Hypothalamische Kisspeptin-Neurone als Ziel für Ganzzell-Patch-Clamp-Ableitungen

Hodgkin und Huxley machten den ersten intrazellulären Nachweis eines Aktionspotentials, das in mehreren wissenschaftlichen Studien beschrieben wurde. Diese Aufnahme wurde am Squid-Axon durchgeführt, das einen großen Durchmesser (~500 μm) hat, so dass eine Mikroelektrode im Axon platziert werden kann. Diese Arbeit bot große Möglichkeiten für die wissenschaftliche Forschung, die später in der Schaffung des Spannungszangenmodus gipfelte, der zur Untersuchung der ionischen Grundlagen der Erzeugung von Aktionspotentialen^verwendet wurde 1,2,3,4,5,6,7,8. Im Laufe der Jahre wurde die Technik verbessert und in der wissenschaftlichen Forschung weit verbreitet ^6,9. Die Erfindung der Patch-Clamp-Technik, die Ende der 1970er Jahre durch Studien von Erwin Neher und Bert Sakmann erfolgte, ermöglichte es den Forschern, einzelne Ionenkanäle und intrazelluläre Membranpotentiale oder -ströme in praktisch jedem Zelltyp mit nur einer einzigen Elektrode aufzuzeichnen 9,10,11,12. Patch-Clamp-Ableitungen können an einer Vielzahl von Gewebepräparaten, wie z. B. kultivierten Zellen oder Gewebeschnitten, entweder im Voltage-Clamp-Modus (Halten der Zellmembran auf einer festgelegten Spannung, was die Aufzeichnung von z. B. spannungsabhängigen Strömen und synaptischen Strömen ermöglicht) oder im Current-Clamp-Modus (der die Aufzeichnung von z. B. Änderungen des Ruhemembranpotentials ermöglicht, die durch Ionenströme induziert werden) durchgeführt werden. Aktionspotentiale und postsynaptische Potentialfrequenz).

Der Einsatz der Patch-Clamp-Technik ermöglichte mehrere bemerkenswerte Entdeckungen. In der Tat sind die bahnbrechenden Erkenntnisse über die elektrophysiologischen Eigenschaften von hypothalamischen Kisspeptin-Neuronen, die sich an den anteroventralen periventrikulären und rostralen periventrikulären Kernen (AVPV/PeN Kisspeptin), auch bekannt als rostraler periventrikulärer Bereich des dritten Ventrikels (RP3V), und dem Nucleus arcuatus des Hypothalamus (ARH^Kisspeptin) befinden13,14,15 sind von besonderem Interesse. Im Jahr 2010 führten Ducret et al. die ersten Aufnahmen von AVPV/^{PeN-Kisspeptin-Neuronen}in Mäusen mit einem anderen elektrophysiologischen Werkzeug, der Loose-Cell-Patch-Clamp-Technik, durch. Diese Studien lieferten eine elektrische Beschreibung von AVPV/^{PeN-Kisspeptin-Neuronen} und zeigten, dass ihre Feuermuster vom Brunstzyklus abhängen¹⁶. Im Jahr 2011 verwendeten Qiu et al. die Ganzzell-Patch-Clamp-Technik, um zu zeigen, dass^{ARH-Kisspeptin-Neuronen} endogene Schrittmacherströme exprimieren¹⁷. In der Folge zeigten Gottsch et al., dass Kisspeptin-Neuronen spontane Aktivität aufweisen und sowohl h-Typ (Schrittmacher) als auch T-Typ Kalziumströme exprimieren, was darauf hindeutet, dass^{ARH-Kisspeptin-Neuronen} elektrophysiologische Eigenschaften mit anderen Schrittmacherneuronen des Zentralnervensystems teilen¹⁸. Darüber hinaus konnte gezeigt werden, dass ARH-Kisspeptin-Neurone sexuell dimorphe Feuerraten aufweisen und dass AVPV/^{PeN-Kisspeptin-Neurone} ein bimodales Ruhemembranpotential (RMP) aufweisen, das von ATP-sensitiven Kaliumkanälen (K_ATP) beeinflusst ^wird19,20. Des Weiteren konnte festgestellt werden, dass Gonadensteroide die spontane elektrische Aktivität der Kisspeptin-Neuronen in Mäusen positiv beeinflussen 19,20,21. Die ersten Arbeiten, die die elektrophysiologischen Eigenschaften von Kisspeptin-Neuronen untersuchen, werden erwähnt 16,17,18,19,20. Seitdem wurde in vielen Studien die Ganzzell-Patch-Clamp-Technik verwendet, um zu zeigen, welche Faktoren/Neuromodulatoren ausreichen, um die elektrische Aktivität von Kisspeptin-Neuronen zu modulieren (Abbildung 1)17,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,^31,32.

Angesichts der Bedeutung dieser Technik für die Untersuchung von Neuronen, die für die Fortpflanzung benötigt werden, neben anderen Zelltypen, die hier nicht behandelt werden, beschreibt dieser Artikel die grundlegenden Schritte für die Entwicklung der Ganzzell-Patch-Clamp-Technik, wie z. B. die Herstellung der Lösungen, das Sezieren und Schneiden des Gehirns und das Versiegeln der Zellmembran für Aufzeichnungen. Darüber hinaus werden relevante Fragen der Technik diskutiert, wie z.B. ihre Vorteile, technischen Einschränkungen und wichtigen Variablen, die für eine optimale experimentelle Leistung kontrolliert werden müssen.