Summary

In Vitro Клин Фрагмент Подготовка для имитации In Vivo Нейрональной цепи подключения

Published: August 18, 2020
doi:

Summary

Интеграция различных синаптических входов в нейроны лучше всего измеряется в препарате, который сохраняет все до синаптические ядра для естественного времени и пластичности цепи, но ломтики мозга обычно разрывают многие соединения. Мы разработали модифицированный срез мозга, чтобы имитировать активность цепи in vivo, сохраняя при этом возможности экспериментов в пробирке.

Abstract

Электрофизиологические методы in vitro измеряют одноклеточную активность с точным электрическим и временным разрешением. Мозг ломтики должны быть относительно тонкими, чтобы правильно визуализировать и доступ к нейронам для патч-зажима или изображения, и в пробирке изучение схемы мозга ограничивается только то, что физически присутствует в острой ломтик. Чтобы сохранить преимущества экспериментов в пробирке, сохраняя при этом большую часть пресинаптических ядер, мы разработали новую подготовку ломтика. Этот “клин ломтик” был разработан для патч-зажим электрофизиологии записей для характеристики различных монауральных, звуковых входов в медиальной olivocochlear (MOC) нейронов в стволе мозга. Эти нейроны получают свои первичные возбудительные и ингибирующие входы от нейронов, активированных стимулами в контралатеральной уха и соответствующего кохлеарного ядра (CN). Был разработан асимметричный кусочек мозга, который является самым толстым в ростро-каудальном домене на боковом краю одного полушария, а затем истончается к боковому краю противоположного полушария. Этот ломтик содержит, на толстой стороне, корень слухового нерва, передающий информацию о слуховых стимулах к мозгу, внутренней схеме CN, и как дисинаптическом возбуждающих и трисинаптических ингибирующие афферентные пути, которые сходятся на контралатеральных нейронов MOC. Запись выполняется из нейронов MOC на тонкой стороне ломтика, где они визуализированы с помощью оптики DIC для типичных экспериментов патч-зажим. Прямая стимуляция слухового нерва осуществляется при входе в слуховой ствол мозга, что позволяет внутренней активности цепи CN и синаптической пластичности происходит в синапсах вверх по течению нейронов MOC. С помощью этого метода можно имитировать активацию цепи in vivo как можно ближе в пределах среза. Этот клин срез подготовки применима к другим схемам мозга, где схема анализы выиграют от сохранения подключения вверх по течению и дальнего ввода, в сочетании с техническими преимуществами физиологии в пробирке ломтик.

Introduction

Наблюдение за активностью нейронных цепей идеально выполняется с помощью местных сенсорных входов и обратной связи, а также нетронутой связи между областями мозга, in vivo. Тем не менее, выполнение экспериментов, которые дают одноклеточное разрешение функции нейронной цепи по-прежнему ограничивается техническими проблемами в нетронутом мозге. В то время как экстрацеллюлярная электрофизиология in vivo или многофотонные методы визуализации могут быть использованы для исследования активности в нетронутой нервной системе, интерпретация того, как различные входные данные интегрируются или измеряют синаптические входы подразводки, остается трудной. In vivo цельноклеточные записи преодолевают эти ограничения, но являются сложными для выполнения, даже в областях мозга, которые легко доступны. Технические проблемы одноклеточного разрешения экспериментов еще более усиливаются в определенных популяциях нейронов, которые расположены глубоко в головном мозге, или в пространственно диффузных популяциях, которые требуют либо генетических инструментов для обнаружения клеток in vivo (например, генетическое выражение channelrhodopsin в паре с optrode записи) или пост-специальной гистохимической идентификации после записи сайта маркировки (например, с нейротрансмиссии конкретных маркеров). Находясь диффузно вблизи брюшной поверхности ствола мозга, медиальные оливокохлеарные (MOC) нейроны страдают отвышеуказанных ограничений 1, что делает их чрезвычайно трудно получить доступ для in vivo экспериментов.

Мозг ломтики (толщиной 100-500 мкм) уже давно используются для изучения схем мозга, в том числе слуховой ствол мозга схемы, из-за физической сегрегации подключенных нейронов, которые содержатсяв том же ломтик 2,3,4,5,6,7,8,9. Эксперименты с использованием гораздо толще ломтиками (Nogt;1 мм) были использованы в других лабораториях, чтобыпонять,как двусторонние входы интегрировать в областях высшего оливариального комплекса (SOC), включая медиальный превосходныйоливковый 10,11. Эти ломтики были подготовлены таким образом, что аксоны слухового нерва (АН) остались нетронутыми в ломтик и были электрически стимулировали инициировать синаптический нейромедиатор релиз в CN, имитируя активность первого порядка слуховых нейронов, как они будут реагировать на звук. Одним из основных недостатков этих толстых ломтиков является видимость нейронов для патч-зажим электрофизиологических записей (“патч”). Патчирование становится все болеетрудным,как многочисленные аксоны в этой области становятся myelinatedс возрастом 12,13,14,15, что делает ткань оптически плотной и заслоняющих нейронов даже в типичный, тонкий срез мозга. Наша цель состоит в том, чтобы создать в пробирке препараты, которые больше напоминают цепи подключения in vivo записей, но с высокой пропускной способностью и высоким разрешением записи способности визуально управляемых патч-зажим электрофизиологии в мозге ломтиками.

Наша лаборатория исследует физиологию нейронов слуховой эфферентной системы, включая нейроны MOC. Эти холинергические нейроны обеспечивают эфферентную обратную связь с улиткой, модулируя активность наружных волосковых клеток (OHCs)16,17,18,19,20. Предыдущие исследования показали, что эта модуляция играет определенную роль вусилении контроля в улитке 21,22,23,24,25,26 изащитеот акустической травмы 27,28,29,30,31,32,33. У мышей, MOC нейроны диффузно расположены в брюшном ядре трапециевидного тела (VNTB) в слуховой стволмозга 1. Наша группа использовала chAT-IRES-Cre мыши линии пересекли с tdTomato репортер мыши линии для целевой MOC нейронов в ствол мозга ломтиками под эпифлуоресцентным освещением. Мы показали, что нейроны MOC получают афферентный ингибильный вход от ипсилатерального медиального ядра трапециевидного тела (MNTB), который возбуждается, в свою очередь, аксонами из шаровых густых клеток (GBC) в контралатерального кохлеарного ядра (CN)34,35,36,37,38. Кроме того, нейроны MOC, вероятно, получают их возбудительный вход от Т-стеллат клеток в контралатеральной CN39,40,41. Взятые вместе, эти исследования показывают, MOC нейроны получают как возбуждательные и ингибирующие входы, полученные из того же (контралатерального) уха. Тем не менее, пресинаптические нейроны, и их аксоны сходятся на нейронах MOC, не совсем достаточно близко друг к другу, чтобы быть полностью нетронутыми в типичной подготовки корональной ломтик. Чтобы исследовать, как интеграция синаптических входов в нейроны MOC влияет на их действия потенциальных моделей стрельбы, с акцентом на недавно описанные ингибирования, мы разработали препарат, в котором мы могли бы стимулировать различные афференты MOC нейронов из одного уха в наиболее физиологически реалистичным способом возможно, но с техническими преимуществами in vitro мозга ломтик экспериментов.

Срез клина является модифицированным толстым ломтиком подготовки, предназначенной для исследования цепи интеграции в нейронах MOC (схематизирована на рисунке 1A). На толстой стороне ломтика, клин содержит отрубленные аксоны слухового нерва (так называют “корень слухового нерва” в дальнейшем), как они входят в ствол мозга с периферии и синапса в CN. Корень слухового нерва можно электрически стимулировать, чтобы вызвать высвобождение нейромедиатора и синаптической активации клеток полностью нетронутыми CN42,43,44,45,46. Этот формат стимуляции имеет ряд преимуществ для анализа схемы. Во-первых, вместо того, чтобы непосредственно стимулировать T-stellate и GBC аксоны, которые обеспечивают афферентный вход в нейроны MOC, мы стимулируем AN, чтобы позволить активацию внутренних цепей, обильных в CN. Эти схемы модулировать выход нейронов CN к своим целям по всему мозгу, в том числе MOCнейронов 46,47,48,49,50,51. Во-вторых, полисинаптическая активация афферентных цепей от AN через CN вверх по течению нейронов MOC позволяет более естественное время активации и для пластичности происходить на этих синапсах по мере того как они in vivo во время слуховой стимуляции. В-третьих, мы можем изменять наши модели стимуляции, чтобы имитировать активность АН. Наконец, как возбуждательные, так и ингибирующие монауральные проекции на нейроны MOC не повреждены в срезе клина, и их интеграция может быть измерена в нейроне MOC с точностью электрофизиологии патч-зажима. В целом, эта схема активации обеспечивает более нетронутой цепи нейронов MOC по сравнению с типичной подготовки ломтик мозга. Этот срез клина ствола мозга также может быть использован для исследования других слуховыхобластей,которые получают ингибирующие входы от ипсилатерального MNTB, включая боковое превосходное оливковое, превосходное оливариальное ядро и медиальное превосходноеоливковое 10,11,52,53,54,55,56. Помимо нашей конкретной подготовки, этот метод нарезки может быть использован или изменен для оценки других систем с преимуществами поддержания подключения дальнего ввода и улучшения визуализации нейронов для различных одноклеточного разрешения электрофизиологии или методов визуализации.

Этот протокол требует использования вибромной сцены или платформы, которые могут быть наклонены примерно на 15 градусов. Здесь мы используем коммерчески доступные 2-кусок магнитной стадии, где “этап” является металлический диск с изогнутым дном помещены в вогнутой магнитной “стадии базы”. Этап может быть сдвинут для регулировки угла разреза. Концентрические круги на сценической базе используются для оценки угла воспроизведения. Этапная и сценическая основа помещаются в камеру нарезки, где также может вращаться основание магнитной сцены.

Protocol

Все экспериментальные процедуры были одобрены Национальным институтом неврологических расстройств и инсульта / Национальный институт по глухоте и другим коммуникационным расстройствам ухода за животными и использования комитета. 1. Экспериментальные препараты <p class=…

Representative Results

Гистологическое исследование ломтика клинаДля нашего исследования слуховой функции нейрона ствола мозга, препарат ломтика клина был разработан, чтобы содержать корень слухового нерва и CN контралатеральных нейронов MOC, предназначенных для записи (пример ломтик показано <str…

Discussion

Процедура нарезки, описанная здесь, называют ломтик клина является мощным для поддержания нетронутыми пресинаптических нейрональных схем, но с доступностью мозга ломтик экспериментов для анализа нейрональной функции. Необходимо принять меры в несколько первоначальных шагов, с тем ч?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано Программой интрамуральных исследований NIH, NIDCD, No01 DC000091 (CJCW).

Materials

Experimental Preparations
Agar, powder Fisher Scientific BP1423500 4% agar block used to stabilize brain tissue during vibratome sectioning
AlexaFluor Hydrazide 488 Invitrogen A10436 Fluorophore used in internal solution to confirm successful MOC neuron patch
Analytical Balance Geneses Scientific (Intramalls) AV114 Weighing chemicals
Double edged razor blade Ted Pella 121-6 Vibratome cutting blade
Kynurenic acid (5g) Sigma Aldrich K3375-5G Slicing ACSF additive used to reduce neuron activity during dissection and slicing in order to improve tissue health for patch clamping
pH Meter Fisher Scientific (Intramalls) 13-620-451 Solution pH tester
Plastic petri dishes 100mm dia X 20mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-556-002 4% Agar Prep
Stirring Hotplate Fisher Scientific (Intramalls) 11-500-150 Heating for 4% Agar preparation
Dissection and Slicing
Biocytin Sigma Aldrich B4261-250MG Chemical used for axonal tracing (conjugated to Streptavidin 488)
Dissecting Microscope Amscope SM-1BN For precision dissection during brain removal
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11252-20 Fine forceps dissection tool
Economy tweezers #3 WPI 501976 Forceps dissection tool
Glass Petri Dish 150mm dia x 15mm H Fisher Scientific (Intramalls) 08-747E Dissection dish
Interface paper (203 X 254mm PCTE Membrane 10um) Thomas Scientific 1220823 Slice incubation/biocytin application
Leica VT1200S Vibratome Leica 1491200S001 Vibratome for wedge slice sectioning
Mayo scissors Roboz RS-6872 Dissection tool
Single-edged carbon steel blades Fisher Scientific (Intramalls) 12-640 Razor blade for dissection
Specimen disc, orienting Leica 14048142068 Specialized vibratome stage for reproducible tilting
Spoonula FisherSci 14-375-10 Dissection tool
Super Glue Newegg 15187 Used for glueing tissue to vibratome stage
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09 Dissection tool
Electrophysiology
A1R Upright Confocal Microscope Nikon Instruments Electrophysiology and imaging microscope, can be any microscope compatible with electrophysiology
Electrode Borosilicate glass w/ Filament OD 1.5mm, ID 1.1mm, 10 cm long Sutter Instrument BF150-110-10 Patch clamping pipette glass
Electrode Filler MicroFil WPI CMF20G Patch electrode pipette filler
In-line solution heater Warner Instruments (GSAdvantage) SH-27B Slice perfusion system heater
Multi-Micromanipulator Systems Sutter Intruments MPC-200 with MP285 Micromanipulators for patch clamp and stimulation electrode placement
P-1000 horizontal pipette puller for glass micropipettes Sutter instruments FG-P1000 Patch clamp pipetter puller
Patch-clamp amplifier and Software HEKA EPC-10 / Patchmaster Next Can be any amplifier/software
Recording Chamber Warner Instruments RC26G Slice "bath" during recording
Recording Chamber Harp Warner Instruments 640253 Stablizes slice during electrophysiology recording
Slice Incubation Chamber Custom Build Heated, oxygenated holding chamber for slices during recovery after slicing
Stimulus isolation unit A.M.P.I. Iso-Flex Stimulus isolation unit for electrophysiology
Syringe 60CC Fischer Scientific (Intramalls) 14-820-11 Electrophysiology perfusion fluid handling
Temperature controller Warner Instruments (GSAdvantage) TC-324C Slice perfusion system temperature controller
Tubing 1/8 OD 1/16 ID Fischer Scientific (Intramalls) 14-171-129 Electrophysiology perfusion fluid handling
Tugsten concentric bipolar microelectrode WPI TM33CCINS Stimulating electrode for electrophysiology
Histology
24 well Plate Fisher Scientific (Intramalls) 12-556006 Histology slice collection and immunostaining
Alexa Fluor 488 Streptavidin Jackson Immuno labs 016-540-084 Secondary antibody for biocytin visualization
Corning Orbital Shaker Sigma CLS6780FP Shaker for immunohistochemistry agitation
Cresyl Violet Acetate Sigma Aldrich (Intramalls) C5042-10G Cellular stain for histology
Disposable Microtome Blades Fisher Scientific 22-210-052 Sliding microtome blade
Filter-syringe Nalgene 4mm Cellulose Acetate 0.2um Fisher Scientific (Intramalls) 09-740-34A Syringe filter for filling recording pipettes with internal solution
Fluoromount-G Slide Mounting Medium Fisher Scientific OB100-01 Immunohistochemistry fluorescence mounting medium
glass slide staining dish with rack Fisher Scientific (Intramalls) 08-812 Cresyl Violet staining chamber
Microm HM450 Sliding Microtome ThermoFisher 910020 Freezing microtome for histology
Microscope Cover Glasses: Rectangles 50mm X 24mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-543D Histochemistry slide cover glass
Permount mounting medium Fisher Scientific SP15-100 Cresyl violet section mounting medium
Superfrost Slides Fisher Scientific 22-034980 Histology slides

References

  1. Campbell, J. P., Henson, M. M. Olivocochlear neurons in the brainstem of the mouse. Hearing Research. 35 (2-3), 271-274 (1988).
  2. Grothe, B., Sanes, D. H. Synaptic inhibition influences the temporal coding properties of medial superior olivary neurons: An in vitro study. Journal of Neuroscience. 14, 1701-1709 (1994).
  3. Kotak, V. C., Sanes, D. H. Long-lasting inhibitory synaptic depression is age- and calcium-dependent. Journal of Neuroscience. 20 (15), 5820-5826 (2000).
  4. Smith, A. J., Owens, S., Forsythe, I. D. Characterisation of inhibitory and excitatory postsynaptic currents of the rat medial superior olive. The Journal of Physiology. 529 (3), 681-698 (2000).
  5. Scott, L. L., Mathews, P. J., Golding, N. L. Posthearing developmental refinement of temporal processing in principal neurons of the medial superior olive. Journal of Neuroscience. 25 (35), 7887-7895 (2005).
  6. Fischl, M. J., Combs, T. D., Klug, A., Grothe, B., Burger, R. M. Modulation of synaptic input by GABAB receptors improves coincidence detection for computation of sound location. Journal of Physiology. 590 (13), 3047-3066 (2012).
  7. Clause, A., et al. The Precise Temporal Pattern of Prehearing Spontaneous Activity Is Necessary for Tonotopic Map Refinement. Neuron. 82 (4), 822-835 (2014).
  8. Oertel, D. Use of brain slices in the study of the auditory system: Spatial and temporal summation of synaptic inputs in cells in the anteroventral cochlear nucleus of the mouse. Journal of the Acoustical Society of America. 78 (1), 328-333 (1985).
  9. Hermann, J., Pecka, M., Von Gersdorff, H., Grothe, B., Klug, A. Synaptic transmission at the calyx of held under in vivo-like activity levels. Journal of Neurophysiology. 98 (2), 807-820 (2007).
  10. Jercog, P. E., Svirskis, G., Kotak, V. C., Sanes, D. H., Rinzel, J. Asymmetric excitatory synaptic dynamics underlie interaural time difference processing in the auditory system. PLoS Biology. 8 (6), 1000406 (2010).
  11. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. A mechanistic understanding of the role of feedforward inhibition in the mammalian sound localization circuitry. Neuron. 78 (5), 923-935 (2013).
  12. Sinclair, J. L., et al. Sound-evoked activity influences myelination of brainstem axons in the trapezoid body. Journal of Neuroscience. 37 (34), 8239-8255 (2017).
  13. Wang, J., et al. Myelination of the postnatal mouse cochlear nerve at the peripheral-central nervous system transitional zone. Frontiers in Pediatrics. 1, 5-8 (2013).
  14. Long, P., Wan, G., Roberts, M. T., Corfas, G. Myelin development, plasticity, and pathology in the auditory system. Developmental Neurobiology. 78 (2), 80-92 (2018).
  15. Leão, R. M., et al. Presynaptic Na+ channels: Locus, development, and recovery from inactivation at a high-fidelity synapse. Journal of Neuroscience. 25 (14), 3724-3738 (2005).
  16. Fex, J. Efferent Inhibition in the Cochlea Related to Hair-Cell dc Activity: Study of Postsynaptic Activity of the Crossed Olivocochlear Fibres in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 41 (3), 666-675 (1967).
  17. Mountain, D. C. Changes in endolymphatic potential and crossed olivocochlear bundle stimulation alter cochlear mechanics. Science. 210 (4465), 71-72 (1980).
  18. Siegel, J. H., Kim, D. O. Efferent neural control of cochlear mechanics? Olivocochlear bundle stimulation affects cochlear biomechanical nonlinearity. Hearing Research. 6 (2), 171-182 (1982).
  19. Guinan, J. J. Cochlear efferent innervation and function. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 18 (5), 447-453 (2010).
  20. Elgoyhen, A. B., Katz, E. The efferent medial olivocochlear-hair cell synapse. Journal of Physiology-Paris. 106 (1-2), 47-56 (2012).
  21. Galambos, R. Suppression of auditory nerve activity by stimulation of efferent fibers to cochlea. Journal of Neurophysiology. 19 (5), 424-437 (1956).
  22. Desmedt, J. E. Auditory-Evoked Potentials from Cochlea to Cortex as Influenced by Activation of the Efferent OlivoCochlear Bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 34 (9), 1478-1496 (1962).
  23. Wiederhold, M. L., Kiang, N. Y. S. Effects of Electric Stimulation of the Crossed Olivocochlear Bundle on Single Auditory-Nerve Fibers in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 48 (4), 950-965 (1970).
  24. Wiederhold, M. L., Peake, W. T. Efferent Inhibition of Auditory-Nerve Responses: Dependence on Acoustic-Stimulus Parameters. Journal of the Acoustical Society of America. 40 (6), 1427-1430 (1966).
  25. Geisler, D. C. Hypothesis on the function of the crossed olivocochlear bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1908-1909 (1974).
  26. Guinan, J. J., Gifford, M. L. Effects of electrical stimulation of efferent olivocochlear neurons on cat auditory-nerve fibers. III. Tuning curves and thresholds at CF. Hearing Research. 37 (1), 29-45 (1988).
  27. Rajan, R. Involvement of cochlear efferent pathways in protective effects elicited with binaural loud sound exposure in cats. Journal of Neurophysiology. 74 (2), 582-597 (1995).
  28. Rajan, R. Effect of electrical stimulation of the crossed olivocochlear bundle on temporary threshold shifts in auditory sensitivity. II. Dependence on the level of temporary threshold shifts. Journal of Neurophysiology. 60 (2), 569-579 (1988).
  29. Reiter, E. R., Liberman, M. C. Efferent-mediated protection from acoustic overexposure: Relation to slow effects of olivocochlear stimulation. Journal of Neurophysiology. 73 (2), 506-514 (1995).
  30. Taranda, J., et al. A point mutation in the hair cell nicotinic cholinergic receptor prolongs cochlear inhibition and enhances noise protection. PLoS Biology. 7 (1), 1000018 (2009).
  31. Maison, S. F., Usubuchi, H., Liberman, C. M. Efferent feedback minimizes cochlear neuropathy from moderate noise exposure. Journal of Neuroscience. 33 (13), 5542-5552 (2013).
  32. Tong, H., et al. Protection from noise-induced hearing loss by Kv2. 2 potassium currents in the central medial olivocochlear system. Journal of Neuroscience. 33 (21), 9113-9121 (2013).
  33. Boero, L. E., et al. Enhancement of the medial olivocochlear system prevents hidden hearing loss. Journal of Neuroscience. 38 (34), 7440-7451 (2018).
  34. Spirou, G. A., Brownell, W. E., Zidanic, M. Recordings from cat trapezoid body and HRP labeling of globular bushy cell axons. Journal of Neurophysiology. 63 (5), 1169-1190 (1990).
  35. von Gersdorff, H., Borst, J. G. G. Short-term plasticity at the calyx of held. Nature Reviews Neuroscience. 3 (1), 53-64 (2002).
  36. Smith, P. H., Joris, P. X., Carney, L. H., Yin, T. C. T. Projections of physiologically characterized globular bushy cell axons from the cochlear nucleus of the cat. Journal of Comparative Neurology. 304 (3), 387-407 (1991).
  37. Kuwabara, N., DiCaprio, R. A., Zook, J. M. Afferents to the medial nucleus of the trapezoid body and their collateral projections. Journal of Comparative Neurology. 314 (4), 684-706 (1991).
  38. Friauf, E., Ostwald, J. Divergent projections of physiologically characterized rat ventral cochlear nucleus neurons as shown by intra-axonal injection of horseradish peroxidase. Experimental Brain Research. 73 (2), 263-284 (1988).
  39. De Venecia, R. K., Liberman, M. C., Guinan, J. J., Brown, M. C. Medial olivocochlear reflex interneurons are located in the posteroventral cochlear nucleus: A kainic acid lesion study in guinea pigs. Journal of Comparative Neurology. 487 (4), 345-360 (2005).
  40. Darrow, K. N., Benson, T. E., Brown, M. C. Planar multipolar cells in the cochlear nucleus project to medial olivocochlear neurons in mouse. Journal of Comparative Neurology. 520 (7), 1365-1375 (2012).
  41. Brown, M. C., De Venecia, R. K., Guinan, J. J. Responses of medial olivocochlear neurons: Specifying the central pathways of the medial olivocochlear reflex. Experimental Brain Research. 153 (4), 491-498 (2003).
  42. Wang, Y., Manis, P. B. Synaptic transmission at the cochlear nucleus endbulb synapse during age-related hearing loss in mice. Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1814-1824 (2005).
  43. Golding, N. L., Robertson, D., Oertel, D. Recordings from slices indicate that octopus cells of the cochlear nucleus detect coincident firing of auditory nerve fibers with temporal precision. Journal of Neuroscience. 15 (4), 3138-3153 (1995).
  44. Ferragamo, M. J., Golding, N. L., Oertel, D. Synaptic inputs to stellate cells in the ventral cochlear nucleus. Journal of Neurophysiology. 79 (1), 51-63 (1998).
  45. Oertel, D. Synaptic responses and electrical properties of cells in brain slices of the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 3 (10), 2043-2053 (1983).
  46. Xie, R., Manis, P. B. Radiate and planar multipolar neurons of the mouse anteroventral cochlear nucleus: Intrinsic excitability and characterization of their auditory nerve input. Frontiers in Neural Circuits. 11, 1-17 (2017).
  47. Wu, S., Oertel, D. Inhibitory circuitry in the ventral cochlear nucleus is probably mediated by glycine. The Journal of Neuroscience. 6 (9), 2691-2706 (1986).
  48. Xie, R., Manis, P. B. Target-specific IPSC kinetics promote temporal processing in auditory parallel pathways. Journal of Neuroscience. 33 (4), 1598-1614 (2013).
  49. Wickesberg, R. E., Oertel, D. Delayed, frequency-specific inhibition in the cochlear nuclei of mice: A mechanism for monaural echo suppression. Journal of Neuroscience. 10 (6), 1762-1768 (1990).
  50. Campagnola, L., Manis, P. B. A map of functional synaptic connectivity in the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 34 (6), 2214-2230 (2014).
  51. Doucet, J. R., Ryugo, D. K. Projections from the ventral cochlear nucleus to the dorsal cochlear nucleus in rats. Journal of Comparative Neurology. 385 (2), 245-264 (1997).
  52. Kopp-Scheinpflug, C., et al. The sound of silence: Ionic mechanisms encoding sound termination. Neuron. 71 (5), 911-925 (2011).
  53. Alamilla, J., Gillespie, D. C. Maturation of Calcium-Dependent GABA, Glycine, and Glutamate Release in the Glycinergic MNTB-LSO Pathway. PLoS One. 8 (9), 0075688 (2013).
  54. Spangler, K. M., Warr, W. B., Henkel, C. K. The projections of principal cells of the medial nucleus of the trapezoid body in the cat. Journal of Comparative Neurology. 238 (3), 249-262 (1985).
  55. Kramer, F., et al. Inhibitory glycinergic neurotransmission in the mammalian auditory brainstem upon prolonged stimulation: Short-term plasticity and synaptic reliability. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-22 (2014).
  56. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. The relative contributions of MNTB and LNTB neurons to inhibition in the medial superior olive assessed through single and paired recordings. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-14 (2014).
  57. Torres Cadenas, L., Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. Synaptic Inhibition of Medial Olivocochlear Efferent Neurons by Neurons of the Medial Nucleus of the Trapezoid Body. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 40 (3), 509-525 (2020).
  58. Brown, M. C., Mukerji, S., Drottar, M., Windsor, A. M., Lee, D. J. Identification of inputs to olivocochlear neurons using transneuronal labeling with pseudorabies virus (PRV). JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (5), 703-717 (2013).
  59. Morest, D. K. The collateral system of the medial nucleus of the trapezoid body of the cat, its neuronal architecture and relation to the olivo-cochlear bundle. Brain Research. 9 (2), 288-311 (1968).
  60. Warr, B. W. Fiber degeneration following lesions in the multipolar and globular cell areas in the ventral cochlear nucleus of the cat. Brain Research. 40 (2), 247-270 (1972).
  61. Osen, K. K. Cytoarchitecture of the cochlear nuclei in the cat. Journal of Comparative Neurology. 136 (4), 453-483 (1969).
  62. Cant, N. B., Morest, D. K. The bushy cells in the anteroventral cochlear nucleus of the cat. A study with the electron microscope. Neuroscience. 4 (12), 1925-1945 (1979).
  63. Cant, N. B., Morest, D. K. Organization of the neurons in the anterior division of the anteroventral cochlear nucleus of the cat. Light-microscopic observations. Neuroscience. 4 (12), 1909-1923 (1979).
  64. Lauer, A. M., Connelly, C. J., Graham, H., Ryugo, D. K. Morphological Characterization of Bushy Cells and Their Inputs in the Laboratory Mouse (Mus musculus) Anteroventral Cochlear Nucleus. PLoS One. 8 (8), 1-16 (2013).
  65. Harrison, J. M., Warr, W. B. A study of the cochlear nuclei and ascending auditory pathways of the medulla. Journal of Comparative Neurology. 119 (3), 341-379 (1962).
  66. Robertson, D., Gummer, M. Physiological and morphological characterization of efferent neurones in the guinea pig cochlea. Hearing Research. 20 (1), 63-77 (1985).
  67. Bledsoe, S. C., et al. Ventral cochlear nucleus responses to contralateral sound are mediated by commissural and olivocochlear pathways. Journal of Neurophysiology. 102 (2), 886-900 (2009).
  68. Zhou, J., Zeng, C., Cui, Y., Shore, S. Vesicular glutamate transporter 2 is associated with the cochlear nucleus commissural pathway. JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 11 (4), 675-687 (2010).
  69. Kuenzel, T. Modulatory influences on time-coding neurons in the ventral cochlear nucleus. Hearing Research. 384, 107824 (2019).
  70. Cant, N. B., Gaston, K. C. Pathways connecting the right and left cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 212 (3), 313-326 (1982).
  71. Feliciano, M., Saldana, E., Mugnaini, E. Direct projections from the rat primary auditory neocortex to nucleus sagulum, paralemniscal regions, superior olivary complex and cochlear nuclei. Auditory Neuroscience. 1 (3), 287-308 (1995).
  72. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Evidence for direct cortical innervation of medial olivocochlear neurones in rats. Hearing Research. 144 (1-2), 65-72 (2000).
  73. Schofield, B. R., Coomes, D. L. Pathways from auditory cortex to the cochlear nucleus in guinea pigs. Hearing Research. 216-217 (1-2), 81-89 (2006).
  74. Meltzer, N. E., Ryugo, D. K. Projections from auditory cortex to cochlear nucleus: A comparative analysis of rat and mouse. Anatomical Record – Part A Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 288 (4), 397-408 (2006).
  75. Schofield, B. R., Cant, N. B. Descending auditory pathways: Projections from the inferior colliculus contact superior olivary cells that project bilaterally to the cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 409 (2), 210-223 (1999).
  76. Thompson, A. M., Schofield, B. R. Afferent projections of the superior olivary complex. Microscopy Research and Technique. 51 (4), 330-354 (2000).
  77. Woods, C. I., Azeredo, W. J. Noradrenergic and serotonergic projections to the superior olive: Potential for modulation of olivocochlear neurons. Brain Research. 836 (1-2), 9-18 (1999).
  78. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Morphological relationships of peptidergic and noradrenergic nerve terminals to olivocochlear neurones in the rat. Hearing Research. 144 (1-2), 53-64 (2000).
  79. Thompson, A. M., Thompson, G. C. Light microscopic evidence of serotoninergic projections to olivocochlear neurons in the bush baby (Otolemur garnettii). Brain Research. 695 (2), 263-266 (1995).
  80. Wang, X., Robertson, D. Substance P-induced inward current in identified auditory efferent neurons in rat brain stem slices. Journal of Neurophysiology. 80 (1), 218-229 (1998).
  81. Taberner, A. M., Liberman, M. C. Response properties of single auditory nerve fibers in the mouse. Journal of Neurophysiology. 93 (1), 557-569 (2005).
  82. Galambos, R., Davis, H. The response of single auditory-nerve stimulation. Journal of Neurophysiology. 6 (1), 39-57 (1943).
  83. Sachs, M. B., Abbas, P. J. Rate versus level functions for auditory-nerve fibers in cats: Tone-burst stimuli. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1835-1847 (1974).
  84. Zhang, X., Heinz, M. G., Bruce, I. C., Carney, L. H. A phenomenological model for the responses of auditory-nerve fibers: I. Nonlinear tuning with compression and suppression. The Journal of the Acoustical Society of America. 109 (2), 648-670 (2001).
  85. Zilany, M. S. A., Bruce, I. C., Carney, L. H. Updated parameters and expanded simulation options for a model of the auditory periphery. The Journal of the Acoustical Society of America. 135 (1), 283-286 (2014).
  86. Franken, T. P., Smith, P. H., Joris, P. X. In vivo whole-cell recordings combined with electron microscopy reveal unexpected morphological and physiological properties in the lateral nucleus of the trapezoid body in the auditory brainstem. Frontiers in Neural Circuits. 10, 1-20 (2016).

Play Video

Cite This Article
Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. In Vitro Wedge Slice Preparation for Mimicking In Vivo Neuronal Circuit Connectivity. J. Vis. Exp. (162), e61664, doi:10.3791/61664 (2020).

View Video