Hier beschrijven we een methode om synaptogenese van korrelneuronen in het cerebellum van de muis te visualiseren gedurende het tijdsverloop van de postnatale hersenontwikkeling wanneer deze cellen hun synaptische structuren verfijnen en synapsen vormen om zichzelf te integreren in het algehele hersencircuit.
Neuronen ondergaan dynamische veranderingen in hun structuur en functie tijdens de ontwikkeling van de hersenen om geschikte verbindingen met andere cellen te vormen. Het cerebellum van knaagdieren is een ideaal systeem om de ontwikkeling en morfogenese van een enkel celtype, het cerebellaire granulaatneuron (CGN), in de loop van de tijd te volgen. Hier werd in vivo elektroporatie van voorlopers van korrelneuronen in het zich ontwikkelende cerebellum van de muis gebruikt om cellen spaarzaam te labelen voor latere morfologische analyses. De werkzaamheid van deze techniek wordt aangetoond in zijn vermogen om belangrijke ontwikkelingsstadia van CGN-rijping te laten zien, met een specifieke focus op de vorming van dendritische klauwen, gespecialiseerde structuren waar deze cellen het grootste deel van hun synaptische inputs ontvangen. Naast het verstrekken van snapshots van CGN-synaptische structuren tijdens de cerebellaire ontwikkeling, kan deze techniek worden aangepast om granulaatneuronen genetisch te manipuleren op een celautonome manier om de rol van elk interessant gen en het effect ervan op CGN-morfologie, klauwontwikkeling en synaptogenese te bestuderen.
Hersenontwikkeling is een langdurig proces dat zich uitstrekt van embryogenese tot postnataal leven. Gedurende deze tijd integreren de hersenen een combinatie van intrinsieke en extrinsieke stimuli die de bedrading van synapsen tussen dendrieten en axonen vormen om uiteindelijk gedrag te sturen. Het cerebellum van knaagdieren is een ideaal modelsysteem om te bestuderen hoe synapsen zich ontwikkelen, omdat de ontwikkeling van een enkel neurontype, het cerebellaire granulaatneuron (CGN), kan worden gevolgd terwijl het overgaat van een voorlopercel naar een volwassen neuron. Dit is deels te wijten aan het feit dat een meerderheid van de cerebellaire cortex zich postnataal ontwikkelt, wat eenvoudige genetische manipulatie en cellabeling na de geboorte mogelijk maakt1.
Bij zoogdieren begint CGN-differentiatie aan het einde van de embryonale ontwikkeling wanneer een subset van proliferatieve cellen in de achterhersenen over de ruitvormige lip migreert om een secundaire kiemzone op het oppervlak van het cerebellum 2,3,4 te vormen. Hoewel ze volledig toegewijd zijn aan een korrelneuron voorloper (GNP) identiteit, blijven deze cellen zich vermenigvuldigen in het buitenste deel van de externe korrellaag (EGL) tot postnatale dag 14 (P14). Proliferatie van deze laag resulteert in een enorme uitbreiding van het cerebellum omdat deze cellen uitsluitend aanleiding geven tot CGN’s5. Zodra pasgeboren CGN’s de celcyclus in de EGL verlaten, migreren ze naar binnen naar de interne korrellaag (IGL), waarbij ze een axon achterlaten dat zich splitst en reist in de moleculaire laag van het cerebellum, waarbij parallelle vezels worden gevormd die synapseren op Purkinje-cellen6. De positie van deze vezels in de moleculaire laag is afhankelijk van de timing van de uitgang van de celcyclus.
CGN’s die differentiëren verlaten eerst hun parallelle vezels naar de onderkant van de moleculaire laag, terwijl de axonen van CGN’s die later differentiëren geclusterd zijn op de bovenste 7,8. Zodra de CGN-cellichamen de IGL bereiken, beginnen ze dendrieten uit te werken en synapsen te vormen met nabijgelegen remmende en exciterende neuronen. De volwassen dendritische boom van een CGN vertoont een stereotiepe architectuur met vier hoofdprocessen. In de loop van de CGN-rijping vormen de structuren aan het einde van deze dendrieten een klauw die verrijkt wordt met postsynaptische eiwitten 9,10. Deze gespecialiseerde structuren, dendritische klauwen genoemd, bevatten de meerderheid van de synapsen op korrelneuronen en zijn belangrijk voor het ontvangen van zowel exciterende inputs van mosachtige vezelinnervaties afkomstig van de pons, als remmende inputs van lokale Golgi-cellen. Eenmaal volledig geconfigureerd, stellen de synaptische verbindingen van CGN’s deze cellen in staat om inputs van pre-cerebellaire kernen door te geven aan Purkinje-cellen, die vanuit de cerebellaire cortex naar de diepe cerebellaire kernen projecteren.
In vivo postnatale elektroporatie van BNP’s is voordelig ten opzichte van andere op etikettering gebaseerde methoden, zoals virale infectie en generatie van transgene muislijnen, omdat de expressie van gewenste constructies op een snelle tijdlijn kan worden bereikt en de methode zich richt op een kleine populatie cellen, nuttig bij het bestuderen van celautonome effecten. Deze methode is in eerdere studies gebruikt om de morfologische ontwikkeling van CGN’s te bestuderen; Deze studies hebben zich echter gericht op een enkel tijdstip of een kort tijdvenster 9,10,11,12,13. Deze etiketteringsmethode werd gecombineerd met beeldanalyse om de veranderingen in CGN-morfologie te documenteren die optreden gedurende het gehele tijdsverloop van CGN-differentiatie gedurende de eerste drie weken van het postnatale leven. Deze gegevens onthullen de dynamiek van CGN-dendrietontwikkeling die ten grondslag ligt aan de constructie van cerebellaire circuits.
Cerebellaire korrelneuronen zijn de meest voorkomende neuronen in het zoogdierbrein, die bijna 60-70% uitmaken van de totale neuronenpopulatie in het knaagdierbrein 1,14. Het cerebellum is op grote schaal gebruikt om mechanismen van cellulaire proliferatie, migratie, dendrietvorming en synapsontwikkeling op te helderen 6,9,10,11,15,16,17,18,19,20 <sup class="x…
The authors have nothing to disclose.
Het werk werd ondersteund door NIH-subsidies R01NS098804 (A.E.W.), F31NS113394 (U.C.) en Duke University’s Summer Neuroscience Program (D.G.).
Betadine | Purdue Production | 67618-150-17 | |
Cemented 10 µL needle | Hamilton | 1701SN (80008) | 33 gauge, 1.27 cm (0.5 in), 4 point style |
Chicken anti-GFP | Millipore Sigma | AB16901 | Our lab uses this antibody at a 1:1000 concentration |
Cotton-tip applicator | |||
Donkey anti-chicken Cy2 | Jackson ImmunoResearch | 703-225-155 | Our lab uses this antibody at a 1:500 concentration |
Ethanol (200 proof) | Koptec | V1016 | |
Electroporator ECM 830 | BTX Harvard Apparatus | 45-0052 | |
Fast Green FCF | Sigma | F7252-5G | |
FUGW plasmid | Addgene | 14883 | |
Glass slides | VWR | 48311-703 | Superfrost plus |
Glycerol | Sigma-Aldrich | G5516 | |
Heating pad | Softheat | ||
Hoescht 33342 fluorescent dye | Invitrogen | 62249 | |
Imaris | Bitplane | ||
Isoflurane | Patterson Veterinary | 07-893-1389 | |
Micro cover glass | VWR | 48382-138 | |
Nail polish | Sally Hansen | Color 109 | |
Normal goat serum | Gibco | 16210064 | |
O.C.T. embedding compound | Tissue-Tek | 4583 | |
Olympus MVX10 Dissecting Scope | Olympus | MVX10 | |
P200 pipette reach tip | Fisherbrand | 02-707-138 | Used for needle spacer |
Parafilm | Bemis | PM-996 | |
PBS pH 7.4 (10x) | Gibco | 70011-044 | |
Simple Neurite Tracer | FIJI | https://imagej.net/Simple_Neurite_Tracer:_Basic_ Instructions |
|
Sucrose | Sigma | S0389 | |
Surgical tools | RWD Life Science | Small scissors and tweezers | |
Triton X-100 | Roche | 11332481001 | non-ionic detergent |
Tweezertrodes | BTX Harvard Apparatus | 45-0489 | 5 mm, platinum plated tweezer-type electrodes |
Ultrapure distilled water | Invitrogen | 10977-015 | |
Vectashield mounting media | Vectashield | H1000 | |
Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | |
Zeiss 780 Upright Confocal | Zeiss | 780 |