Summary

Aufklärung des Metabolismus von 2,4-Dibromphenol in Pflanzen

Published: February 10, 2023
doi:

Summary

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Identifizierung von 2,4-Dibromphenol-Metaboliten in Pflanzen.

Abstract

Nutzpflanzen können in großem Umfang organischen Schadstoffen ausgesetzt sein, da der Boden eine wichtige Senke für Schadstoffe ist, die in die Umwelt gelangen. Dies führt zu einer potenziellen Exposition des Menschen durch den Verzehr von Lebensmitteln, die mit Schadstoffen angereichert sind. Die Aufklärung der Aufnahme und des Stoffwechsels von Xenobiotika in Nutzpflanzen ist für die Bewertung des ernährungsbedingten Expositionsrisikos beim Menschen von entscheidender Bedeutung. Für solche Experimente erfordert die Verwendung intakter Pflanzen jedoch Langzeitexperimente und komplexe Probenvorbereitungsprotokolle, die von verschiedenen Faktoren beeinflusst werden können. Pflanzenkalluskulturen in Kombination mit hochauflösender Massenspektrometrie (HRMS) können eine Lösung für die genaue und zeitsparende Identifizierung von Metaboliten von Xenobiotika in Pflanzen darstellen, da sie Störungen durch die mikrobielle oder pilzliche Mikroumgebung vermeiden, die Behandlungsdauer verkürzen und den Matrixeffekt intakter Pflanzen vereinfachen können. 2,4-Dibromphenol, ein typisches Flammschutzmittel und endokriner Disruptor, wurde aufgrund seines weit verbreiteten Vorkommens im Boden und seines Aufnahmepotenzials durch Pflanzen als Modellsubstanz ausgewählt. Hierin wurde Pflanzenkallus aus Asepsissamen erzeugt und einem sterilen 2,4-Dibromphenol-haltigen Nährmedium ausgesetzt. Die Ergebnisse zeigten, dass nach 120 h Inkubation acht Metaboliten von 2,4-Dibromphenol im Kallusgewebe der Pflanzen identifiziert wurden. Dies deutet darauf hin, dass 2,4-Dibromphenol in den pflanzlichen Kallusgeweben schnell metabolisiert wurde. Somit ist die Pflanzenkalluskulturplattform eine effektive Methode, um die Aufnahme und den Metabolismus von Xenobiotika in Pflanzen zu bewerten.

Introduction

Immer mehr organische Schadstoffe werden aufgrund anthropogener Aktivitäten in die Umwelt abgegeben 1,2, und der Boden gilt als wichtige Senke für diese Schadstoffe 3,4. Die Schadstoffe im Boden können von Pflanzen aufgenommen und möglicherweise auf Organismen auf höherer trophischer Ebene entlang der Nahrungsketten übertragen werden, indem sie durch den Verzehr von Pflanzen direkt in den menschlichen Körper gelangen, was zu einer unbeabsichtigten Exposition führt 5,6. Pflanzen nutzen verschiedene Wege, um Xenobiotika zur Entgiftung zu verstoffwechseln7; Die Aufklärung des Stoffwechsels von Xenobiotika ist wichtig, da sie den tatsächlichen Verbleib von Schadstoffen in Pflanzen steuert. Da die Metaboliten über die Blätter (in die Atmosphäre) oder die Wurzeln ausgeschieden werden können, bietet die Bestimmung der Metaboliten in den sehr frühen Expositionsphasen die Möglichkeit, eine größere Anzahl von Metaboliten zu testen8. Studien mit intakten Pflanzen erfordern jedoch Langzeitexperimente und komplexe Probenvorbereitungsprotokolle, die von verschiedenen Faktoren beeinflusst werden können.

Pflanzliche Kalluskulturen sind daher eine gute Alternative, um den Stoffwechsel von Xenobiotika in planta zu untersuchen, da sie die Behandlungszeit stark verkürzen können. Diese Kulturen schließen mikrobielle Interferenz und photochemischen Abbau aus, vereinfachen den Matrixeffekt intakter Pflanzen, standardisieren die Kultivierungsbedingungen und erfordern weniger experimentellen Aufwand. Pflanzliche Kalluskulturen wurden erfolgreich als alternativer Ansatz in Stoffwechselstudien von Triclosan9, Nonylphenol10 und Tebuconazol8 eingesetzt. Diese Studien zeigten, dass die Stoffwechselmuster in Kalluskulturen denen in intakten Pflanzen ähnelten. Diese Studie schlägt eine Methode zur effizienten und genauen Identifizierung von Metaboliten von Xenobiotika in Pflanzen ohne komplexe und zeitaufwändige Protokolle vor. Hier verwenden wir pflanzliche Kalluskulturen in Kombination mit hochauflösender Massenspektrometrie für die Analyse von Metaboliten mit Signalen niedriger Intensität11,12.

Zu diesem Zweck wurden Kallussuspensionen aus Karotten (Daucus carota var. sativus) 120 μg/l 2,4-Dibromphenol für 120 h in einem Schüttler bei 130 U/min und 26 °C ausgesetzt. 2,4-Dibromphenol wurde aufgrund seiner störenden endokrinen Aktivität13 und seines weit verbreiteten Vorkommens im Boden14 ausgewählt. Die Metaboliten wurden extrahiert und mittels hochauflösender Massenspektrometrie analysiert. Das hier vorgeschlagene Protokoll kann den In-planta-Metabolismus anderer Arten von organischen Verbindungen, die ionisiert werden können, untersuchen.

Protocol

1. Differenzierung der Karottenschwiele HINWEIS: Autoklavieren Sie alle hier verwendeten Geräte und führen Sie alle Vorgänge in einer UV-sterilisierten, ultrareinen Werkbank durch. Vernalisieren Sie die Samen, indem Sie die gleichmäßigen Karottensamen (Daucus carota var. sativus) 16 h lang bei 4 °C in deionisiertes Wasser tauchen. Sterilisieren Sie die vernalisierten Samen 20 Minuten lang mit 75%igem Ethanol und spülen Sie sie dann dreimal m…

Representative Results

Die Schritte des Protokolls sind in Abbildung 1 dargestellt. Dem Protokoll folgend, verglichen wir das Chromatogramm des Karotten-Kallusextrakts aus der 2,4-Dibromphenol-Behandlung mit den Kontrollen und fanden acht verschiedene Peaks, die in der 2,4-Dibromphenol-Behandlung vorhanden sind, aber in den Kontrollen fehlten (Abbildung 2). Dies deutet darauf hin, dass insgesamt acht Metaboliten von 2,4-Dibromphenol (M562, M545, M661, M413, M339, M380, M424 und M187) …

Discussion

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um die Biotransformation von Xenobiotika in Pflanzen effizient zu identifizieren. Der kritische Schritt dieses Protokolls ist die Kultivierung der Pflanzenkallus. Der schwierigste Teil ist die Differenzierung und Pflege des Pflanzenkallus, da der Pflanzenkallus leicht infiziert wird und sich zu Pflanzengewebe entwickelt. Daher ist es wichtig, sicherzustellen, dass alle verwendeten Geräte autoklaviert sind und alle Vorgänge unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden. Die Differ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Studie wurde von der National Natural Science Foundation of China (21976160) und dem Zhejiang Province Public Welfare Technology Application Research Project (LGF21B070006) unterstützt.

Materials

2,4-dichlorophenoxyacetic acid WAKO 1 mg/L
20% H2O2 Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. 10011218-500ML
4-n-NP, >99% Dr. Ehrenstorfer GmbH
4-n-NP-d4 Pointe-Claire
6-benzylaminopurine WAKO 0.5 mg/L
75% ethanol Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. 1269101-500ML
7890A-5975 gas chromatography Agilent
ACQULTY ultra-performance liquid chromatography Waters
Amber glass vials Waters
Artificial climate incubator Ningbo DongNan Lab Equipment Co.,LTD RDN-1000A-4
Autoclaves STIK MJ-Series
C18 column ACQUITY UPLC BEH
Centrifuge Thermo Fisher
DB-5MS capillary column Agilent
Dichloromethane Sigma-Aldrich 40071190-4L
Freeze dryer SCIENTZ 
High-throughput tissue grinder SCIENTZ 
Methanol Sigma-Aldrich
MicrOTOF-QII mass spectrometer Bruker Daltonics
Milli-Q system Millipore MS1922801-4L
Murashige & Skoog medium HOPEBIO HB8469-7
N-hexane Sigma-Aldrich H109658-4L
Nitrogen blowing instrument  AOSHENG MD200-2
NP isomers, >99% Dr. Ehrenstorfer GmbH
Oasis HLB cartridges Waters 60 mg/3 mL
Research plus Eppendorf 100-1000 µL
Seeds of Little Finger carrot (Daucus carota var. sativus)  Shouguang Seed Industry Co., Ltd
Shaking Incubators Shanghai bluepard instruments Co.,ltd. THZ-98AB
Solid phase extractor AUTO SCIENCE
Ultrasound machine ZKI UC-6
UV-sterilized ultra-clean workbench AIRTECH

References

  1. Chakraborty, P., et al. Baseline investigation on plasticizers, bisphenol A, polycyclic aromatic hydrocarbons and heavy metals in the surface soil of the informal electronic waste recycling workshops and nearby open dumpsites in Indian metropolitan cities. Environmental Pollution. 248, 1036-1045 (2019).
  2. Abril, C., Santos, J. L., Martin, J., Aparicio, I., Alonso, E. Occurrence, fate and environmental risk of anionic surfactants, bisphenol A, perfluorinated compounds and personal care products in sludge stabilization treatments. Science of the Total Environment. 711, 135048 (2020).
  3. Xu, Y. W., et al. Determination and occurrence of bisphenol A and thirteen structural analogs in soil. Chemosphere. 277, 130232 (2021).
  4. Cai, Q. Y., et al. Occurrence of nonylphenol and nonylphenol monoethoxylate in soil and vegetables from vegetable farms in the Pearl River Delta, South China. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 63 (1), 22-28 (2012).
  5. Wang, S. Y., et al. et al Migration and health risks of nonylphenol and bisphenol a in soil-winter wheat systems with long-term reclaimed water irrigation. Ecotoxicology and Environmental Safety. 158, 28-36 (2018).
  6. Gunther, K., Racker, T., Bohme, R. An isomer-specific approach to endocrine-disrupting nonylphenol in infant food. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 65 (6), 1247-1254 (2017).
  7. Van Eerd, L. L., Hoagland, R. E., Zablotowicz, R. M., Hall, J. C. Pesticide metabolism in plants and microorganisms. Weed Science. 51 (4), 472-495 (2003).
  8. Hillebrands, L., Lamshoeft, M., Lagojda, A., Stork, A., Kayser, O. Evaluation of callus cultures to elucidate the metabolism of tebuconazole, flurtamone, fenhexamid, and metalaxyl-M in Brassica napus L., Glycine max (L.) Merr., Zea mays L., and Triticum aestivum L. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 68 (48), 14123-14134 (2020).
  9. Macherius, A., et al. Metabolization of the bacteriostatic agent triclosan in edible plants and its consequences for plant uptake assessment. Environmental Science & Technology. 46 (19), 10797-10804 (2012).
  10. Sun, J. Q., et al. Uptake and metabolism of nonylphenol in plants: Isomer selectivity involved with direct conjugation. Environmental Pollution. 270, 116064 (2021).
  11. Schymanski, E. L., et al. Identifying small molecules via high resolution mass spectrometry: communicating confidence. Environmental Science & Technology. 48 (4), 2097-2098 (2014).
  12. Moschet, C., Anumol, T., Lew, B. M., Bennett, D. H., Young, T. M. Household dust as a repository of chemical accumulation: new insights from a comprehensive high-resolution mass spectrometric study. Environmental Science & Technology. 52 (5), 2878-2887 (2018).
  13. Ren, Z., et al. Hydroxylated PBDEs and brominated phenolic compounds in particulate matters emitted during recycling of waste printed circuit boards in a typical e-waste workshop of South China. Environmental Pollution. 177, 71-77 (2013).
  14. de Wit, C. A. An overview of brominated flame retardants in the environment. Chemosphere. 46 (5), 583-624 (2002).
  15. Sun, J. Q., Chen, Q., Qian, Z. X., Zheng, Y., Yu, S. A., Zhang, A. P. Plant Uptake and Metabolism of e,4-Dibromophenol in Carrot: In Vitro Enzymatic Direct Conjugation. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 66 (17), 4328-4335 (2018).
  16. Chibwe, L., Titaley, I. A., Hoh, E., Simonich, S. L. M. Integrated framework for identifying toxic transformation products in complex environmental mixtures. Environmental Science & Technology Letters. 4 (2), 32-43 (2017).
  17. Hollender, J., Schymanski, E. L., Singer, H. P., Ferguson, P. L. Nontarget screening with high resolution mass spectrometry in the environment: ready to go. Environmental Science & Technology. 51 (20), 11505-11512 (2017).
  18. Nafisi, M., Fimognari, L., Sakuragi, Y. Interplays between the cell wall and phytohormones in interaction between plants and necrotrophic pathogens. Phytochemistry. 112, 63-71 (2015).
  19. Zhang, Q., et al. Multiple metabolic pathways of 2,4,6-tribromophenol in rice plants. Environmental Science & Technology. 53 (13), 7473-7482 (2019).
  20. Hou, X., et al. Glycosylation of tetrabromobisphenol A in pumpkin. Environmental Science & Technology. 53 (15), 8805-8812 (2019).

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Cite This Article
Wu, J., Yang, X., Wang, Q., Zhou, Q., Zhang, A., Sun, J. Elucidating the Metabolism of 2,4-Dibromophenol in Plants. J. Vis. Exp. (192), e65089, doi:10.3791/65089 (2023).

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