Легких крупного рогатого скота в биомедицинских исследований: Визуально Руководствуясь Бронхоскопия, внутрибронхиального Прививка и<em> В Vivo</em> Методы отбора проб
Summary
В этой статье описывается бронхоскопических методы в легких крупного рогатого скота в условиях эксперимента, т.е. bronchoscopically руководствуясь прививку, бронхоальвеолярный промывание, бронхиальной щеткой и трансбронхиальную биопсию легкого.
Abstract
Существует постоянная поиск альтернативных моделях животных в исследовании респираторной медицины. В зависимости от цели исследования, крупные животные как модели болезни легких часто напоминают ситуацию легких человека гораздо лучше, чем мыши сделать. Работа с большими животных также предлагает возможность попробовать то же самое животное неоднократно в течение определенного течением времени, что позволяет долгосрочные исследования без ущерба для животных.
Цель состояла в том, чтобы установить в естественных условиях методы отбора проб для использования в бычьей модели респираторного Chlamydia psittaci инфекции. Отбор проб следует проводить в различные моменты времени у каждого животного во время исследования, и образцы должны быть пригодными для изучения реакцию хозяина, а также патоген в экспериментальных условиях.
Бронхоскопия является ценным диагностическим инструментом в медицине и ветеринарии. Это безопасный и минимально инвазивная процедура. Этот арктическийле описывает внутрибронхиального прививку телят, а также методы отбора проб для нижних дыхательных путей. Видеоэндоскопических, внутрибронхиального прививка приводит к очень последовательные клинические и патологические результаты во всех привитых животных и, следовательно, хорошо подходит для использования в моделях инфекционных заболеваний легких. Методы отбора проб описанные бронхоальвеолярного лаважа, бронхиальная щеткой и трансбронхиальная биопсия легкого. Все эти ценные диагностические инструменты в медицине, и могут быть адаптированы для экспериментальных целей в телят в возрасте 6-8 недель. Полученные образцы были пригодны как для обнаружения патогенов и характеристика тяжести воспаления легких у хозяина.
Introduction
Ценности крупное животное Моделей в биомедицинских исследований
В современной междисциплинарной медико-биологических исследований, животные модели по-прежнему необходимы для выяснения сложных взаимодействий – связаны со здоровьем или статуса заболевания – в течение организмов млекопитающих. Несмотря +17 Нобелевских премий к присуждению ученых, которые изучали крупный рогатый скот, лошадей, овец или птицы в качестве моделей для биомедицинских исследований 1, в настоящее время подавляющее большинство экспериментов на животных проводятся с грызунами, а менее 1% исследований работают с домашними животными или животноводства.
Мелкие животные предлагают много практических преимуществ (то есть дешевые, генетическая пластичность, высокую пропускную способность, наличии многочисленных генетических и иммунологических инструменты и наборы), и генетически модифицированных мышиные модели, как правило, принимаются для выполнения механистические исследования обнаруживают, особые молекулярные пути. В медико-биологических исследований сложных систем, тон биологическое значение и клиническая эффективность моделей мышей становится все более и более сомнительной. Они могут вводить в заблуждение и несут риск упрощение биологического сложности 2-9.
Из-за особенностей межвидовых, ни один вид животных не будет полностью отражать человеческую ситуацию, а также использование более чем одной модели, кажется, быть полезным в междисциплинарной биомедицинских исследований подхода. В контексте трансляционной медицины, крупные животные предлагаем возможность служить сравнительные модели предоставления результатов с высокой биологической значимости двойного применения для здоровья человека и животных 1. Примечательно, что геном человека скорее напоминали по бычьей генома, чем геном лабораторных грызунов. Кроме того, недавно было подтверждено, что, по сравнению с других таксонов, геном мышей гораздо более переставить 10-12.
В комплексе дизайна исследования, использование скота предлагает Uniqие возможность внутри отдельных долгосрочных исследованиях повторного сбора различных образцов в естественных условиях от одно-и-в-же индивида без ущерба для животного. Таким образом, функциональные, воспалительные и морфологические изменения можно отслеживать в этой же теме в течение определенного периода времени 13.
Легких крупного рогатого скота в качестве подходящего Респиратор модели
В связи с большим количеством существенных различий в легких анатомии, физиологии дыхания и легочной иммунологии, мыши не размножаются многие важные патофизиологические аспекты болезни легких человека. Это должно быть принято во внимание при использовании их в качестве моделей животных респираторных заболеваний 2,9,14-16. Хотя особенности анатомии и структуры существуют для каждого легкого млекопитающих, функциональные характеристики (т.е. объемы легких, воздушных потоков и дыхательных механика) лучше сопоставимы между взрослыми людьми и телят из-за подобных массы тела(50-100 кг).
Видоспецифических характеристик легких крупного рогатого скота можно резюмировать следующим образом: левое легкое состоит из двух долей (Lõbus cranialis, который разделен на два сегмента, и Лобус caudalis), в то время как правое легкое состоит из четырех лепестков (Лобус cranialis, Лобус мышца, Лобус caudalis и Лобус вспомогательный `орган). В отличие от легких анатомии большинства других млекопитающих, бронхов правых ветвей черепных лепестков непосредственно из правой боковой стороне трахеи. По отношению к subgross анатомии, легких крупного рогатого скота представляет высокую степень дольчатость и высокий процент интерстициальной ткани 17,18, ведущих к относительно низкой удельной податливости легких и более высокое сопротивление легочной ткани 19. Таким образом, требуется дыхание активность достаточно высока по сравнению с другими видами 20,21. Высокая степень дольчатость приводит к сильному независимости сегментов. Таким образом, инфlammatory процессы ограничивается соединительной ткани перегородками, и больные и здоровые сегменты часто лежат в пределах одной доли. В связи с отсутствием залоговых дыхательных путей, легких крупного рогатого скота особенно подходит для зеркалирования обструктивной дисфункции 13. Что касается сосудистой в легких крупного рогатого скота, маленькие легочные артерии показывают очень видных слоев гладких мышц. Таким образом, теленок может также служить солидной животной модели легочной гипертензии или ремоделирования сосудов 22-24.
В отношении респираторных инфекций, встречающиеся в природе заболевания существуют в животноводстве, что много общего со сравнимой заболеваний человека. Типичными примерами являются туберкулез крупного рогатого скота 25, респираторно-синцитиальный вирус (RSV) инфекций у телят 26-28, или естественно приобретенные Chlamydia инфекции 29. Таким образом, крупные животные модели действительно очень напоминают ситуацию в естественной хозяина. Таким образом, они являются наиболее USEFул изучения хост-патогенных взаимодействия и сложную патофизиологию соответствующего заболевания людьми 30,31.
В биологически соответствующем модели респираторной инфекции Chlamydia psittaci, телята были выбраны, так как крупного рогатого скота представляют собой естественные хозяев за этого патогена 32-35. Информация, полученная из этой модели, по отношению к патогенезе заболевания или возможных путей передачи между животными и людьми, поможет расширить наши знания с ударом для обоих крупного рогатого скота и человека. Модель также может помочь проверить общепринятые и альтернативные терапевтические возможности для ликвидации легочной C. psittaci инфекции, которые, опять же, из интереса как к ветеринарному и медицине.
Методы, применяемые к и образцы получены из бычьего дыхательной системы
Эта статья описывает и иллюстрирует методы и методы диагностики applicablе в легких крупного рогатого скота и использовали в нашей модели для оценки обоих эффектов патогена на легких млекопитающих и эффективности терапевтического вмешательства.
Бронхоскопия была выполнена в медицине с 1960 года и считается безопасной процедурой 36. В телят, экспериментальный бронхоскопии был описан в 1968 году впервые 37. Внутрибронхиального применение патогенов была предложена Potgieter соавт., Как надежный способ вызвать заболевание нижних дыхательных путей у телят 38 и в настоящее время является распространенным методом в коровьем исследования 34,39,40. Внутрибронхиального прививка определенного количества патогена под контролем видеоэндоскопических позволяет для селективного размещения инфекционного агента в легких. Это приводит к последовательной клинических и патологических у всех животных 34 и позволяет целевой выборки регионов легких, как ожидается, будут изменены из-за воздействия болезнетворных микроорганизмов.
<pкласс = "jove_content"> жидкости бронхоальвеолярного лаважа (БАЛ) является хорошо описано показателем присутствия и тяжести воспаления легких. Бронхоальвеолярного лаважа (БАЛ) является стандартной процедурой в медицине для диагностики различных заболеваний органов дыхания 41. В живой скот, БАЛ был введен Уилки и Маркхэм в конце семидесятых годов прошлого века 42. Считалось безопасным и повторяемые методика исследования нижних дыхательных путей крупного рогатого скота. В связи с отсутствием достаточных данных о параметрах БАЛ у здоровых животных, в 1988 Прингл и др.. Выполняемой БАЛ на здоровых телят с гибкий волоконно-оптический бронхоскоп. Авторы также отметили необходимость стандартизировать протоколы БАЛ в экспериментальных условиях на приобретение сопоставимые результаты 43. БАЛ до сих пор используется в качестве в естественных условиях выборочного метода у телят 44-46.Бронхиальная щеткой обычно используется в медицине какдиагностический инструмент, чтобы пробовать опухолевые поражения или для микробиологического анализа 36. Для исследовательских целей, первичных клеточных культур из эпителиальных клеток, полученных путем цитологического щеткой можно получить 47. У крупного рогатого скота, использование бронхиальных втулками для микробиологического анализа было описано охарактеризовать микробную среду легких 43.
Трансбронхиальная биопсия легкого предоставляет образцы легочной ткани и является ценным диагностическим инструментом для диффузного заболевания легких у людей. Ятрогенная пневмоторакс и порядок связанных кровоизлияния являются осложнения, связанные с этой техникой. Их частота, как сообщается, менее одного процента в человеческих пациентов 48. Трансбронхиальная биопсия легкого не является общим методом для использования в крупного рогатого скота, из-за высокой стоимости оборудования, необходимого и времени, необходимого для получения биопсии. Вместо этого, чрескожные биопсии легких более удобны в полевых условиях 49-51.
Protocol
Representative Results
Discussion
Способ бронхоскопическая прививки были разработаны и различные бронхоскопические методы отбора проб были адаптированы для использования в крупных животных в экспериментальных условиях. Описанные методы легко узнать, даже для экспертов с небольшим опытом в эндоскопии. Процесс бронхоскопии является минимально инвазивной и никаких негативных последствий, связанных с методами прививки, а также описанных методов отбора проб (БАЛ, трансбронхиальная биопсии легких, бронхиальная щеточных), не были когда-либо видел в любом из животных. Осложнения, связанные с трансбронхиальной биопсии легких у человека кровоточат и пневмоторакс 48, ни один из них были замечены в икрах, прошедших эту процедуру. Трансбронхиальная биопсия легкого занимает больше времени и требует больше оборудования, чем транскутанной метода, но это менее инвазивных и не несут риск раневой инфекции.
Визуальный контроль, эндоскопическая метод inoculatионный позволяет отложение определенного количества возбудителя в определенных местах легких. Таким образом, это приводит к очень последовательных клинических и патологических во всех привитых животных 32-34. Тем не менее, она не похожа все особенности естественной инфекции у телят. В модели респираторного С. psittaci инфекции, Описанная методика прививки привели к поражения легких, связанных с сайтами размещения возбудителя 34, тогда как в естественно инфекций телят обычно развивается пневмония из верхушечных долях. Этот факт должен быть принят во внимание при толковании актуальность экспериментальных данных в контексте природных приобретенных легочных инфекций в крупного рогатого скота.
Видеоэндоскопических БАЛ позволяет выборки определенной сферой легких. Для экспериментальных целей, это является преимуществом по сравнению с использованием носовой катетер под вслепую. Из-за анатомии легких крупного рогатого скота, вслепую вставлен катетер будет толкатьред в нужное диафрагмальной доли в большинстве случаев 53,54 и экзаменатор не имеет никакого влияния на области легких, который лаважу. Еще одно преимущество эндоскопической БАЛ наркозом телят в боковой лежачее положение является высокая средняя скорость восстановления привила жидкости более чем на 80%. Сравнение с другими исследованиями, показывает, что, стоя, седации телят, восстановлением 133,3 ± 1,6 мл 46 и 127,13 ± 3,53 мл 45 после закапывания 240 мл жидкости в хвостовую доли сообщается. В седации телят в грудины лежачее положение 51% от привила жидкости может быть извлечен из черепной доли и 62% от хвостового доли 43. Это означает, что приблизительно половина привили жидкости могут быть восстановлены в вертикальном положении теленка. В зависимости от количества БАЛ, необходимой для дальнейшей подготовки образца, это не могло оставить достаточно материала, чтобы выполнять все необходимые эксперименты. БАЛ у крупного рогатого скота был использован многих исследовательских групп, и многиеразличные параметры были исследованы в различных условиях. Большинство авторов выполняется промывание базальных долей 43,45,46, но количество жидкости, используемой для промывания отличается между исследовательскими группами. Это приводит к несогласованности в разведении выделенных клеток, белков и других веществ, что делает его трудно сравнивать результаты из разных изданий. Таким образом, для использования в крупного рогатого скота рекомендуется промывание с пятью фракциями по 20 мл (т.е. полного объема 100 мл) тела теплой, изотонический солевой раствор, которые восстановленных сразу после закапывания. При использовании промывание катетера большого диаметра (т.е.> 2 мм), объем каждой фракции должен быть немного увеличен, в зависимости от количества жидкости, которая останется в катетере.
Высоко сегментирован анатомия легких крупного рогатого скота приводит к методической ограничение; Результаты, полученные из одной части легких не может быть верно для остальной части легких. не так как нетзрелище контроль всей площади легких зондируются трансбронхиальной биопсии и промывания, эксперт не может знать, является ли выборочные районы были здоровы или больны. Таким образом, очень важно, чтобы попробовать места, где патоген инокулировали до того, чтобы иметь более высокую скорость восстановления патогена и иметь более высокую возможность отбора проб больные участки легких. Другим ограничением является увеличение анестетик риск у животных плохого клинического состояния. Описанные методы должны быть использованы только в моделях мягкой и умеренной болезнью держать бремя для животных как можно ниже. Общая анестезия в жвачных животных следует всегда иметь как можно более коротким, как выделение газа в рубце увеличивает обезболивающий риск у этих видов. Животные должны быть помещены в положении лежа сразу после бронхоскопии, чтобы позволить истечение разработанной газа и должна быть тщательно следить, пока они не полностью извлечен из анестезии. Кроме того, описанные методы не SuitaBLE для отбора проб интервалы менее 24 часов.
Описанный протокол может быть адаптирован к других инфекционных агентов. Эндоскопическое прививка различных патогенов было описано, например, C. psittaci 32-34, Pasteurella haemolytica 38-40,42, Haemophilus Somni 55, и вирус бычьей вирусной диареи 44. Кроме того, участки патогена депозита в легких могут быть адаптированы к желаемой модели. При выборе участков отбора проб, некоторые важные факты должны быть приняты во внимание: (я) отбора проб сайты должны быть выбраны на основе мест прививки и на ожидаемых патологических. (II) При аутопсии должны быть выполнены, то должны быть приняты, чтобы оставить достаточно unsampled области легких для экс естественных условиях выборки. (III) места отбора проб должны быть выбраны таким образом они могут быть достигнуты с оборудованием. Специально для трансбронхиальной биопсии легких, существуют ограничения, связанные с длиной щипцы для биопсии. (IV) Tон порядок отбора проб важно, бронхиальная щеткой и трансбронхиальная биопсия легкого может привести к незначительных кровотечений, которые бы загрязнить БАЛ. Таким образом, БАЛ всегда должно быть получено в первую очередь. При использовании протокола в других видах, видоспецифические легких анатомия должны быть приняты во внимание.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors are very thankful to the Federal Ministry of Education and Research (BMBF) of Germany for the funding of their work. Also, the authors thank Ines Lemser, Sylke Stahlberg, Ingolf Rücknagel and all the other colleagues working in the team of the animal house (FLI, Germany) for their technical assistance with the bronchoscopies. They are very thankful to Maria-Christina Haase (FLI, Germany) for her help in providing literature. Furthermore, the authors wish to express their gratitude to Dr. Angela Berndt (FLI, Germany) and Nicolette Bestul (University of Wisconsin-River Falls) for critical reading of the manuscript.
Materials
| Veterinary Video Endoscope | Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany | PV-SG 22–140 | diameter: 9 mm, working channel: 2,2 mm, working length 140 cm |
| lavage catheter | Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany | diameter: 2 mm; length: 180 cm, Luer-lock-adapter | |
| acuator | WEPA Apothekenbedarf GmbH & Co KG, Hillscheid, Germany | 32660 | length: 60 mm |
| biopsy forceps | Karl Storz GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Germany | REF 60180LT | 1.8 mm, serrated, oval |
| Omnifix 20 ml, Luer-Lock | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617207V | |
| cytology brush | mtp GmbH, Neuhausen ob Eck, Germany | 110240-10 | working length 180 cm, brush length: 15 mm, diameter 1.8 mm |
| iv acess | Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany | 370-211 | diameter 1.2 mm, length 43 mm |
| Rompun 2% (xylazin) | Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany | 0.2 mg/kg bodyweight | |
| Ketamin 10% (ketamine) | bela-pharm GmbH & Co. KG, Vechta, Germany | 2.0 mg/kg bodyweight | |
| isotonic saline solution | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 3200950 | |
| SUB 6 waterbath | CLF analytische Laborgeräte GmbH, Emersacker, Germany | n/a | |
| metal tube speculum | n/a | n/a | diameter: 3.5 cm, length: 35 cm |
| flashlight | n/a | n/a | |
| siliconized glass bottles | n/a | n/a | siliconize with Sigmacote (Sigma-Aldrich Co. LLC) |
| Omnifix Luer 3 ml | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616025V | |
| Omnifix Luer 5 ml | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616057V | |
| sealing plugs | Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany | 900-3057 | |
| inoculum | n/a | dilute pathogen in 8mL buffer |
References
- Ireland, J. J., Roberts, R. M., Palmer, G. H., Bauman, D. E., Bazer, F. W. A commentary on domestic animals as dual-purpose models that benefit agricultural and biomedical research. Journal of animal science. 86, 2797-2805 (2008).
- Persson, C. G. Con: mice are not a good model of human airway disease. American journal of respiratory and critical care medicine. 166, 6-7 (2002).
- Haley, P. J. Species differences in the structure and function of the immune system. Toxicology. 188, 49-71 (2003).
- Hein, W. R., Griebel, P. J. A road less travelled: large animal models in immunological research. Nature reviews. Immunology. 3, 79-84 (2003).
- Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. J Immunol. 172, 2731-2738 (2004).
- Elferink, R. O., Beuers, U. Are pigs more human than mice. Journal of hepatology. 50, 838-841 (2009).
- Jawien, J., Korbut, R. The current view on the role of leukotrienes in atherogenesis. Journal of physiology and pharmacology : an official journal of the Polish Physiological Society. 61, 647-650 (2010).
- Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 3507-3512 (2013).
- Pabst, R. . Allergy and Allergic Diseases. 1, (2009).
- Bovine Genome, S., et al. The genome sequence of taurine cattle: a window to ruminant biology and evolution. Science. 324, 522-528 (2009).
- Tellam, R. L., et al. Unlocking the bovine genome. BMC genomics. 10, 193 (2009).
- Graphodatsky, A. S., Trifonov, V. A., Stanyon, R. The genome diversity and karyotype evolution of mammals. Molecular cytogenetics. 4, 22 (2011).
- Kirschvink, N., Reinhold, P. Use of alternative animals as asthma models. Current drug targets. 9, 470-484 (2008).
- Coleman, R. A. Of mouse and man–what is the value of the mouse in predicting gene expression in humans. Drug discovery today. 8, 233-235 (2003).
- Kips, J. C., et al. Murine models of asthma. The European respiratory journal. 22, 374-382 (2003).
- Coraux, C., Hajj, R., Lesimple, P., Puchelle, E. In vivo models of human airway epithelium repair and regeneration. European Respiratory Review. 14, 131-136 (2005).
- McLaughlin, R. F., Tyler, W. S., Canada, R. O. A Study of the Subgross Pulmonary Anatomy in Various Mammals. American Journal of Anatomy. , 149-165 (1961).
- Robinson, N. E. Some functional consequences of species differences in lung anatomy. Adv Vet Sci Comp Med. 26, 1-33 (1982).
- Lekeux, P., Hajer, R., Breukink, H. J. Effect of Somatic Growth on Pulmonary-Function Values in Healthy Friesian Cattle. Am J Vet Res. 45, 2003-2007 (1984).
- Veit, H. P., Farrell, R. L. The anatomy and physiology of the bovine respiratory system relating to pulmonary disease. Cornell Vet. 68, 555-581 (1978).
- Gallivan, G. J., McDonell, W. N., Forrest, J. B. Comparative pulmonary mechanics in the horse and the cow. Res Vet Sci. 46, 322-330 (1989).
- Hunter, K. S., et al. In vivo measurement of proximal pulmonary artery elastic modulus in the neonatal calf model of pulmonary hypertension: development and ex vivo validation. Journal of applied physiology. 108, 968-975 (2010).
- Stenmark, K. R., et al. Severe pulmonary hypertension and arterial adventitial changes in newborn calves at 4,300 m. Journal of applied physiology. 62, 821-830 (1987).
- Tian, L., et al. Impact of residual stretch and remodeling on collagen engagement in healthy and pulmonary hypertensive calf pulmonary arteries at physiological pressures. Annals of biomedical engineering. 40, 1419-1433 (2012).
- Van Rhijn, I., Godfroid, J., Michel, A., Rutten, V. Bovine tuberculosis as a model for human tuberculosis: advantages over small animal models. Microbes and infection / Institut Pasteur. 10, 711-715 (2008).
- Otto, P., et al. A model for respiratory syncytial virus (RSV) infection based on experimental aerosol exposure with bovine RSV in calves. Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 19, 85-97 (1996).
- Gershwin, L. J., et al. A bovine model of vaccine enhanced respiratory syncytial virus pathophysiology. Vaccine. 16, 1225-1236 (1998).
- Gershwin, L. J. Immunology of bovine respiratory syncytial virus infection of cattle. Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. 35, 253-257 (2012).
- Jaeger, J., Liebler-Tenorio, E., Kirschvink, N., Sachse, K., Reinhold, P. A clinically silent respiratory infection with Chlamydophila spp. in calves is associated with airway obstruction and pulmonary inflammation. Veterinary research. 38, 711-728 (2007).
- Martinez-Olondris, P., Rigol, M., Torres, A. What lessons have been learnt from animal models of MRSA in the lung. The European respiratory journal. 35, 198-201 (2010).
- Sadowitz, B., Roy, S., Gatto, L. A., Habashi, N., Nieman, G. Lung injury induced by sepsis: lessons learned from large animal models and future directions for treatment. Expert review of anti-infective therapy. 9, 1169-1178 (2011).
- Ostermann, C., et al. Infection, Disease, and Transmission Dynamics in Calves after Experimental and Natural Challenge with a Bovine Chlamydia psittaci Isolate. PloS one. 8, (2013).
- Ostermann, C., Schroedl, W., Schubert, E., Sachse, K., Reinhold, P. Dose-dependent effects of Chlamydia psittaci infection on pulmonary gas exchange, innate immunity and acute-phase reaction in a bovine respiratory model. Vet J. 196, (2012).
- Reinhold, P., et al. A bovine model of respiratory Chlamydia psittaci infection: challenge dose titration. PloS one. 7, (2012).
- Reinhold, P., Sachse, K., Kaltenboeck, B. Chlamydiaceae in cattle: commensals, trigger organisms, or pathogens. Vet J. 189, 257-267 (2011).
- Dionisio, J. Diagnostic flexible bronchoscopy and accessory techniques. Revista portuguesa de pneumologia. 18, 99-106 (2012).
- Hilding, A. C. Experimental bronchoscopy: resultant trauma to tracheobronchial epithelium in calves from routine inspection. Trans Am Acad Ophthalmol Otolaryngol. 72, 604-612 (1968).
- Potgieter, M. M., Hopkins, F. M., Walker, R. D., Guy, J. S. Use of fiberoptic bronchoscopy in experimental production of bovine respiratory tract disease. Am J Vet Res. 45, 1015-1019 (1984).
- Ackermann, M. R., Kehrli Jr, M. E., Brogden, K. A. Passage of CD18- and CD18+ bovine neutrophils into pulmonary alveoli during acute Pasteurella haemolytica pneumonia. Veterinary pathology. 33, 639-646 (1996).
- Malazdrewich, C., Ames, T. R., Abrahamsen, M. S., Maheswaran, S. K. Pulmonary expression of tumor necrosis factor alpha, interleukin-1 beta, and interleukin-8 in the acute phase of bovine pneumonic pasteurellosis. Veterinary pathology. 38, 297-310 (2001).
- Wells, A. U. The clinical utility of bronchoalveolar lavage in diffuse parenchymal lung disease. European respiratory review : an official journal of the European Respiratory Society. 19, 237-241 (2010).
- Wilkie, M. R. Sequential titration of bovine lung and serum antibodies after parenteral or pulmonary inoculation with Pasteurella haemolytica. Am J Vet Res. 40, 1690-1693 (1979).
- Pringle, J. K., et al. Bronchoalveolar lavage of cranial and caudal lung regions in selected normal calves: cellular, microbiological, immunoglobulin, serological and histological variables. Canadian journal of veterinary research = Revue canadienne de recherche veterinaire. 52, 239-248 (1988).
- Silflow, R. M., Degel, P. M., Harmsen, A. G. Bronchoalveolar immune defense in cattle exposed to primary and secondary challenge with bovine viral diarrhea virus. Veterinary immunology and immunopathology. 103, 129-139 (2005).
- Mitchell, G. B., Clark, M. E., Caswell, J. L. Alterations in the bovine bronchoalveolar lavage proteome induced by dexamethasone. Veterinary immunology and immunopathology. 118, 283-293 (2007).
- Mitchell, G. B., Clark, M. E., Siwicky, M., Caswell, J. L. Stress alters the cellular and proteomic compartments of bovine bronchoalveolar lavage fluid. Veterinary immunology and immunopathology. 125, 111-125 (2008).
- Lordan, J. L., et al. Cooperative effects of Th2 cytokines and allergen on normal and asthmatic bronchial epithelial cells. J Immunol. 169, 407-414 (2002).
- Tukey, M. H., Wiener, R. S. Population-based estimates of transbronchial lung biopsy utilization and complications. Respiratory medicine. 106, 1559-1565 (2012).
- Braun, U., Estermann, U., Feige, K., Sydler, T., Pospischil, A. Percutaneous lung biopsy in cattle. Journal of the American Veterinary Medical Association. 215, 679-681 (1999).
- Burgess, B. A., et al. The development of a novel percutaneous lung biopsy procedure for use on feedlot steers. Canadian journal of veterinary research = Revue canadienne de recherche veterinaire. 75, 254-260 (2011).
- Sydler, T., Braun, U., Estermann, U., Pospischil, A. A comparison of biopsy and post-mortem findings in the lungs of healthy cows. Journal of veterinary medicine. A, Physiology, pathology clinical medicine. 51, 184-187 (2004).
- Voigt, K., et al. PCR examination of bronchoalveolar lavage samples is a useful tool in pre-clinical diagnosis of ovine pulmonary adenocarcinoma (Jaagsiekte). Research in Veterinary Science. 83, 419-427 (2007).
- Caldow, G. Bronchoalveolar lavage in the investigation of bovine respiratory disease. In Practice. 1, 41-43 (2001).
- Heilmann, P., Müller, G., Reinhold, P. Bronchoscopy and Segmental Bronchoalveolar Lung Lavage of Anesthetised Calf. Monatsh. Veterinärmed. 43, 79-84 (1988).
- Gogolewski, R. P., et al. Protective ability and specificity of convalescent serum from calves with Haemophilus somnus pneumonia. Infection and immunity. 55, 1403-1411 (1987).
