רבה יותר עם דשא או מזון דגים כמקור התזונתי וחלקם אפילו עם מים מזוקקים21.

מאז יתושי קולקס להטיל קבוצות של ביצים רפסודות, איסוף ביצים הוא פשוט למדי. ביצים ניתן פשוט לאסוף על ידי גרף את כל הרפסודה עם מברשת צבע. הפרדת ביצים היא מורכבת יותר, אבל חיוני להזרקה מוצלחת. ביצים ניתן להפריד בזהירות מן הרפסודה על ידי הפעלת לחץ עדין כלפי מטה בין ביצים עם מברשת צבע או מלקחיים. עם קצת תרגול, משתמשים מרובים היו מסוגלים באופן אמין להפריד ביצים בודדות רפסודות ביצים. לאחר הפרדת כל ביצה, הביצים מיושרות באותו כיוון על סרט דביק דו צדדי, אשר מייצב את הביצים במהלך microinjection. ביצים מוזרקות לקצה האחורי המחודד ותוספת שמן הילוקרבון שומרת על הביצים לחות במהלך מניפולציה.

כדי להגביל את נזק העובר במהלך microinjection, מחטי הזרקה צריך להיות של כוח מתאים משופע בזווית מתאימה. למחטים אלומינוסיליות משופעות במשך 10 שניות בזווית של 50 מעלות היו התוצאות הטובות ביותר, אבל מחטי בורוסיליקט וקוורץ עשויות גם הן לעבוד, למרות שהן עשויות להיות פחות עמידות ויקרות יותר. בנוסף, שיפוע מחט תקין מאפשר זרימה טובה יותר של תערובות Cas9 ו- sgRNA ויוצר נקודה חדה יותר לחדירה קלה יותר לעובר. במקרים רבים, שיפוע הוא גם דרך יעילה לתקן במהירות מחטים סתומות במקום לבזבז את הזמן והמאמץ להחליף מחטים סתומות.

לאחר ההזרקה, ביצים צריכות להישאר ללא הפרעה לפחות 5 דקות עם שמן halocarbon מוסר מיד לאחר מכן על ידי צחצוח בעדינות משם עם מברשת צבע נקייה. לאחר הסרת שמן halocarbon, ביצים מוזרקות ניתן להציב במים כדי לבקוע, אשר מתרחשת בדרך כלל בתוך 3 ימים לאחר הזרקה. עם תרגול ומספר מספיק של ביצים, פרוטוקול זה יכול להשיג מוטציות סומטיות ונבטים עקביים ב- C. quinquefasciatus והוא רב-תכליתי מספיק כדי שניתן יהיה להתאים אותו בקלות ליתושי קולקס אחרים.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה בחלקה על ידי קרנות הפעלה UCSD המופנות ל- O.S.A.

Materials

9 oz clear plastic pet cup Karat C-KC9 Insect Rearing and Egg Collection
Aluminosilicate glass capillary tubing 1mm(outside diameter) X 0.58mm (inner diameter) Sutter Instruments BF100-58-10 Microinjection, borosilicate and quartz needles could also be used but we prefered aluminosilicate
Blood Colorado Serum Company 31025 The colony took multiple generations to adapt to this blood source. Other blood sources are likely just as appropriate. See protocol notes on blood source selection.
Bugdorm Bugdorm 4F2222 Insect Rearing Cage
Cas9 Protein with NLS PNABio CP01 Microinjection
Compound Microscope Olympus BX41 Microinjection, for embryo injection
Diamond abrasive plate (0.7u to 2.0u tip sizes) Sutter Instruments 104E Microinjection, to be used with beveler
DNase/RNase-Free distilled Water Invitrogen 10977-015 Microinjection
Double-sided Tape Scotch B084NVQGXD Microinjection, embryo alignment
Femtojet 4x or 4i programmable microinjector Eppendorf Microinjection
Femtotips Microloader tips Fisher Scientific E5242956003 Microinjection
Filter Paper Whatman 1001-090 Microinjection, embryo collection
Fine-tip paintbrush ZEM 2595 Microinjection, embryo alignment
Halocarbon oil 27 Sigma-Aldrich H8773 Microinjection, embryo alignment
Halocarbon oil 700 Sigma-Aldrich H8898 Microinjection, embryo alignment
Hemotek Hemotek PS5 Line Maintenance
Microelectrode Beveler Sutter Instruments BV10 Microinjection, needle beveling
Micropipette Puller Sutter Instruments P-1000 or P-2000 Microinjection, needle pulling
Microscope Slides Fisherbrand 12-550-A3 Microinjection, embryo alignment
Non-Drying Modeling Clay Jovi B0025Z71IM Microinjection, needle storage
Stereo Microscope Olympus SZ51 Microinjection, for embryo alignment
Sugar Domino 20% sugar solution for adult sugar source.
T7 Endonuclease I NEB M0302 Preparation of microinjection materials
TOPO TA Cloning Kit ThermoFischer Scientific K451020 Preparation of microinjection materials
Ultra-fine tip forceps Fisher Scientific 16-100-121 Microinjection, embryo alignment
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Final Cumulative Maps and Data | West Nile Virus. CDC Available from: https://www.cdc.gov/westnile/statsmaps/cumMapsData.html#eight (2019)
  2. APHIS | West Nile Virus (WNV). USDA Available from: https://www.aphis.usda.gov/aphis/ourfocus/animalhealth/animal-disease-information/equine/wnv (2020)
  3. Luke George, T., et al. Persistent impacts of West Nile virus on North American bird populations. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (46), 14290-14294 (2015).
  4. van Riper, C., van Riper, S. G., Lee Goff, M., Laird, M. The Epizootiology and Ecological Significance of Malaria in Hawaiian Land Birds. Ecological Monographs. 56 (4), 327-344 (1986).
  5. Liao, W., Atkinson, C. T., LaPointe, D. A., Samuel, M. D. Mitigating Future Avian Malaria Threats to Hawaiian Forest Birds from Climate Change. PloS One. 12 (1), 0168880 (2017).
  6. Martins, W. F. S., et al. Transcriptomic analysis of insecticide resistance in the lymphatic filariasis vector Culex quinquefasciatus. Scientific Reports. 9 (1), 11406 (2019).
  7. Norris, L. C., Norris, D. E. Insecticide resistance in Culex quinquefasciatus mosquitoes after the introduction of insecticide-treated bed nets in Macha, Zambia. Journal of Vector Ecology: Journal of the Society for Vector Ecology. 36 (2), 411-420 (2011).
  8. Corbel, V., et al. Multiple insecticide resistance mechanisms in Anopheles gambiae and Culex quinquefasciatus from Benin, West Africa. Acta tropica. 101 (3), 207-216 (2007).
  9. Yadouléton, A., et al. Insecticide resistance status in Culex quinquefasciatus in Benin. Parasites & Vectors. 8, 17 (2015).
  10. Atyame, C. M., et al. Wolbachia-based population control strategy targeting Culex quinquefasciatus mosquitoes proves efficient under semi-field conditions. PloS One. 10 (3), 0119288 (2015).
  11. Atyame, C. M., et al. Cytoplasmic incompatibility as a means of controlling Culex pipiens quinquefasciatus mosquito in the islands of the south-western Indian Ocean. PLoS Neglected Tropical Diseases. 5 (12), 1440 (2011).
  12. Almeida, F., et al. Effects of Wolbachia on fitness of Culex quinquefasciatus (Diptera; Culicidae). Infection, Genetics and Evolution: Journal of Molecular Epidemiology and Evolutionary Genetics in Infectious Diseases. 11 (8), 2138-2143 (2011).
  13. Li, M., et al. Development of a confinable gene drive system in the human disease vector Aedes aegypti. eLife. 9, 51701 (2020).
  14. Phuc, H. K., et al. Late-acting dominant lethal genetic systems and mosquito control. BMC Biology. 5, 11 (2007).
  15. Kyrou, K., et al. A CRISPR-Cas9 gene drive targeting doublesex causes complete population suppression in caged Anopheles gambiae mosquitoes. Nature Biotechnology. 36 (11), 1062-1066 (2018).
  16. Gantz, V. M., et al. Highly efficient Cas9-mediated gene drive for population modification of the malaria vector mosquito Anopheles stephensi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (49), 6736-6743 (2015).
  17. Buchman, A., et al. Engineered resistance to Zika virus in transgenic expressing a polycistronic cluster of synthetic small RNAs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (9), 3656-3661 (2019).
  18. Buchman, A., et al. Broad dengue neutralization in mosquitoes expressing an engineered antibody. PLoS Pathogens. 16 (1), 1008103 (2020).
  19. Isaacs, A. T., et al. Engineered resistance to Plasmodium falciparum development in transgenic Anopheles stephensi. PLoS Pathogens. 7 (4), 1002017 (2011).
  20. Liu, N., Li, T., Reid, W. R., Yang, T., Zhang, L. Multiple Cytochrome P450 genes: their constitutive overexpression and permethrin induction in insecticide resistant mosquitoes, Culex quinquefasciatus. PloS One. 6 (8), 23403 (2011).
  21. Kauffman, E., et al. Rearing of Culex spp. and Aedes spp. Mosquitoes. Bio Protocols. 7 (17), 2542 (2017).
  22. Richards, S. L., Anderson, S. L., Yost, S. A. Effects of blood meal source on the reproduction of Culex pipiens quinquefasciatus (Diptera: Culicidae). Journal of Vector Ecology: Journal of the Society for Vector Ecology. 37 (1), 1 (2012).
  23. Kitzmiller, J. B., Micks, D. W. Techniques for Rearing Culex Mosquitoes. American Midland Naturalist. 52 (1), 253 (1954).
  24. Mordue, A. J., Blackwell, A., Hansson, B. S., Wadhams, L. J., Pickett, J. A. Behavioural and electrophysiological evaluation of oviposition attractants for Culex quinquefasciatus say (Diptera: Culicidae). Experientia. 48 (11-12), 1109-1111 (1992).
  25. Allgood, D. W., Yee, D. A. Oviposition preference and offspring performance in container breeding mosquitoes: evaluating the effects of organic compounds and laboratory colonisation. Ecological Entomology. 42 (4), 506-516 (2017).
  26. Li, M., Bui, M., Akbari, O. S. Embryo Microinjection and Transplantation Technique for Nasonia vitripennis Genome Manipulation. Journal of Visualized Experiments. (130), e56990 (2017).
  27. Li, M., et al. Generation of heritable germline mutations in the jewel wasp Nasonia vitripennis using CRISPR/Cas9. Scientific Reports. 7 (1), 1-7 (2017).
  28. Li, M., Akbari, O. S., White, B. J. Highly Efficient Site-Specific Mutagenesis in Malaria Mosquitoes Using CRISPR. Genes, Genomes, Genetics. 8 (2), 653-658 (2018).
  29. Li, M., Bui, M., Yang, T., White, B. J., Akbari, O. S. Germline Cas9 Expression Yields Highly Efficient Genome Engineering in a Major Worldwide Disease Vector, Aedes aegypti. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (49), 10540-10549 (2017).
  30. Li, M., et al. Methods for the generation of heritable germline mutations in the disease vector Culex quinquefasciatus using clustered regularly interspaced short palindrome repeats-associated protein 9. Insect Molecular Biology. 29 (2), 214-220 (2020).
  31. New England Biolabs Determining Genome Targeting Efficiency using T7 Endonuclease I. NEB Available from: https://www.neb.com/protocols/2014/08/11/determining-genome-targeting-efficiency-using-t7-endonuclease-i (2020)

Tags

Embryo MicroinjectionCulex QuinquefasciatusSite-specific MutagenesisEgg Raft SeparationHalocarbon OilNeedle PullingMicroinjection ProtocolGenetic ToolsVector ControlGene Function Study

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bui, M., Li, M., Raban, R. R., Liu, N., Akbari, O. S. Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus. J. Vis. Exp. (159), e61375, doi:10.3791/61375 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image