Summary

Simpatectomia lombare chirurgica nei topi

Published: July 05, 2024
doi:

Summary

Questo manoscritto presenta un protocollo per la rimozione chirurgica dei neuroni simpatici lombari postgangliari da un topo. Questa procedura faciliterà una moltitudine di studi volti a indagare il ruolo dell’innervazione simpatica nei bersagli tissutali distali.

Abstract

Le lesioni dei nervi periferici sono comuni e il pieno recupero funzionale dopo la lesione si ottiene solo nel 10% dei pazienti. Il sistema nervoso simpatico svolge molti ruoli critici nel mantenimento dell’omeostasi corporea, ma è stato raramente studiato nel contesto della lesione dei nervi periferici. L’estensione delle funzioni neuronali simpatiche postgangliari nei bersagli distali nella periferia non è attualmente chiara. Per esplorare meglio il ruolo dell’innervazione simpatica di bersagli periferici, un modello chirurgico “knock-out” fornisce un approccio alternativo. Sebbene ciò possa essere ottenuto chimicamente, la distruzione chimica dei neuroni simpatici postgangliari può essere aspecifica e dose-dipendente. L’uso di una simpatectomia lombare chirurgica nei topi, una volta ritenuta “praticamente non praticabile” nei piccoli animali, consente di mirare in modo specifico ai neuroni simpatici postgangliari che innervano gli arti posteriori. Questo manoscritto descrive come rimuovere chirurgicamente i gangli simpatici lombari L2-L5 da un topo come intervento chirurgico di sopravvivenza, che riduce in modo affidabile la risposta al sudore della zampa posteriore e il numero di assoni simpatici nel nervo sciatico.

Introduction

Le lesioni dei nervi periferici (PNI) possono portare a deficit motori, sensoriali e simpatici in bersagli tissutali distali che raramente recuperano completamente funzionalmente1. La ricerca sul PNI si è spesso concentrata sulla rigenerazione motoria e sensoriale; Tuttavia, quasi un quarto del nervo sciatico di ratto è costituito da assoni simpatici non mielinizzati2. Il ruolo dell’innervazione simpatica nei tessuti periferici, tuttavia, non è completamente compreso3. Il sistema nervoso simpatico svolge un ruolo importante nel mantenimento dell’omeostasi corporea, partecipando alla regolazione immunitaria, alla termoregolazione, al tono vascolare, alla biogenesi mitocondriale e altro ancora 4,5,6,7,8,9,10,11 . Quando l’innervazione simpatica alla giunzione neuromuscolare viene persa, si osserva una persistente debolezza muscolare e instabilità sinaptica nonostante il mantenimento dell’innervazione dei motoneuroni12. È stato dimostrato che questa regolazione simpatica della trasmissione sinaptica alla giunzione neuromuscolare diminuisce con l’invecchiamento13,14, il che contribuisce alla sarcopenia, definita come la riduzione età-dipendente della massa, della forza e della potenza muscolare15. Una migliore comprensione del ruolo dell’innervazione simpatica dei tessuti periferici è necessaria per lo sviluppo di terapie che ottimizzino i risultati funzionali per i pazienti con PNI e altre forme di disfunzione simpatica.

La simpatectomia è un potente strumento sperimentale che consente di studiare il ruolo dell’innervazione simpatica nei tessuti bersaglio distali. In particolare, la rimozione dei gangli simpatici di livello L2-L5 rimuove la maggior parte dell’innervazione simpatica agli arti inferiori, il che è particolarmente utile per gli investigatori interessati al nervo sciatico.

Questo protocollo descrive in dettaglio la rimozione dei neuroni simpatici postgangliari di livello L2-L5 da un topo come intervento chirurgico di sopravvivenza. Questa procedura richiede abilità microchirurgiche nei roditori e familiarità con l’anatomia del topo e, se eseguita in modo efficace, non causa differenze fenotipiche visibili. Una simpatectomia lombare chirurgica è stata utilizzata nella ricerca sui roditori, più nei ratti che nei topi 16,17,18,19,20,21; Tuttavia, attualmente non esiste un protocollo dettagliato che descriva il protocollo. Precedenti studi che utilizzavano la simpatectomia lombare si sono concentrati principalmente sul ruolo dell’innervazione simpatica nella risposta al dolore, che è generalmente attenuata dalla simpatectomia in vari modelli di lesione nervosa. Meno studi hanno utilizzato questa tecnica nei topi22, probabilmente a causa delle dimensioni ridotte dei punti di riferimento anatomici, poiché si riteneva che l’uso della simpatectomia chirurgica fosse “praticamente non praticabile” nei piccoli animali23,24. Le simpatectomie localizzate sotto forma di microsimpatectomia sono state utilizzate anche in modelli di roditori, anche per lo più nel contesto dei comportamenti dolorosivi 25,26,27. La microsimpatectomia, a differenza della simpatectomia lombare totale, utilizza un approccio dorsale attraverso il quale un segmento del ramo grigio di uno specifico nervo spinale viene scollegato e rimosso, consentendo una simpatectomia molto mirata che eviterà effetti collaterali più diffusi.

Poiché i modelli murini sono fondamentali per molti studi che richiedono la manipolazione genetica, questa procedura avrà applicazioni versatili anche al di là dell’ampiezza delle lesioni dei nervi periferici. Utilizzando un approccio transaddominale, i gangli simpatici lombari possono essere visualizzati in modo affidabile e resecati dal topo senza effetti avversi apparenti. Sebbene siano disponibili protocolli per la distruzione chimica dei neuroni simpatici postgangliari, come l’uso di 6-idrossidopamina (6-OHDA)23,24, questa procedura chirurgica consente un targeting anatomicamente specifico dei gangli simpatici lombari postgangliari. L’uso di una simpatectomia chirurgica evita anche i problemi aspecifici e dose-dipendenti legati ai metodi farmacologici28,29.

L’uso di simpatectomie chimiche attraverso la somministrazione di 6-OHDA è stato descritto nel 1967 come un modo semplice per ottenere la distruzione selettiva delle terminazioni nervose adrenergiche poiché le simpaticectomie chirurgiche nei piccoli animali non erano favorite23,24. Il 6-OHDA è una neurotossina catecolaminergica che si forma endogenamente nei pazienti con malattia di Parkinson e la sua tossicità deriva dalla sua capacità di formare radicali liberi e inibire la catena di trasporto degli elettroni nei mitocondri 30,31. Attraverso i meccanismi di trasporto dell’uptake-1 della noradrenalina, il 6-OHDA è in grado di accumularsi all’interno dei neuroni noradrenergici, come i neuroni simpatici postgangliari28. Alla fine, il neurone viene distrutto dal 6-OHDA; Tuttavia, i terminali del sistema nervoso periferico si rigenerano, con il ripristino dell’attività funzionale anche quando i livelli di ammina sono ancora ridotti. Soglie di dosaggio diverse sono presenti anche per diversi organi in risposta al 6-OHDA, e dosi più elevate di 6-OHDA hanno dimostrato di mostrare effetti più aspecifici, estendendo le sue conseguenze neurotossiche ai neuroni non contenenti catecolamine e persino alle cellule non neuronali. A parte i neuroni noradrenergici, i neuroni dopaminergici sono influenzati anche dal 6-OHDA29, rendendo la simpatectomia chimica in definitiva meno specifica per i neuroni simpatici postgangliari rispetto alla simpatectomia chirurgica.

Pertanto, una simpatectomia lombare chirurgica consente l’ablazione mirata dell’innervazione simpatica agli arti inferiori, che può essere combinata con una varietà di tecniche sperimentali e manipolazioni genetiche nel topo per studiare come il sistema nervoso simpatico contribuisce a vari stati di lesione e malattia.

Protocol

Tutti gli esperimenti sono stati approvati dall’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) della Emory University (con il numero di protocollo IACUC PROTO201700371). In questo studio sono stati utilizzati quattro topi femmina adulta di tipo selvatico C57BL/6J, di età pari o superiore a 14 settimane e di peso compreso tra 16 e 21 g. I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate qui sono elencati nella Tabella dei materiali. 1. Preparazione prechirurgic…

Representative Results

Questo protocollo descrive la rimozione chirurgica di neuroni simpatici lombari postgangliari da un topo. Due topi hanno ricevuto simpatectomia lombare e due topi sono serviti come controlli. Per ottenere una simpatectomia lombare chirurgica di successo, è necessario ottenere un’adeguata visualizzazione almeno dei gangli simpatici lombari bilaterali L2 e L3, come mostrato nella Figura 1. La rimozione dei gangli L4 e L5 consentirebbe di ottenere la completa denervazione simpatica della parte…

Discussion

I gangli simpatici lombari sono strutture molto piccole situate dietro molti organi addominali critici e grandi vasi. Pertanto, questa procedura richiede una precisione e un’accuratezza significative. Gran parte della difficoltà risiede nell’identificare i gangli simpatici intraoperatoriamente. Si suggerisce che lo studente sia in grado di identificare i gangli in un cadavere di topo prima di tentare questa procedura in un topo vivo. La risoluzione dei problemi sarà spesso necessaria quando si identificano i gangli sim…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dal NIH National Institute of Neurological Disorders and Stroke con il numero di premio K01NS124912 e in parte da una sovvenzione per lo sviluppo dell’Emory Specialized Center of Research Excellence in Sex Differences U54AG062334 finanziato dal NIH e dal Medical Scientist Training Program della Emory University School of Medicine. Grazie a David Kim, post-diploma di maturità, per il sezionamento dei nervi sciatici e a HaoMin SiMa, specialista di ricerca, per aver stampato in 3D un supporto per telefono per il nostro stereomicroscopio che ha permesso le riprese del video.

Materials

5-0 absorable suture CP Medical 421A
5-0 nylon suture Med-Vet International MV-661
70% ethanol Sigma-Aldrich E7023-4L
Anesthesia Induction Chamber Kent Scientific VetFlo VetFlo-0530XS
Anesthesia Vaporizer Kent Scientific VetFlo 13-005-202
Betadine HealthyPets BET16OZ
C57BL/6J mice Jackson Laboratory #000664
Chicken anti-neurofilament-heavy Abcam ab72996
Cryostat Leica CM1850
Data Analysis Software Prism
Eye lubricant Refresh Refresh P.M.
Fine-tipped tweezers World Precision Instruments 500233
Fluorescent microscope Nikon Ti-E
Goat anti-chicken 488 Invitrogen A32931
Goat anti-rabbit 647 Invitrogen A21245
Heating pad Braintree Scientific 39DP
Image Analysis Software Fiji
Imaging Software Nikon NIS-Elements
Isoflurane Med-Vet International RXISO-250
Meloxicam Med-Vet International RXMELOXIDYL32
Needle driver Roboz Surgical Store RS-7894
Normal Goat Serum Abcam ab7481
Phox2bCre:tdTomato mutant mice Jackson Laboratory  #016223, #007914
Pilocarpine hydrochloride Sigma-Aldrich P6503
Rabbit anti-tyrosine hydroxylase Abcam ab112
Small straight scissors  Fine Science Tools 14084-09
Sterile cotton swabs 2×2 Dynarex 3252
Sterile cotton tipped applicators Dynarex 4301
Sterile drape Med-Vet International DR4042
Sterile saline solution Med-Vet International 1070988-BX
ThCre:mTmG mutant mice Mutant Mouse Resource and Research Centers strain #017262-UCD Jackson Laboratory, strain #007576
ThCre:tdTomato mutant mice European Mouse Mutant Archive strain #00254 Jackson Laboratory, strain #007914

References

  1. Scholz, T., et al. Peripheral nerve injuries: An international survey of current treatments and future perspectives. J Reconstr Microsurg. 25 (06), 339-344 (2009).
  2. Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anat Rec. 215 (1), 71-81 (1986).
  3. Tian, T., Moore, A. M., Ghareeb, P. A., Boulis, N. M., Ward, P. J. A perspective on electrical stimulation and sympathetic regeneration in peripheral nerve injuries. Neurotrauma Rep. 5 (1), 172-180 (2024).
  4. Gagnon, D., Crandall, C. G. Sweating as a heat loss thermoeffector. Hand Clin Neurol. 156, 211-232 (2018).
  5. Grassi, G. Role of the sympathetic nervous system in human hypertension. J Hypertens. 16 (12), 1979-1987 (1998).
  6. Dibona, G. F. Sympathetic nervous system and the kidney in hypertension. Curr Opin Nephrol Hypertens. 11 (2), 197-200 (2002).
  7. Elenkov, I. J., Wilder, R. L., Chrousos, G. P., Vizi, E. S. The sympathetic nerve-An integrative interface between two supersystems: The brain and the immune system. Pharmacol Rev. 52 (4), 595-638 (2000).
  8. Besedovsky, H. O., Del Rey, A., Sorkin, E., Da Prada, M., Keller, H. Immunoregulation mediated by the sympathetic nervous system. Cell Immunol. 48 (2), 346-355 (1979).
  9. Straka, T., et al. Postnatal development and distribution of sympathetic innervation in mouse skeletal muscle. Int J Mol Sci. 19 (7), 1935 (2018).
  10. Geng, T., et al. Pgc-1α plays a functional role in exercise-induced mitochondrial biogenesis and angiogenesis but not fiber-type transformation in mouse skeletal muscle. Am J Physiol Cell Physiol. 298 (3), C572-C579 (2010).
  11. Lin, J., Handschin, C., Spiegelman, B. M. Metabolic control through the pgc-1 family of transcription coactivators. Cell Metab. 1 (6), 361-370 (2005).
  12. Khan, M. M., et al. Sympathetic innervation controls homeostasis of neuromuscular junctions in health and disease. Proc Natl Acad Sci. 113 (3), 746-750 (2016).
  13. Delbono, O., Rodrigues, A. C. Z., Bonilla, H. J., Messi, M. L. The emerging role of the sympathetic nervous system in skeletal muscle motor innervation and sarcopenia. Ageing Res Rev. 67, 101305 (2021).
  14. Rodrigues, A. C. Z., et al. Heart and neural crest derivative 2-induced preservation of sympathetic neurons attenuates sarcopenia with aging. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 12 (1), 91-108 (2021).
  15. Rosenberg, I. H. Summary comments. Am J Clin Nutr. 50 (5), 1231-1233 (1989).
  16. Murata, Y., Olmarker, K., Takahashi, I., Takahashi, K., Rydevik, B. Effects of lumbar sympathectomy on pain behavioral changes caused by nucleus pulposus-induced spinal nerve damage in rats. Eur Spine J. 15, 634-640 (2006).
  17. Xie, J., Park, S. K., Chung, K., Chung, J. M. The effect of lumbar sympathectomy in the spinal nerve ligation model of neuropathic pain. J Pain. 2 (5), 270-278 (2001).
  18. Lee, D. H., Katner, J., Iyengar, S., Lodge, D. The effect of lumbar sympathectomy on increased tactile sensitivity in spinal nerve ligated rats. Neurosci Lett. 298 (2), 99-102 (2001).
  19. Ringkamp, M., et al. Lumbar sympathectomy failed to reverse mechanical allodynia-and hyperalgesia-like behavior in rats with l5 spinal nerve injury. Pain. 79 (2-3), 143-153 (1999).
  20. Zhao, C., et al. Lumbar sympathectomy attenuates cold allodynia but not mechanical allodynia and hyperalgesia in rats with spared nerve injury. J Pain. 8 (12), 931-937 (2007).
  21. Zheng, Z. -. F., et al. Recovery of sympathetic nerve function after lumbar sympathectomy is slower in the hind limbs than in the torso. Neural Regen Res. 12 (7), 1177 (2017).
  22. Holmberg, K., Shi, T. -. J. S., Albers, K. M., Davis, B. M., Hökfelt, T. Effect of peripheral nerve lesion and lumbar sympathectomy on peptide regulation in dorsal root ganglia in the ngf-overexpressing mouse. Exp Neurol. 167 (2), 290-303 (2001).
  23. Thoenen, H., Tranzer, J. Chemical sympathectomy by selective destruction of adrenergic nerve endings with 6-hydroxydopamine. Naunyn Schmiedebergs Arch. Exp. Pathol. Pharmakol. 261, 271-288 (1968).
  24. Thoenen, H., Tranzer, J. P., Häusler, G. Chemical sympathectomy with 6-hydroxydopamine. New Aspects of Storage and Release Mechanisms of Catecholamines. , 130-143 (1970).
  25. Xie, W., et al. Localized sympathectomy reduces mechanical hypersensitivity by restoring normal immune homeostasis in rat models of inflammatory pain. J Neuroscience. 36 (33), 8712-8725 (2016).
  26. Zhu, X., Xie, W., Zhang, J., Strong, J. A., Zhang, J. -. M. Sympathectomy decreases pain behaviors and nerve regeneration by downregulating monocyte chemokine ccl2 in dorsal root ganglia in the rat tibial nerve crush model. Pain. 163 (1), e106-e120 (2022).
  27. Tonello, R., et al. Local sympathectomy promotes anti-inflammatory responses and relief of paclitaxel-induced mechanical and cold allodynia in mice. Anesthesiology. 132 (6), 1540-1553 (2020).
  28. Kostrzewa, R. M., Jacobowitz, D. M. Pharmacological actions of 6-hydroxydopamine. Pharmacol Rev. 26 (3), 199-288 (1974).
  29. Michel, P., Hefti, F. Toxicity of 6-hydroxydopamine and dopamine for dopaminergic neurons in culture. J Neuroscience Res. 26 (4), 428-435 (1990).
  30. Andrew, R., et al. The determination of hydroxydopamines and other trace amines in the urine of parkinsonian patients and normal controls. Neurochemical Res. 18, 1175-1177 (1993).
  31. Glinka, Y., Gassen, M., Youdim, M. Mechanism of 6-hydroxydopamine neurotoxicity. J Neural Transm Suppl. 5, 55-66 (1997).
  32. Treuting, P. M., Dintzis, S. M., Montine, K. S. . Comparative anatomy and histology: A mouse, rat, and human atlas. , (2017).
  33. Hweidi, S. A., Lee, S., Wolf, P. Effect of sympathectomy on microvascular anastomosis in the rat. Microsurgery. 6 (2), 9-96 (1985).
  34. Navarro, X., Kennedy, W. R. Sweat gland reinnervation by sudomotor regeneration after different types of lesions and graft repairs. Exp Neurol. 104 (3), 229-234 (1989).
  35. Gaudet, A. D., Popovich, P. G., Ramer, M. S. Wallerian degeneration: Gaining perspective on inflammatory events after peripheral nerve injury. J Neuroinflammation. 8 (1), 1-13 (2011).
  36. Babetto, E., et al. Targeting nmnat1 to axons and synapses transforms its neuroprotective potency in vivo. J Neuroscience. 30 (40), 13291-13304 (2010).
  37. Brumovsky, P. R. Dorsal root ganglion neurons and tyrosine hydroxylase-an intriguing association with implications for sensation and pain. Pain. 157 (2), 314 (2016).
  38. Tian, T., Harris, A., Owyoung, J., Sima, H., Ward, P. J. Conditioning electrical stimulation fails to enhance sympathetic axon regeneration. bioRxiv. , (2023).
  39. Tian, T., Ward, P. J. The ThCre: Mtmg mouse has sparse expression in the sympathetic nervous system. bioRxiv. , (2023).
  40. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. J Comparative Neurol. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  41. Pattyn, A., Morin, X., Cremer, H., Goridis, C., Brunet, J. -. F. The homeobox gene phox2b is essential for the development of autonomic neural crest derivatives. Nature. 399 (6734), 366-370 (1999).
  42. François, M., et al. Sympathetic innervation of the interscapular brown adipose tissue in mouse. Ann N Y Acad Sci. 1454 (1), 3-13 (2019).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Cite This Article
Tian, T., Ward, P. J. Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice. J. Vis. Exp. (209), e66821, doi:10.3791/66821 (2024).

View Video