Summary

Application du graphène monocouche aux grilles de cryo-microscopie électronique pour la détermination de la structure à haute résolution

Published: November 10, 2023
doi:

Summary

L’application de couches de support aux grilles de microscopie électronique cryogénique (cryoEM) permet d’augmenter la densité des particules, de limiter les interactions avec l’interface air-eau, de réduire les mouvements induits par les faisceaux et d’améliorer la distribution des orientations des particules. Cet article décrit un protocole robuste pour le revêtement des grilles cryoEM avec une monocouche de graphène afin d’améliorer la préparation des échantillons cryogéniques.

Abstract

En microscopie électronique cryogénique (cryoEM), des macromolécules purifiées sont appliquées sur une grille portant une feuille de carbone trouée ; Les molécules sont ensuite tamponnées pour éliminer l’excès de liquide et rapidement congelées dans une couche de glace vitreuse d’environ 20 à 100 nm d’épaisseur, suspendue à travers des trous de feuille d’environ 1 μm de large. L’échantillon obtenu est imagé à l’aide de la microscopie électronique à transmission cryogénique et, après traitement de l’image à l’aide d’un logiciel approprié, des structures de résolution quasi atomique peuvent être déterminées. Malgré l’adoption généralisée de la cryoEM, la préparation des échantillons reste un goulot d’étranglement important dans les flux de travail cryoEM, les utilisateurs rencontrant souvent des problèmes liés au mauvais comportement des échantillons dans la glace vitrée en suspension. Récemment, des méthodes ont été développées pour modifier les grilles cryoEM avec une seule couche continue de graphène, qui agit comme une surface d’appui qui augmente souvent la densité des particules dans la zone d’imagerie et peut réduire les interactions entre les particules et l’interface air-eau. Ici, nous fournissons des protocoles détaillés pour l’application du graphène aux grilles cryoEM et pour évaluer rapidement l’hydrophilie relative des grilles résultantes. De plus, nous décrivons une méthode basée sur EM pour confirmer la présence de graphène en visualisant son diagramme de diffraction caractéristique. Enfin, nous démontrons l’utilité de ces supports de graphène en reconstruisant rapidement une carte de densité d’une résolution de 2,7 Å d’un complexe Cas9 à l’aide d’un échantillon pur à une concentration relativement faible.

Introduction

La microscopie électronique cryogénique à particule unique (cryoEM) est devenue une méthode largement utilisée pour visualiser les macromolécules biologiques1. Alimentée par les progrès de la détection directe d’électrons 2,3,4, de l’acquisition de données5 et des algorithmes de traitement d’images 6,7,8,9,10, la cryoEM est désormais capable de produire des structures 3D à résolution quasi atomique d’un nombre croissant de macromolécules11. De plus, en tirant parti de la nature monomoléculaire de l’approche, les utilisateurs peuvent déterminer plusieurs structures à partir d’un seul échantillon 12,13,14,15, ce qui souligne la promesse d’utiliser les données générées pour comprendre des ensembles structurels hétérogènes16,17. Malgré ces progrès, des goulots d’étranglement persistent dans la préparation des grilles cryo-échantillonnées.

Pour la caractérisation structurale par cryoEM, les échantillons biologiques doivent être bien dispersés dans une solution aqueuse, puis doivent être surgelés par un processus appelé vitrification18,19. L’objectif est de capturer les particules dans une couche uniformément mince de glace vitrifiée en suspension à travers des trous régulièrement espacés qui sont généralement découpés en une couche de carbone amorphe. Cette feuille de carbone amorphe à motifs est soutenue par une grille TEM portant un maillage de barres de support en cuivre ou en or. Dans les flux de travail standard, les grilles sont rendues hydrophiles à l’aide d’un traitement plasma à décharge luminescente avant l’application de l’échantillon. L’excès de liquide est tamponné avec du papier filtre, ce qui permet à la solution protéique de former un mince film liquide à travers les trous qui peut être facilement vitrifié pendant la congélation en plongée. Les défis les plus courants comprennent la localisation des particules à l’interface air-eau (AWI) et la dénaturation subséquente 20,21,22 ou l’adoption d’orientations préférées 23,24,25, l’adhérence des particules à la feuille de carbone plutôt que de migrer dans les trous, et le regroupement et l’agrégation des particules à l’intérieur des trous 26. L’épaisseur non uniforme de la glace est une autre préoccupation ; La glace épaisse peut entraîner des niveaux plus élevés de bruit de fond dans les micrographies en raison de l’augmentation de la diffusion des électrons, tandis que la glace extrêmement mince peut exclure les particules plus grosses27.

Pour relever ces défis, une variété de films de support minces ont été utilisés pour recouvrir les surfaces de la grille, permettant aux particules de reposer sur ces supports et, idéalement, d’éviter les interactions avec l’interface air-eau. Les supports en graphène se sont révélés très prometteurs, en partie en raison de leur résistance mécanique élevée associée à leur section efficace de diffusion minimale, ce qui réduit le signal de fond ajouté par la couche de support28. En plus de sa contribution minimale au bruit de fond, le graphène présente également une conductivité électrique et thermique remarquable29. Il a été démontré que les grilles recouvertes de graphène et d’oxyde de graphène permettent d’obtenir une densité de particules plus élevée, une distribution plus uniforme des particules30 et une localisation réduite dans l’AWI22. De plus, le graphène fournit une surface d’appui qui peut être modifiée pour : 1) ajuster les propriétés physico-chimiques de la surface de la grille par fonctionnalisation 31,32,33 ; ou 2) coupler des agents de liaison qui facilitent la purification par affinité des protéines d’intérêt 34,35,36.

Dans cet article, nous avons modifié une procédure existante pour recouvrir les grilles cryoEM d’une seule couche uniforme de graphène30. Les modifications visent à minimiser la manipulation du réseau tout au long du protocole, dans le but d’augmenter le rendement et la reproductibilité. De plus, nous discutons de notre approche pour évaluer l’efficacité de divers traitements UV/ozone pour rendre les grilles hydrophiles avant la plongée. Cette étape de la préparation d’échantillons cryoEM à l’aide de grilles recouvertes de graphène est essentielle, et nous avons trouvé utile notre méthode simple pour quantifier l’hydrophilie relative des grilles résultantes. À l’aide de ce protocole, nous démontrons l’utilité d’utiliser des grilles recouvertes de graphène pour la détermination de la structure en générant une reconstruction 3D à haute résolution de S. pyogenes Cas9 catalytiquement inactif en complexe avec l’ARN guide et l’ADN cible.

Protocol

1. Préparation du graphène CVD Préparez la solution de gravure au graphène comme décrit ci-dessous.Dissoudre 4,6 g de persulfate d’ammonium (APS) dans 20 mL d’eau de qualité moléculaire dans un bécher de 50 mL pour obtenir une solution de 1 M et couvrir de papier d’aluminium. Laissez l’APS se dissoudre complètement tout en passant à l’étape 1.2. Préparez une section de graphène CVD pour le revêtement en méthacrylate de méthyle (MMA). Coupe…

Representative Results

La fabrication réussie de grilles cryoEM recouvertes de graphène à l’aide de l’équipement (Figure 1) et du protocole (Figure 2) décrits ici se traduira par une monocouche de graphène recouvrant les trous de la feuille qui peut être confirmée par son motif de diffraction caractéristique. Pour favoriser l’adsorption des protéines à la surface du graphène, un traitement UV/ozone peut être utilisé pour rendre la surface hydrophile en installant d…

Discussion

La préparation d’échantillons cryoEM implique une multitude de défis techniques, la plupart des flux de travail exigeant des chercheurs qu’ils manipulent manuellement des grilles fragiles avec un soin extrême pour éviter de les endommager. De plus, l’aptitude d’un échantillon à la vitrification est imprévisible ; Les particules interagissent souvent avec l’interface air-eau ou avec la feuille de support solide qui recouvre les grilles, ce qui peut conduire les particules à adopter des orientations pré…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Des échantillons ont été préparés et imagés à l’installation CryoEM du MIT.nano sur des microscopes acquis grâce à la Fondation Arnold et Mabel Beckman. Des appareils d’imagerie d’angle de contact ont été imprimés au MIT Metropolis Maker Space. Nous remercions les laboratoires de Nieng Yan et Yimo Han, ainsi que le personnel de MIT.nano pour leur soutien tout au long de l’adoption de cette méthode. Nous remercions tout particulièrement les Drs Guanhui Gao et Sarah Sterling pour leurs discussions et leurs commentaires perspicaces. Ce travail a été soutenu par les subventions R01-GM144542, 5T32-GM007287 des NIH et les subventions NSF-CAREER 2046778. La recherche dans le laboratoire de Davis est soutenue par la Fondation Alfred P. Sloan, le Fonds James H. Ferry, la J-Clinic du MIT et la famille Whitehead.

Materials

250 mL beaker (3x) Fisher 02-555-25B
50 mL beaker (2x) Corning 1000-50
Acetone Fisher A949-4
Aluminum foil Fisher 15-078-292
Ammonium persulfate Fisher (I17874
Coverslips 50 mm x 24 mm Mattek PCS-1.5-5024
CVD graphene Graphene Supermarket CVD-Cu-2×2
easiGlow discharger Ted-Pella 91000S
Ethanol Millipore-Sigma 1.11727
Flat-tip tweezers  Fisher 50-239-60
Glass cutter Grainger 21UE26
Glass petri plate and cover  VWR 75845-544
Glass serological pipette Fisher 13-676-34D
Grid Storage Case EMS 71146-02
Hot plate Fisher 07-770-108
Isopropanol Sigma W292907
Kimwipe Fisher 06-666
Lab scissors  Fisher 13-806-2
Methyl-Methacrylate EL-6  Kayaku MMA M310006 0500L1GL
Molecular grade water Corning 46-000-CM
Negative action tweezers (2x) Fisher 50-242-78
P20 pipette Rainin 17014392
P200 pipette Rainin 17008652 
Parafilm Fisher 13-374-12
Pipette tips Rainin 30389291
Quantifoil grids with holey carbon  EMS Q2100CR1
Spin coater  SetCas KW-4A with chuck SCA-19-23
Straightedge ULINE H-6560
Thermometer  Grainger 3LRD1
UV/Ozone cleaner  BioForce SKU: PC440
Vacuum desiccator Thomas Scientific 1159X11
Whatman paper VWR 28297-216

References

  1. Chua, E. Y. D., et al. cheaper: Recent advances in cryo-electron microscopy. Annu Rev Biochem. 91, 1-32 (2022).
  2. Bai, X. C., Fernandez, I. S., McMullan, G., Scheres, S. H. Ribosome structures to near-atomic resolution from thirty thousand cryo-EM particles. Elife. 2, 00461 (2013).
  3. Li, X., et al. Electron counting and beam-induced motion correction enable near-atomic-resolution single-particle cryo-EM. Nat Methods. 10 (6), 584-590 (2013).
  4. Campbell, M. G., et al. Movies of ice-embedded particles enhance resolution in electron cryo-microscopy. Structure. 20 (11), 1823-1828 (2012).
  5. Cheng, A., et al. Leginon: New features and applications. Protein Sci. 30 (1), 136-150 (2021).
  6. Scheres, S. H. RELION: implementation of a Bayesian approach to cryo-EM structure determination. J Struct Biol. 180 (3), 519-530 (2012).
  7. Punjani, A., Rubinstein, J. L., Fleet, D. J., Brubaker, M. A. cryoSPARC: algorithms for rapid unsupervised cryo-EM structure determination. Nat Methods. 14 (3), 290-296 (2017).
  8. Tegunov, D., Cramer, P. Real-time cryo-electron microscopy data preprocessing with Warp. Nat Methods. 16 (11), 1146-1152 (2019).
  9. Grant, T., Rohou, A., Grigorieff, N. cisTEM, user-friendly software for single-particle image processing. Elife. 7, 35383 (2018).
  10. Bell, J. M., Chen, M., Baldwin, P. R., Ludtke, S. J. High resolution single particle refinement in EMAN2.1. Methods. 100, 25-34 (2016).
  11. Cheng, Y. Single-particle cryo-EM-How did it get here and where will it go. Science. 361 (6405), 876-880 (2018).
  12. Kinman, L. F., Powell, B., Zhong, E., Berger, B., Davis, J. H. Uncovering structural ensembles from single particle cryo-EM data using cryoDRGN. Nat Protoc. 18 (2), 319-339 (2022).
  13. Zhong, E. D., Bepler, T., Berger, B., Davis, J. H. CryoDRGN: reconstruction of heterogeneous cryo-EM structures using neural networks. Nat Methods. 18 (2), 176-185 (2021).
  14. Chen, M., Ludtke, S. J. Deep learning-based mixed-dimensional Gaussian mixture model for characterizing variability in cryo-EM. Nat Methods. 18 (8), 930-936 (2021).
  15. Punjani, A., Fleet, D. J. 3D variability analysis: Resolving continuous flexibility and discrete heterogeneity from single particle cryo-EM. J Struct Biol. 213 (2), 107702 (2021).
  16. Dashti, A., et al. Retrieving functional pathways of biomolecules from single-particle snapshots. Nat Commun. 11 (1), 4734 (2020).
  17. Sun, J., Kinman, L. F., Jahagirdar, D., Ortega, J., Davis, J. H. KsgA facilitates ribosomal small subunit maturation by proofreading a key structural lesion. Nat Struct Mol Biol. , (2023).
  18. Dubochet, J., Chang, J. J., Freeman, R., Lepault, J., McDowall, A. W. Frozen aqueous suspensions. Ultramicroscopy. 10 (1-2), 55-61 (1982).
  19. Dubochet, J. Cryo-EM–the first thirty years. J Microsc. 245 (3), 221-224 (2012).
  20. Glaeser, R. M., et al. Factors that influence the formation and stability of thin, cryo-EM specimens. Biophys J. 110 (4), 749-755 (2016).
  21. Glaeser, R. M. Proteins, interfaces, and cryo-Em grids. Curr Opin Colloid Interface Sci. 34, 1-8 (2018).
  22. D’Imprima, E., et al. Protein denaturation at the air-water interface and how to prevent it. Elife. 8, 42747 (2019).
  23. Tan, Y. Z., et al. Addressing preferred specimen orientation in single-particle cryo-EM through tilting. Nat Methods. 14 (8), 793-796 (2017).
  24. Chen, J., Noble, A. J., Kang, J. Y., Darst, S. A. Eliminating effects of particle adsorption to the air/water interface in single-particle cryo-electron microscopy: Bacterial RNA polymerase and CHAPSO. J Struct Biol X. 1, 100005 (2019).
  25. Noble, A. J., et al. Reducing effects of particle adsorption to the air-water interface in cryo-EM. Nat Methods. 15 (10), 793-795 (2018).
  26. Drulyte, I., et al. Approaches to altering particle distributions in cryo-electron microscopy sample preparation. Acta Crystallogr D Struct Biol. 74, 560-571 (2018).
  27. Neselu, K., et al. Measuring the effects of ice thickness on resolution in single particle cryo-EM. J Struct Biol X. 7, 100085 (2023).
  28. Pantelic, R. S., et al. Graphene: Substrate preparation and introduction. J Struct Biol. 174 (1), 234-238 (2011).
  29. Geim, A. K., Novoselov, K. S. The rise of graphene. Nat Mater. 6 (3), 183-191 (2007).
  30. Han, Y., et al. High-yield monolayer graphene grids for near-atomic resolution cryoelectron microscopy. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (2), 1009-1014 (2020).
  31. Fujita, J., et al. Epoxidized graphene grid for highly efficient high-resolution cryoEM structural analysis. Sci Rep. 13 (1), 2279 (2023).
  32. Lu, Y., et al. Functionalized graphene grids with various charges for single-particle cryo-EM. Nat Commun. 13 (1), 6718 (2022).
  33. Naydenova, K., Peet, M. J., Russo, C. J. Multifunctional graphene supports for electron cryomicroscopy. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (24), 11718-11724 (2019).
  34. Liu, N., et al. Bioactive functionalized monolayer graphene for high-resolution cryo-electron microscopy. J Am Chem Soc. 141 (9), 4016-4025 (2019).
  35. Benjamin, C. J., et al. Selective capture of histidine-tagged proteins from cell lysates using TEM grids modified with NTA-graphene oxide. Sci Rep. 6, 32500 (2016).
  36. Wang, F., et al. General and robust covalently linked graphene oxide affinity grids for high-resolution cryo-EM. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (39), 24269-24273 (2020).
  37. Koh, A., et al. Routine Collection of High-Resolution cryo-EM Datasets Using 200 KV Transmission Electron Microscope. J Vis Exp. (181), (2022).
  38. Schweizer, P., et al. Mechanical cleaning of graphene using in situ electron microscopy. Nat Commun. 11 (1), 1743 (2020).
  39. Li, Z., et al. Effect of airborne contaminants on the wettability of supported graphene and graphite. Nat Mater. 12 (10), 925-931 (2013).
  40. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  41. Zhu, X., et al. Cryo-EM structures reveal coordinated domain motions that govern DNA cleavage by Cas9. Nat Struct Mol Biol. 26 (8), 679-685 (2019).
  42. Croll, T. I. ISOLDE: a physically realistic environment for model building into low-resolution electron-density maps. Acta Crystallogr D Struct Biol. 74, 519-530 (2018).
  43. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  44. Prydatko, A. V., Belyaeva, L. A., Jiang, L., Lima, L. M. C., Schneider, G. F. Contact angle measurement of free-standing square-millimeter single-layer graphene. Nat Commun. 9 (1), 4185 (2018).

Play Video

Cite This Article
Grassetti, A. V., May, M. B., Davis, J. H. Application of Monolayer Graphene to Cryo-Electron Microscopy Grids for High-resolution Structure Determination. J. Vis. Exp. (201), e66023, doi:10.3791/66023 (2023).

View Video