Live-Cell Imaging van Drosophila melanogaster Derde Instar Larvale Hersenen
Summary
Hier bespreken we een workflow om levende explant-hersenen van Drosophila melanogaster derde instarlarven voor te bereiden, te ontleden, te monteren en in beeld te brengen om de cellulaire en subcellulaire dynamiek onder fysiologische omstandigheden te observeren.
Abstract
Drosophila neurale stamcellen (neuroblasten, NBs hierna) ondergaan asymmetrische delingen, regenereren de zelfvernieuwende neuroblast, terwijl ze ook een differentiërende ganglionmoedercel (GMC) vormen, die één extra deling zal ondergaan om aanleiding te geven tot twee neuronen of glia. Studies in NBs hebben de moleculaire mechanismen blootgelegd die ten grondslag liggen aan celpolariteit, spindeloriëntatie, neurale stamcelzelfvernieuwing en differentiatie. Deze asymmetrische celdelingen zijn gemakkelijk waarneembaar via live-cell imaging, waardoor larvale NB’s bij uitstek geschikt zijn voor het onderzoeken van de spatiotemporale dynamiek van asymmetrische celdeling in levend weefsel. Wanneer ze op de juiste manier worden ontleed en afgebeeld in voedingssupplementen, delen NB’s in explanthersenen zich robuust gedurende 12-20 uur. Eerder beschreven methoden zijn technisch moeilijk en kunnen een uitdaging zijn voor degenen die nieuw zijn in het veld. Hier wordt een protocol beschreven voor de voorbereiding, dissectie, montage en beeldvorming van levende derde-instar larvale hersenexplantaten met behulp van vetlichaamsupplementen. Ook worden mogelijke problemen besproken en worden voorbeelden gegeven van hoe deze techniek kan worden gebruikt.
Introduction
Asymmetrische celdeling (ACD) is het proces waarbij subcellulaire componenten zoals RNA, eiwitten en organellen ongelijk verdeeld worden tussen dochtercellen 1,2. Dit proces wordt vaak gezien in stamcellen, die ACD ondergaan om aanleiding te geven tot dochtercellen met verschillende ontwikkelingsloten. Drosophila NBs delen zich asymmetrisch om één NB te produceren, die zijn stam behoudt, en één ganglionmoedercel (GMC). De GMC ondergaat verdere divisies om differentiërende neuronen of glia3 te produceren. Asymmetrisch delende NB’s zijn overvloedig aanwezig in de zich ontwikkelende hersenen van larven van derde instar, die gemakkelijk kunnen worden waargenomen via microscopie. In het derde instar larvale stadium zijn er ongeveer 100 NB’s aanwezig in elke centrale hersenkwab 3,4,5,6.
Asymmetrische celdeling is een zeer dynamisch proces. Live-cell imaging protocollen zijn gebruikt om de dynamiek van celpolariteit 7,8,9,10, spindeloriëntatie 11,12,13, de dynamica van de actomyosine cortex 14,15,16,17,18, microtubule en centrosoombiologie 19,20 te meten en te kwantificeren,21,22,23,24,25,26,27, en membraan 10,28 en chromatinedynamica 29. Kwalitatieve en kwantitatieve beschrijvingen van ACD zijn gebaseerd op robuuste methoden en protocollen om delende NB’s in intacte levende hersenen in beeld te brengen. Het volgende protocol schetst methoden om derde instar larvale hersenen voor te bereiden, te ontleden en in beeld te brengen voor live-cell imaging in vivo met behulp van twee verschillende montagebenaderingen. Deze methoden zijn het meest geschikt voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in de spatiotemporele dynamiek van stamceldelingen, evenals delingen in andere hersencellen, omdat ze korte- en langetermijnobservaties van cellulaire gebeurtenissen mogelijk maken. Bovendien zijn deze technieken gemakkelijk toegankelijk voor nieuwkomers in het veld. We tonen de effectiviteit en het aanpassingsvermogen van deze aanpak aan met larvale hersenen die fluorescerend gelabelde microtubuli en corticale fusie-eiwitten tot expressie brengen. Daarnaast bespreken we analysemethoden en overwegingen voor toepassing in andere studies.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dit protocol schetst een benadering voor de beeldvorming van levende explantatiehersenen van Drosophila melanogaster-larven . Het hier beschreven protocol maakt het mogelijk om explantatiehersenen gedurende 12-20 uur onder de juiste experimentele omstandigheden te observeren. Bijzondere aandacht moet worden besteed aan de voorbereiding van monsters en het ontwerp van de gewenste experimenten. Zoals hierboven vermeld, is een van de meest kritische factoren die de kwaliteit van het ontleedde weefsel bepaalt, de ge…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit onderzoek wordt ondersteund door R35GM148160 (C. C.) en een National Institutes of Health (NIH) Training Grant T32 GM007270 (R. C. S)
Materials
| 0.22 µm polyethersulfone (PES) Membrane | Genesee | 25-231 | Vacuum-driven filters |
| Agar | Genesee | 20-248 | granulated agar |
| Analytical Computer | Dell | NA | Intel Xeon Gold 5222 CPU with two 3.80 GHz processors running Windows 10 on a 64-bit operating system |
| Bovine Growth Serum | HyClone | SH30541.02 | |
| Chambered Imaging Slides | Ibidi | 80826 | |
| Confocal Microscope | Nikon | NA | |
| Custom-machined metal slide | NA | NA | See Cabernard and Doe 2013 (Ref. 34) for specifications |
| Dissection Dishes | Fisher Scientific | 5024343 | 3-well porcelain micro spot plate |
| Dissection Forceps | World Precision Instruments | Dumont #5 | |
| Dissection Microscope | Leica | NA | |
| Dissection Scissors | Fine Science Tools (FST) | 15003-08 | |
| Embryo collection cage | Genesee | 59-100 | |
| Flypad with access to CO2 to anesthetize adult flies | Genesee | 59-172 | |
| Gas-permeable membrane | YSI | 98095 | Gas-permeable membrane |
| Glass Cover Slides | Electron Microscopy Sciences | 72204-03 | # 1.5; 22 mm x 40 mm glass coverslips |
| Imaris | Oxford Instruments | NA | Alternatives: Fiji, Volocity, Aivia |
| Imaris File Converter | Oxford Instruments | NA | |
| Instant Yeast | Saf-Instant | NA | |
| Molasses | Genesee | 62-117 | |
| Petri dish | Greiner Bio-One | 628161 | 60 mm x 15 mm Petri dish |
| Petroleum Jelly | Vaseline | NA | |
| Schneider's Insect Medium with L-glutamine and sodium bicarbonate liquid | Millipore Sigma | S0146 | |
| SlideBook acquisition software | 3i | NA | |
| Vacuum-Driven Filtration Unit with a 0.22 µµm PES membrane filter | Genesee Scientific, GenClone | 25-231 |
References
- Delgado, M. K., Cabernard, C. Mechanical regulation of cell size, fate, and behavior during asymmetric cell division. Current Opinion in Cell Biology. 67, 9-16 (2020).
- Sunchu, B., Cabernard, C. Principles and mechanisms of asymmetric cell division. Development. 147 (13), (2020).
- Homem, C. C. F., Knoblich, J. A. Drosophila neuroblasts: A model for stem cell biology. Development. 139 (23), 4297-4310 (2012).
- Gallaud, E., Pham, T., Cabernard, C. Drosophila melanogaster neuroblasts: A model for asymmetric stem cell divisions. Results and Problems in Cell Differentiation. 61 (1489), 183-210 (2017).
- Loyer, N., Januschke, J. Where does asymmetry come from? Illustrating principles of polarity and asymmetry establishment in Drosophila neuroblasts. Current Opinion in Cell Biology. 62, 70-77 (2020).
- Pollington, H. Q., Seroka, A. Q., Doe, C. Q. From temporal patterning to neuronal connectivity in Drosophila type I neuroblast lineages. Seminars in Cell & Developmental Biology. 142, 4-12 (2023).
- Oon, C. H., Prehoda, K. Asymmetric recruitment and actin dependent cortical flows drive the neuroblast polarity cycle. eLife. 8, e45815 (2019).
- Ramat, A., Hannaford, M., Januschke, J. Maintenance of miranda localization in Drosophila neuroblasts involves interaction with the cognate mRNA. Current Biology. 27 (14), 2101-2111 (2017).
- Oon, C. H., Prehoda, K. E. Phases of cortical actomyosin dynamics coupled to the neuroblast polarity cycle. eLife. 10, e66574 (2021).
- LaFoya, B., Prehoda, K. E. Actin-dependent membrane polarization reveals the mechanical nature of the neuroblast polarity cycle. Cell Reports. 35 (7), 109146 (2021).
- Siller, K. H., Doe, C. Q. Lis1/dynactin regulates metaphase spindle orientation in Drosophila neuroblasts. Developmental Biology. 319 (1), 1-9 (2008).
- Siller, K. H., Cabernard, C., Doe, C. Q. The NuMA-related Mud protein binds Pins and regulates spindle orientation in Drosophila neuroblasts. Nature Cell Biology. 8 (6), 594-600 (2006).
- Cabernard, C., Doe, C. Q. Apical/basal spindle orientation is required for neuroblast homeostasis and neuronal differentiation in Drosophila. Developmental Cell. 17 (1), 134-141 (2009).
- Cabernard, C., Prehoda, K. E., Doe, C. Q. A spindle-independent cleavage furrow positioning pathway. Nature. 467 (7311), 91-94 (2010).
- Connell, M., Cabernard, C., Ricketson, D., Doe, C. Q., Prehoda, K. E. Asymmetric cortical extension shifts cleavage furrow position in Drosophila neuroblasts. Molecular Biology of the Cell. 22 (22), 4220-4226 (2011).
- Tsankova, A., Pham, T. T., Garcia, D. S., Otte, F., Cabernard, C. Cell polarity regulates biased myosin activity and dynamics during asymmetric cell division via Drosophila rho kinase and protein kinase N. Developmental Cell. 42 (2), 143-155 (2017).
- Montembault, E., et al. Myosin efflux promotes cell elongation to coordinate chromosome segregation with cell cleavage. Nature Communications. 8 (1), 326 (2017).
- Roubinet, C., et al. Spatio-temporally separated cortical flows and spindle geometry establish physical asymmetry in fly neural stem cells. Nature Communications. 8 (1), 1383 (2017).
- Januschke, J., et al. Centrobin controls mother-daughter centriole asymmetry in Drosophila neuroblasts. Nature Cell Biology. 15 (3), 241-248 (2013).
- Januschke, J., Llamazares, S., Reina, J., Gonzalez, C. Drosophila neuroblasts retain the daughter centrosome. Nature Communications. 2 (1), 243 (2011).
- Rebollo, E., et al. Functionally unequal centrosomes drive spindle orientation in asymmetrically dividing Drosophila neural stem cells. Developmental Cell. 12 (3), 467-474 (2007).
- Januschke, J., Gonzalez, C. The interphase microtubule aster is a determinant of asymmetric division orientation in Drosophila neuroblasts. The Journal of Cell Biology. 188 (5), 693-706 (2010).
- Rusan, N. M., Peifer, M. A role for a novel centrosome cycle in asymmetric cell division. The Journal of Cell Biology. 177 (1), 13-20 (2007).
- Lerit, D. A., et al. Interphase centrosome organization by the PLP-Cnn scaffold is required for centrosome function. Journal of Cell Biology. 210 (1), 79-97 (2015).
- Gallaud, E., et al. Dynamic centriolar localization of Polo and Centrobin in early mitosis primes centrosome asymmetry. PLoS Biology. 18 (8), e3000762 (2020).
- Ramdas Nair, A., et al. The microcephaly-associated protein Wdr62/CG7337 is required to maintain centrosome asymmetry in Drosophila neuroblasts. Cell Reports. 14 (5), 1100-1113 (2016).
- Singh, P., Nair, A. R., Cabernard, C. The centriolar protein Bld10/Cep135 is required to establish centrosome asymmetry in Drosophila neuroblasts. Current Biology. 24 (13), 1548-1555 (2014).
- LaFoya, B., Prehoda, K. E. Consumption of a polarized membrane reservoir drives asymmetric membrane expansion during the unequal divisions of neural stem cells. Developmental Cell. 1534 (23), 00159 (2023).
- Sunchu, B., et al. Asymmetric chromatin retention and nuclear envelopes separate chromosomes in fused cells in vivo. Communications Biology. 5 (1), 953 (2022).
- Oliveira, A. C., Rebelo, A. R., Homem, C. C. F. Integrating animal development: How hormones and metabolism regulate developmental transitions and brain formation. Developmental Biology. 475, 256-264 (2021).
- Britton, J. S., Edgar, B. A. Environmental control of the cell cycle in Drosophila: nutrition activates mitotic and endoreplicative cells by distinct mechanisms. Development. 125 (11), 2149-2158 (1998).
- Lee, C. -. Y., et al. Drosophila Aurora-A kinase inhibits neuroblast self-renewal by regulating aPKC/Numb cortical polarity and spindle orientation. Genes & Development. 20 (24), 3464-3474 (2006).
- Homem, C. C. F., Reichardt, I., Berger, C., Lendl, T., Knoblich, J. A. Long-term live cell imaging and automated 4D analysis of Drosophila neuroblast lineages. PLoS ONE. 8 (11), e79588 (2013).
- Cabernard, C., Doe, C. Q. Live imaging of neuroblast lineages within intact larval brains in Drosophila. Cold Spring Harbor Protocols. 2013 (10), 970-977 (2013).
- Karpova, N., Bobinnec, Y., Fouix, S., Huitorel, P., Debec, A. Jupiter, a new Drosophila protein associated with microtubules. Cell Motility and the Cytoskeleton. 63 (5), 301-312 (2006).
- Loyer, N., Januschke, J. The last-born daughter cell contributes to division orientation of Drosophila larval neuroblasts. Nature Communications. 9 (1), 3745 (2018).
- Bostock, M. P., et al. An immobilization technique for long-term time-lapse imaging of explanted Drosophila tissues. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 590094 (2020).
