Neuronas de kisspeptina hipotalámicas como objetivo para grabaciones de pinza de parche de células enteras

Hodgkin y Huxley hicieron el primer registro intracelular de un potencial de acción descrito en varios estudios científicos. Este registro se realizó en el axón del calamar, que tiene un gran diámetro (~ 500 μm), lo que permite colocar un microelectrodo dentro del axón. Este trabajo proporcionó grandes posibilidades para la investigación científica, culminando más tarde en la creación del modo de pinza de voltaje, que se utilizó para estudiar la base iónica de la generación de potencial de acción 1,2,3,4,5,6,7,8. A lo largo de los años, la técnica ha sido mejorada y se ha aplicado ampliamente en la investigación científica ^6,9. La invención de la técnica patch-clamp, que tuvo lugar a finales de la década de 1970 a través de estudios iniciados por Erwin Neher y Bert Sakmann, permitió a los investigadores registrar canales iónicos individuales y potenciales o corrientes de membrana intracelular en prácticamente todos los tipos de células utilizando un solo electrodo 9,10,11,12 . Las grabaciones de patch-clamp pueden realizarse en una variedad de preparaciones tisulares, como células cultivadas o cortes de tejido, ya sea en modo de pinza de voltaje (sosteniendo la membrana celular a una tensión establecida que permita el registro de, por ejemplo, corrientes dependientes de voltaje y corrientes sinápticas) o en modo de abrazadera de corriente (que permite registrar, por ejemplo, cambios en el potencial de membrana en reposo inducidos por corrientes de iones, potenciales de acción, y frecuencia de potencial postsináptico).

El uso de la técnica patch-clamp hizo posible varios descubrimientos notables. De hecho, los hallazgos seminales sobre las propiedades electrofisiológicas de las neuronas kisspeptina hipotalámicas localizadas en los núcleos periventricular anteroventral y periventricular rostral (AVPV/PeN^Kisspeptin), también conocida como área periventricular rostral del tercer ventrículo (RP3V), y el núcleo arqueado del hipotálamo (ARH^kisspeptina)^13,14,15 son de particular interés. En 2010, Ducret et al. realizaron las primeras grabaciones de neuronas AVPV / PeN^Kisspeptinen ratones utilizando otra herramienta electrofisiológica, la técnica de pinza de parche de células sueltas. Estos estudios proporcionaron una descripción eléctrica de las neuronas AVPV/PeN^Kisspeptina y demostraron que sus patrones de disparo dependen del ciclo estral¹⁶. En 2011, Qiu et al. utilizaron la técnica de patch-clamp de células enteras para demostrar que las neuronas ARH^kisspeptina expresan corrientes endógenas de marcapasos¹⁷. Posteriormente, Gottsch et al. demostraron que las neuronas kisspeptina exhiben actividad espontánea y expresan corrientes de calcio tipo h (marcapasos) y tipo T, sugiriendo que las neuronas de^kisspeptina ARH comparten propiedades electrofisiológicas con otras neuronas marcapasos del sistema nervioso central¹⁸. Además, se ha demostrado que las neuronas de^kisspeptina ARH exhiben tasas de disparo sexualmente dimórficas y que las neuronas AVPV/PeN^Kisspeptina exhiben un potencial de membrana en reposo bimodal (RMP) influenciado por canales de potasio sensibles al ATP (_{K ATP})^19,20. Además, se estableció que los esteroides gonadales afectan positivamente la actividad eléctrica espontánea de las neuronas kisspeptina en ratones 19,20,21. Los primeros trabajos que estudian las propiedades electrofisiológicas de las neuronas kisspeptina se mencionan 16,17,18,19,20. Desde entonces, muchos estudios han utilizado la técnica de patch-clamp de células enteras para demostrar qué factores/neuromoduladores son suficientes para modular la actividad eléctrica de las neuronas kisspeptina (Figura 1)17,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,^31,32.

Dada la importancia de esta técnica para el estudio de las neuronas que se requieren para la reproducción, entre otros tipos de células no cubiertas aquí, este artículo describe los pasos básicos para el desarrollo de la técnica de pinza de parche de células completas, como preparar las soluciones, diseccionar y cortar el cerebro y realizar el sello de la membrana celular para las grabaciones. Además, se discuten cuestiones relevantes sobre la técnica, como sus ventajas, limitaciones técnicas y variables importantes que deben controlarse para un rendimiento experimental óptimo.