Echtzeit-Bildgebung von Zell-Zell-Endothelial Junctions Während Neutrophile Transmigration unter physiologischen Fluss

Neutrophile wurden von gesunden Freiwilligen, die eine Einverständniserklärung unterzeichnet haben, isoliert. Die Forschung hat in Übereinstimmung mit den institutionellen und nationalen Leitlinien für die menschliche Wohlfahrt durchgeführt. 1. Auflage und Wartung von menschlichen Nabelschnurvenen-Endothelzellen Kultur menschlichen Nabelschnurvenen-Endothelzellen (HUVECs) nach den Anweisungen des Herstellers. Wachsen HUVECs auf Fibronektin (FN) beschichteten Medien mit Gerichten (10 pg / ml, in demineralisiertem Wasser gelöst) (Endothelial Basal Medium (EBM-2)-Medium mit Endothelial Growth Medium (EGM-2) SingleQuots ergänzt). Verwenden Zellkultur zwischen 4-8 Durchgänge für Experimente. Tag 1: Mantel Strömungskammern mit 100 ul Fibronectin (10 ug / ml in PBS) für mindestens 2 h bei 37 ° C und 5% CO 2. Tag 2: Wenn die Zellen 80-90% Konfluenz trypsinize die Zellen nach sorgfältigem Waschen mit RT Phosphat gepufferter Salzlösung (PBS) pH-Wert 7,4, Zentrifuge bei 800 xg und resuspendieren bei 800.000 Zellen / ml mit Medien. Platte 80000 Zellen in jedem einzelnen Kanal der FN-beschichtete Flusskammern und sanft pipettieren die Zellsuspension auf und ab. Kultur O / N in einem Inkubator bei 37 ° C und 5% CO 2. Tag 3: Aktualisieren Sie die Medien in der Durchflusskammer-Rutsche durch leichtes Kippen des Schiebe in einem 45 ° Winkel. (Siehe Abbildung 1a). HINWEIS: Es wird empfohlen, die Medien nur in den Behältern und nicht in den Kanal selbst zu entfernen. Entfernen der Medien in den Kanälen kann in Endothelzellen Verlust und Tod aufgrund der Spannkraft der durch Pipettieren verursacht Medien führen. Überprüfen durch Phasenkontrastmikroskopie, wenn die Endothelzellen haben eine Monoschicht (dh 100% konfluent) gebildet ist. Wenn die Zellen nicht 100% konfluent, ändern Sie die Medien zwei Mal pro Tag, bis sie 100% Konfluenz erreichen. Sobald die Zellen Konfluenz erreicht, stimulieren die Zellen mit den Medien (siehe Schritt1,1), enthaltend Entzündungsmediator (TNF-α (10 ng / ml)). Stimulierung HUVECs O / N (dh 12 Stunden) mit TNF-α zu einer entzündlichen Phänotyp des Endothels, dh. Hochregulierung von Zelladhäsionsmolekülen wie ICAM-1 und VCAM-1-13. 2. Polymorphkernige Leukozyten Isolierung mithilfe Percoll Gradienten Bereiten N-2-Hydroxyethyl-N'-2-ethansulfonsäure (HEPES) -Puffer (nachfolgend: flow-Puffer), bevor die Isolierung neutrophilen Granulozyten (PMN). Flow-Puffer verwendet wird, um isolierte PMN waschen und als Puffer in der Flow-Assay. Die Bereitstellung Flusspuffer: 7,72 g NaCl (132 mM), 4,76 g HEPES (20 mM), 0,45 g KCl (6 mM), 0,25 g MgSO 4 • 7H 2 O (1 mM), K 2 HPO 4 • 3H 2 O (1,2 mM) in 1 l entmineralisiertem Wasser gewaschen und auf pH 7,4 (das Lager kann bei 4 ° C mehrere Wochen lang aufbewahrt werden). Frisches 100 ul 1 M CaCl 2 & #160, (1 mM), 2,5 ml Humanalbumin aus einer 200 g / L Stammkonzentration (0,5% v / v) und 0,1 g Glucose in 100 ml (0,1% w / v) der Fließpuffer. Als nächstes filtert die Strömungs Puffer unter Verwendung eines 0,45 um-Filter. HINWEIS: Diese Flusspuffer muss frisch für jeden Versuch vorbereitet werden. Vor der Isolierung von PMN, bereiten 10% Trinatriumcitrat (TNC)-Lösung in PBS, pH 7,4. Sammle 20 ml Vollblut in Natrium-Heparin vacuettes von einem gesunden Freiwilligen. Verdünnte Gesamtblut 1: 1 mit 10% PBS / TNC in 50 ml-Röhrchen und Pipette 20 ml verdünntem Blut vorsichtig auf 12,5 ml Percoll (ein 23% (w / w) kolloidalen Lösung in Wasser mit einer Dichte von 1,130 g / ml) in einer neuen 50-ml-Tube. Die Rohre in der Zentrifuge vorsichtig und Spin für 20 min bei 800 xg mit geringer Beschleunigung und ohne Unterbrechung bei RT gesetzt. HINWEIS: Bei der Zugabe der verdünnten Blut in den Percoll, kippen Sie das Percoll haltige Rohr in einem Winkel von 45 ° und sanft pipettieren Das verdünnte Blut in der Tube Witzh die langsamste Einstellung Pipette Junge. Entfernen Sie alle flüssigen und anschließend das Rohr mit eiskaltem Erythrozytenlyse-Puffer (4,15 g NH 4 Cl [0.155 m] 0,5 g KHCO 3 [0.01 M] und 18,5 mg EDTA (Triplex-III) [0,1 mm] 500 ml füllen eiskaltem H 2 O), um Erythrozyten zu lysieren. Lassen Röhrchen auf Eis gelegentlich Umdrehen des Röhrchens, bis die Suspension wird dunkel rot, gefolgt von Zentrifugation 500 g für 5 min bei 4 ° C mit Unterbrechungen aktiviert. HINWEIS: Die Pelletfraktion enthält die PMNs (Neutrophile, Eosinophile, Basophile), zusammen mit den Erythrozyten. Überstand entfernen und zweimal waschen Pellet in eiskaltem Lyse-Puffer bei 500 g für 5 min bei 4 ° C. Das Pellet mit strömungs Puffer bei RT und bestimmen, PMN-Konzentration entweder mit einer Zählkammer oder automatisierte Zellzähler. Suspendieren die PMN in Fluss Puffer bei 1 x 10 6 Zellen / ml und halten bei RT. 3. Kennzeichnung von Endothelial Junctional VE-Cadherin und PECAM-1 Hinzufügen des PECAM Alexa Fluor 647-Antikörper (Klon WM59) in einer 1: 100 Verdünnung und der calciumunabhängige VE-Cadherin-FITC-Antikörper (Klon 55-7H1) bei einer Verdünnung von 1:50 zu HUVEC-Kulturmedium (siehe Schritt 1.1), und Inkubation für 30 min vor dem Start des Fluss Experiment junctional Dynamik von Endothelzellen während der Neutrophilen-Transmigration unter physiologischen Flussbedingungen zu visualisieren. Hinweis: Vor dem Hinzufügen der direkt markierten Antikörpern zu den Strömungskammern, sicherzustellen, dass das Volumen in jedem Kanal hat 100 ul betragen. Dies hilft, die Antikörper Kosten so niedrig wie möglich. 4. PMN TEM-Assay unter Fluss Platzieren Sie die PMNs in einem Wasserbad für 15 min bei 37 ° C vor der Injektion von ihnen in den Durchflusssystem. Schließen Sie den Schlauch an einem leeren Flusskammer und füllen mit warmem (zB 37 ° C) Durchflusspuffer (siehe Schritt 4.3), um die Bildung von Luftblasen zu verhindern, bei der Einrichtung the Flusssystem. Eine Seite eines leeren Flusskammer in der Spritzenpumpe Strömungssystem durch Verwendung von Silikonschlauch, die einen 20-ml-Spritze, und legte die Strömungskammer in den Mikroskoptisch. Die andere Seite eines leeren Flusskammer zu dem Reservoir Kolben mit 37 ° C Vorlauf-Puffer (Abbildung 1B) gefüllt und starten Sie die Spritzenpumpe, um alle Schläuche mit Durchfluss-Puffer zu füllen. Die Pumpe wird die Strömungs-Puffer aus dem Reservoir durch die Durchflusskammer in die Spritze zu ziehen. Hinweis: Dieser Schlauch enthält auch eine in-line Luer Injektionsöffnung, die PMNs mit einer Nadel in einen laufenden Versuch injiziert werden können, ohne den Durchfluss und die Entstehung von Luftblasen. Das leere Flusskammer mit dem Strom-Kammer, die TNF-α-behandelten HUVECs ersetzen, schließen Sie das Flusspuffer haltigen Schläuche und legen Sie sie in den Mikroskoptisch (Abbildung 1c). Kneifen Sie die Rohre vor Trennen und Wiederverbinden derm mit den Kammern, welche die HUVECs, als nicht Abquetschen kann bei der Bildung von Luftblasen im Schlauch und / oder Strömungskammern führen. Einstellen der Strömungsgeschwindigkeit auf 1 dyn / cm 2 in Übereinstimmung mit physiologischen Strömungsgeschwindigkeit in post Venolen (1-5 dyn / cm 2). Rekorddifferentialinterferenzkontrast (DIC), FITC (488 nm) und Alexa Fluor 647 (647 nm) gleichzeitig mit einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop. Spritzen Sie die PMN über die In-Line-Luer Injektionsöffnung (1D) mit 1 ml-Spritzen (Schritt 4.1) langsam in den Flow-System. Nach ein paar Minuten, Leukozyten erscheinen, haften und transmigrate. Stoppen Sie das Experiment zu jedem beliebigen Zeitpunkt durch Abschalten der Schlauch von der Durchflusskammer und Pipettieren Fixierungsmittel (3,7% Formaldehyd in PBS) in die Durchflusskammer. Erlauben Fixierung für 10 min durch Waschen mit PBS. Daten werden mit Imaging-Software (siehe Materialien und Ausrüstung Tabelle) analysiert. HINWEIS: Führen Sie die er-Experiment mit einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop mit einer Klimakammer ausgestattet mit einer konstanten Temperatur bei 37 ° C, 5% CO 2 und eine 63X Öl-Ziel.