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Behavior

Beurteilung der durch Nervenverletzungen induzierten mechanischen Überempfindlichkeit bei Ratten mit einem orofazialen operanten Schmerztest

Published: July 26, 2022
doi:
10.3791/64221
, , , , , ,
1Department of Oral and Maxillofacial Surgery,University of Florida, Gainesville, 2Department of Orthodontics,University of Florida, Gainesville, 3Stoelting Co. Wood Dale

Summary

Dieses Protokoll beschreibt die Beurteilung der mechanischen Überempfindlichkeit in einem Rattenmodell für neuropathische orofaziale Schmerzen unter Verwendung eines operanten orofazialen Schmerzbeurteilungsgeräts.

Abstract

Schmerz hat sensorische und affektive Komponenten. Im Gegensatz zu traditionellen, reflexbasierten Schmerzassays können operante Schmerzassays klinisch relevantere Ergebnisse liefern, indem sie die kognitiven und motivationalen Aspekte von Schmerzen bei Nagetieren ansprechen. Diese Arbeit stellt ein Protokoll zur Beurteilung der mechanischen Überempfindlichkeit nach chronischer Konstriktionsverletzung der infraorbitalen Nerven (CCI-ION) bei Ratten mit einem orofazialen operanten Schmerzsystem vor. Vor der CCI-ION-Operation wurden Ratten in einem orofazialen Schmerzbeurteilungsgerät (OPAD) trainiert, gesüßte Kondensmilch zu trinken, während sie Gesichtskontakt mit den Metallstachelstäben und dem Leckrohr hatten.

In diesem Assay können Ratten wählen, ob sie Milch als positive Verstärkung erhalten oder einem aversiven mechanischen Reiz entkommen, der durch eine vertikale Reihe kleiner pyramidenförmiger Stacheln auf jeder Seite des Belohnungszugangslochs erzeugt wird. Nach 2 Wochen Training in der OPAD und vor der CCI-ION-Operation wurden für jede Ratte während einer 10-minütigen Testsitzung 5 Tage lang mechanische Sensitivitätsdaten aufgezeichnet. Während einer Sitzung zeichnet das operante System unter anderem automatisch die Anzahl der Belohnungsflaschenaktivierungen (Licks) und Gesichtskontakte, die Kontaktdauer und die Latenz bis zum ersten Leck auf.

Nach Baseline-Messungen wurden die Ratten entweder einer CCI-ION- oder einer Scheinoperation unterzogen. In diesem Protokoll wurde die mechanische Überempfindlichkeit quantifiziert, indem die Anzahl der Lecks, die Latenz zum ersten Leck, die Anzahl der Kontakte und das Verhältnis von Lecks zu Gesichtskontakten (L / F) gemessen wurden. Die Daten zeigten, dass CCI-ION zu einer signifikanten Abnahme der Anzahl der Lecks und des L/F-Verhältnisses sowie zu einer Erhöhung der Latenz bis zum ersten Leck führte, was auf eine mechanische Überempfindlichkeit hinweist. Diese Daten unterstützen den Einsatz operantbasierter Schmerzassays zur Beurteilung der mechanischen Schmerzsensitivität in der präklinischen Schmerzforschung.

Introduction

Chronische Schmerzen betreffen Millionen von Amerikanern jährlich1. Leider sind chronische Schmerzen schwierig zu behandeln, da bestehende Therapien bei der Linderung chronischer Schmerzen relativ unwirksam sind und bei Langzeitanwendung oft unerwünschte Nebenwirkungen haben 2,3,4. Traditionelle präklinische Schmerzassays, wie der von Frey-Assay, beruhen auf reflexiven Ergebnissen oder schmerzstimulierten Reaktionen5. Während der von Frey-Assay seit Jahrzehnten zur Messung mechanischer Allodynie verwendet wird, ist er anfällig für mehrere Störfaktoren, insbesondere Experimentator-Bias6. Die Verwendung von Frey-Tests zur Bewertung orofazialer Schmerzen ist auch aufgrund des Grades der Zurückhaltung problematisch, die erforderlich ist, um den Kopf des Tieres zu sichern, um den Gesichtsbereich erfolgreich zu testen, was unerwünschte Stresseffekte wie die Verstärkung von Schmerzen oder umgekehrt stressinduzierte Analgesie hervorrufen kann.

Schmerzstimulierte Verhaltensweisen sind auch anfällig für falsch-positive Ergebnisse7 und berücksichtigen nicht die affektive Komponente des Schmerzes, die integraler Bestandteil der menschlichen Schmerzerfahrung ist8. Daher besteht ein wachsendes Interesse an der Verwendung operanter Schmerzmodelle, die schmerzdepressive Verhaltensweisen bewerten, die sowohl die sensorischen als auch die affektiven Komponenten von Schmerz umfassen, um den Inhalt und die prädiktive Validität in präklinischen Tests zu verbessern. Der hier beschriebene operante orofaziale Schmerzbeurteilungstest basiert auf einem Belohnungskonflikt-Paradigma 9,10,11. In diesem Test kann das Nagetier wählen, ob es einen positiven Verstärker erhält und sich einem nozizeptiven Reiz aussetzt oder auf die Belohnung verzichtet und den nozizeptiven Reiz vermeidet, wodurch die Menge der Schmerzen, die es erfährt, kontrolliert wird. Im Gegensatz zu herkömmlichen Schmerztests ist der operante Assay experimentatorunabhängig und nicht anfällig für falsch-positive Ergebnisse aufgrund unerwünschter beruhigender Wirkungen.

Schädliche Empfindungen von Kopf und Gesicht werden von den Augen-, Oberkiefer- und Unterkieferrästen des Trigeminusnervs getragen. Eine Verletzung oder Entzündung des Trigeminusnervs erhöht die Empfindlichkeit sensorischer Neuronen gegenüber thermischen oder mechanischen Reizen12,13,14,15. Operant-basierte orofaziale Schmerzassays bieten eine automatisierte Messung von thermischen oder mechanischen orofazialen Schmerzen, die vom Trigeminusnerv in Nagetieren übertragen werden 11,12,16,17,18. Die Stimulation mit nicht-schädlichen und schädlichen Reizen ist ein wichtiger Unterschied zwischen dem Testen thermischer und mechanischer Allodynie und Hyperalgesie im orofazialen Bereich mit der OPAD, da sie Manifestationen verschiedener zugrunde liegender Mechanismen darstellen können.

Im orofazialen Thermaltest drücken die Tiere ihr Gesicht gegen glatte Thermoden, um Zugang zur Belohnung zu erhalten. Die Thermoden können auf verschiedene kühle, warme und heiße Temperaturen eingestellt werden, wodurch das Verhalten unter neutralen oder nozizeptiven Bedingungen beurteilt werden kann. Beim orofazialen mechanischen Assay drücken die Tiere ihr Gesicht während der operanten Tests gegen Stachelstäbe; Da diese Stacheln ein gewisses Maß an Unbehagen verursachen, trinken Nagetiere möglicherweise weniger, wenn ihre Gesichter die Stacheln im Vergleich zu den glatten Oberflächen der Thermode berühren. So kann der operante orofaziale mechanische Assay die Wirkung unterschiedlicher Grade mechanischer nozizeptiver Stimulation beurteilen. Wir haben bereits gezeigt, dass die OPAD eine nützliche und zuverlässige Methode zur Beurteilung der akuten thermischen9 sowie der akuten mechanischen19, Nozizeption und Hyperalgesie ist.

Dieser Artikel berichtet über die Verwendung einer neu entwickelten Version der OPAD zur Beurteilung der mechanischen Nozizeption und Überempfindlichkeit. Darüber hinaus zeigen wir durch Validierung die Fähigkeit von CCI-ION, chronische Neuropathie zu induzieren, die zu einer vorhersagbaren Reaktion in der OPAD führt. Außerdem wird detailliert beschrieben, wie man den OPAD und die zugehörige Software verwendet, um schnell Verhaltensdaten von Nagetieren zu erhalten und zu analysieren.

Protocol

Alle experimentellen Verfahren wurden vom University of Florida Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt und entsprachen den Standards des National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Hier wird die Beurteilung der mechanischen Überempfindlichkeit mittels OPAD anhand eines Rattenmodells neuropathischer orofazialer Schmerzen beschrieben. Abbildung 1 zeigt eine schematische Darstellung der in der Studie verwendeten Zeitachse. Alle Verhaltensbewertungen wurden von weiblichen Experimentatoren durchgeführt. 1. Tiere Weibliche Sprague-Dawley-Ratten (n = 8/Gruppe, 150-200 g) paarweise in einem temperierten Raum (22 °C ± 1 °C) mit einem Hell-Dunkel-Zyklus von 12 h:12 h. Stellen Sie Nahrung und Wasser ad libitum zur Verfügung. Halten Sie die Ratten vor den Experimenten 5 Tage lang in der Einrichtung zur Akklimatisierung. Führen Sie die operanten Schmerztests am selben Wochentag und zur gleichen Uhrzeit (9-11 Uhr) durch. Am Ende der Experimente euthanasieren Sie die Ratten durch Enthauptung nach Isofluran-Anästhesie. 2. OPAD einrichten Platzieren Sie Milchtropfschalen, Plexiglaskäfige und Metallbodenroste auf dem OPAD. Befestigen Sie die Kabel an den Käfigen. Stecken Sie den Flaschenhalter auf die Metallstange an der Rückseite des Geräts. Bereiten Sie ein 2: 1-Verhältnis von Wasser zu gesüßter Kondensmilch als Belohnungslösung vor, indem Sie eine Dose gesüßte Kondensmilch öffnen und in ein 1-l-Becherglas gießen. Fügen Sie ~ 600 ml Leitungswasser zu 300 ml Milch hinzu. Rühren Sie die Lösung zunächst mit einem Löffel um und verwenden Sie dann einen Rührstab und den Kochplattenrührer. Dann füllen Sie die Belohnungsflaschen mit der Milchlösung und halten Sie die Stammmilchlösung bei 4 °C.HINWEIS: Decken Sie die Milchvorratslösung mit Lebensmittelfolie aus Plastik ab. Erwärmen Sie die Milchlösung vor jedem Gebrauch. Brühmilchlösung im Kühlschrank kann nach einer Woche gerinnen. Wenn es koaguliert, kann es die Leckröhre verschließen. Verwerfen Sie es daher und bereiten Sie eine neue Stammlösung vor. Legen Sie die Belohnungsmilchflaschen auf den Flaschenhalter und stellen Sie sie so ein, dass der Auslauf vom Tier erreicht werden kann. Ziehen Sie den linken Knopf des Halters fest, um die Flasche an Ort und Stelle zu befestigen. Schalten Sie die Käfige mit dem Schalter an der Vorderseite ein. 3. Einrichten eines Protokolls und Erstellen einer Experimentdatei Hinweis: Richten Sie zunächst das Protokoll zum Ausführen des Experiments ein. Das Protokoll beschreibt, wie die ANY-maze-Software das Experiment durchführt. Öffnen Sie die Software. Geben Sie das Kennwort ein. Klicken Sie auf Anmelden oder drücken Sie die Eingabetaste. Klicken Sie auf Neues leeres Experiment | Menü Protokoll .Wählen Sie den Modus aus, den dieses Protokoll verwenden soll, und benennen Sie das Protokoll. Klicken Sie unter Gerät auf Unbenanntes Protokoll, klicken Sie auf den Abschnitt Wählen Sie den Modus aus, den dieses Protokoll verwenden soll , und wählen Sie unter Gerätespezifische Modi die Option OPAD-Modus für mechanischen Käfig aus, und klicken Sie auf OK. Benennen Sie dann das Protokoll (z. B. OPAD mechanical). Fügen Sie OPAD-Käfige hinzu.Klicken Sie unter Gerät auf Gerät | Fügen Sie ein Element hinzu, das sich oben im Bereich Protokoll befindet| Neuer OPAD-Käfig | Fügen Sie alle angeschlossenen OPAD-Käfige hinzu.HINWEIS: Stellen Sie vor dem Hinzufügen der Käfige sicher, dass alle Käfige eingeschaltet sind. Fügen Sie Testphasen für Experimente hinzu.Klicken Sie unter Testen auf Phasen | Erste Etappe und Name Stage (z. B. Baseline-Tag 1). Geben Sie 10 min für die Testdauer ein. Um weitere Phasen hinzuzufügen, klicken Sie oben im Bereich Protokoll auf Element hinzufügen | Neue Bühne.HINWEIS: Jede Phase bezieht sich auf die Sitzung, in der ein Assay durchgeführt wird. Zum Beispiel werden für 10 Tage Training 10 Stufen benötigt. Die Testdauer kann je nach Versuchsdesign erhöht oder verringert werden. Weisen Sie Behandlungsgruppen zu.Klicken Sie unter Zusätzliche Informationen auf Behandlungsgruppen. Aktivieren Sie Behandlungsgruppen verwenden | Der Benutzer ordnet die Tiere manuell ihren Gruppen zu.HINWEIS: Die referenzierte Software (siehe Materialtabelle) ermöglicht es auch, Tiere zufällig oder in einer bestimmten Reihenfolge zuzuordnen. Experimente können blind durchgeführt werden. Um die zugewiesenen Behandlungsgruppen anzuzeigen, deaktivieren Sie Experimente blind ausführen. Weisen Sie Tieridentifikationen (ID) zu.Klicken Sie auf das Menü Protokoll . Klicken Sie unter Zusätzliche Informationen auf Tier-ID und aktivieren Sie Meine IDs verwenden, um auf Tiere zu verweisen. Klicken Sie auf das Menü Experiment. Geben Sie einen Testtitel ein. Benennen Sie die Behandlungen, indem Sie auf Behandlungen anzeigen klicken, und geben Sie die Behandlungsnamen ein (z. B. Behandlung 1: CCI-ION, Behandlung 2: Scheinbehandlung). Fügen Sie Tiere hinzu und weisen Sie Behandlungen und Tier-IDs zu, indem Sie auf Tiere anzeigen | Fügen Sie Tiere hinzu, geben Sie die Anzahl der Tiere ein, die getestet werden sollen, und klicken Sie auf OK. Warten Sie, bis die Liste der Tiere angezeigt wird, und fügen Sie Tier-IDs und Behandlungen für jede Ratte hinzu.HINWEIS: Eine Statusliste , die neben der Tier-ID angezeigt wird, wird zu Beginn der Studie auf Normal gesetzt. Tiere können später aus dem Testplan entfernt werden, indem sie ihren Status entweder in ” Zurückgezogen ” oder ” Gelöscht” ändern. Speichern Sie das Protokoll, indem Sie auf Protokollmenü | Speichern Sie das Protokoll oben im Bereich Protokoll . Geben Sie den Dateinamen und das Kennwort der Software (ANY-maze) ein und klicken Sie auf Speichern.HINWEIS: Gespeicherte Protokolle können für neue Experimente wiederverwendet werden. Speichern Sie die Testdatei, indem Sie auf Datei | Speichern, geben Sie das Softwarekennwort ein und klicken Sie auf Speichern. 4. Schulungen und Baseline-Tests HINWEIS: Bringen Sie Ratten mindestens 15 Minuten vor dem Test in den Raum, wenn sich der Verhaltenstestraum in derselben Tierhaltung befindet. Wenn sie in einen Testraum außerhalb der Tierhaltung transportiert werden, geben Sie den Ratten 1 Stunde, um sich an den Raum zu gewöhnen. Vor den Baseline-Aufnahmen trainieren Sie die Ratten in den OPADs für 2 Wochen (5 Tage / Woche, 10 Minuten / Tag), um ihre Gesichter gegen die Metallstachelstäbe zu drücken, um die Milchlösung zu erhalten.HINWEIS: Ein repräsentatives Bild von Stachelstäben und einer Ratte, die den Test durchführt, ist in Abbildung 2 dargestellt. Richten Sie die OPAD-Ausrüstung ein. Schalten Sie die Käfige mit dem Schalter an der Vorderseite ein. Achten Sie auf das grüne Licht am Käfig, was bedeutet, dass der Käfig zum Testen bereit ist. Doppelklicken Sie auf die gespeicherte Testdatei, um sie zu öffnen. Geben Sie das Kennwort ein. Klicken Sie auf Anmelden oder drücken Sie die Eingabetaste. Warten Sie, bis das Menü Tests angezeigt wird. Notieren Sie sich auf der linken Seite des Bildschirms die Anzahl der Tiere und den entsprechenden Käfig (z. B. Tier 1 wird in Käfig 1 getestet), die Etappe, die an diesem Tag ausgeführt wird, und den Teststatus (“bereit”). Beobachten Sie auf der rechten Seite des Bildschirms das Diagramm jedes Tieres, das die Anzahl der Lecks und Kontakte anzeigt. Beobachten Sie den Bildschirm der Käfige, auf dem die ID des zu testenden Tieres angezeigt wird. Setzen Sie jede Ratte in den entsprechenden Käfig und drücken Sie zweimal den Knopf am Käfig. Beachten Sie, dass das grüne Licht zu einem orangefarbenen Licht wird, sobald der Test beginnt, und ein Warnton ertönt, wenn die Testsitzung beendet ist. Legen Sie in den ersten 2 Trainingstagen Milchflaschen vollständig in den Käfig, damit die Ratten Milch trinken können, ohne den Reiz zu kontaktieren. An den Trainingstagen 3-8, sobald die Tiere anfangen zu trinken, bewegen Sie die Flaschen schrittweise nach hinten, um die Ratten zu ermutigen, ihre Gesichter gegen die Stachelstäbe zu drücken. An den Trainingstagen 9-10, sobald die Tiere vollständig gegen die Stachelstäbe drücken und die Leckzahlen konsistent sind (mindestens 500 Lecks während der 10-minütigen Testsitzungen), notieren Sie sich den Standort der Milchflasche für jedes Tier und verwenden Sie diesen Abstand für Baseline-Aufnahmen. Sammeln Sie nach 2 Wochen Training Daten aus der angegebenen Milchflaschendistanz für 5 Tage als Ausgangswert (10 min/Tag). 5. Induktion orofazialer neuropathischer Schmerzen und Beurteilung der mechanischen Überempfindlichkeit HINWEIS: Nach Baseline-Messungen wurden Ratten einer CCI-ION-Operation unterzogen, bei der die bilaterale Ligatur des ION wie zuvor beschrieben20 beinhaltete. Kontrollratten hatten eine Scheinoperation. Bei dem Eingriff wurde keine prä- oder postoperative Analgesie angewendet, da sie den zeitlichen Verlauf der Neuropathie verändern kann. ACHTUNG: Abfallisofluran muss durch Holzkohlekanister gespült werden. Skalpellklingen und -nadeln müssen in biologisch gefährlichen Abfällen entsorgt werden. Betäuben Sie die Ratte in der Induktionskammer mit einer Mischung ausO2 (1 L / min) und 4% Isofluran und halten Sie den Anästhesiezustand mit einem speziellen Nasenkegel für die Dauer der Operation aufrecht. Legen Sie die betäubte Ratte auf eine chirurgische Werkbank und halten Sie sie zurück. Halten Sie die Körpertemperatur mit einem Heizkissen auf 37 °C. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern. Überprüfen Sie die Anästhesietiefe, indem Sie den Zeh einklemmen und den Eingriff starten, wenn der Zehenentzugsreflex nicht mehr beobachtet wird. Führen Sie den chirurgischen Eingriff unter einem Stereomikroskop durch. Öffnen Sie den Mund mit Retraktoren und ziehen Sie die Lippe mit einem kleinen Clip zurück. Machen Sie einen kleinen Schnitt zwischen Rückenzahnfleisch und Lippe mit einer Skalpellklinge (#15). Schneiden Sie Weichgewebe vorsichtig mit der Spitze der Skalpellklinge ab, um einen Zweig des ION freizulegen. Legen Sie zwei chromische Darmligaturen (# 5-0) mit einer stumpfen, gebogenen Spritzennadel um das ION. Verschließen Sie die Wunde mit Gewebekleber. Für die Scheinoperation belichten Sie das ION mit dem gleichen Verfahren, aber ligieren Sie den Nerv nicht. Stellen Sie nach der Operation 2 Tage lang milchweiches Nagetierfutter bereit, um das Essen zu fördern und Austrocknung zu verhindern. Testen Sie die Ratten in der OPAD am Tag nach der Operation an 3 aufeinanderfolgenden Tagen und dann 3 Tage / Woche (z. B. jeden Dienstag, Donnerstag und Freitag) für die folgenden Wochen, bis die Leckzahlen ihre Ausgangswerte erreichen.HINWEIS: Die Dauer der CCI-ION-induzierten mechanischen Empfindlichkeit kann vom Geschlecht, der Belastung des verwendeten Nagetiers und der Leistung des Experimentators abhängen. Daher ist es möglicherweise nicht genau, eine bestimmte Dauer für Tierversuche anzugeben. Daher ist das Testen, bis die Leckzahlen die Ausgangswerte erreichen, genauer. 6. Bereinigen des Geräts Wenn der Test abgeschlossen ist, beenden Sie die Software, indem Sie auf das x-Symbol in der oberen rechten Ecke klicken und warten, bis die Daten automatisch gespeichert werden. Schalten Sie die Käfige mit dem Schalter an der Vorderseite aus. Ziehen Sie die Drähte von den Metallrosten ab. Entfernen und waschen Sie die Milchtropfschalen, Plexiglaskäfige, Metallbodenroste und Flaschenhalter mit Spülmittel. Stellen Sie alles auf den Wäscheständer. Wischen Sie die Metallstachelstangen, das Testgerät und die Laborbänke mit 70% Isopropylalkohol ab.HINWEIS: Die Instrumente müssen mit Vorsicht behandelt werden. Verwenden Sie weiche Bürsten, während Sie die Milchflaschen reinigen und Schläuche lecken. Verschmutzte Geräte können zu Bakterienansammlungen führen. 7. Datenanalyse Doppelklicken Sie auf die Testdatei, um sie zu öffnen. Klicken Sie auf das Menü Ergebnisse . Wählen Sie aus, welche Maßnahmen (z. B. lecken, Kontakt) oder Testtage angezeigt werden sollen. Klicken Sie oben im Ergebnisbedienfeld auf Text, Grafik oder Statistik, um einen Text, ein Diagramm oder einen statistischen Analysebericht anzuzeigen. Um die Rohdaten anzuzeigen, klicken Sie auf das Menü Daten . Klicken Sie oben im Datenbedienfeld auf Speichern , um die Daten als Tabelle zu speichern, oder klicken Sie auf Senden , um sie per E-Mail zu empfangen. Um weitere anzuzeigende Variablen zu ändern oder hinzuzufügen, klicken Sie auf Daten auswählen, wählen Sie die Kennzahlen aus und klicken Sie auf Tabelle anzeigen. Statistische AnalyseLeiten Sie automatisch die Anzahl der Licks und Kontakte und die Latenz bis zum ersten Lick aus der Software ab und exportieren Sie die Daten aus der Software in eine Tabelle. Berechnen Sie das L/F-Verhältnis als Index der Überempfindlichkeit, indem Sie die Anzahl der Lecks durch die Anzahl der Kontakte21,22,23 dividieren.HINWEIS: In dieser Studie wurde eine der Ratten in der Scheingruppe aufgrund niedriger Leckzahlen (<500 Lecks) vor der Operation von der Studie ausgeschlossen. Analysieren Sie die statistische Signifikanz der Unterschiede zwischen L / F, die Anzahl der Lecks und die Kontakte und die Latenz bis zum ersten Leck über eine ANOVA mit zweiseitigen wiederholten Messungen, gefolgt von Dunnetts Mehrfachvergleichen oder Šídáks Mehrfachvergleichstests, wo dies angemessen ist.ANMERKUNG: P < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen. Die Daten wurden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) dargestellt.

Representative Results

Ein Beispiel für das Lecken einer einzelnen Ratte auf der Belohnungsflasche und den Kontakt mit den Metallstachelstäben zu Studienbeginn und 2 Wochen, 4 Wochen und 6 Wochen nach der Operation ist in Abbildung 3 dargestellt. Während der nicht schädlichen Perioden haben Ratten im Allgemeinen lange Trinksitzungen (z. B. zu Studienbeginn und Erholung nach CCI-ION: Woche 6 im Bild), und nach CCI-ION nehmen die Leckzahlen ab, da sie den Gesichtskontakt mit den Stachelstäben nicht über einen längeren Zeitraum aufrechterhalten können (Abbildung 3A), ohne signifikante Veränderungen in den Trinkzeiten in der Scheingruppe (Abbildung 3B). Ratten mit CCI-ION hatten eine signifikante Abnahme der Anzahl der Lecks bis 4 Wochen nach der Operation und eine Erhöhung der Latenz bis zum ersten Lecken in der Operationswoche (Woche 0) und 1 Woche nach der Operation im Vergleich zum Ausgangswert. In der Scheingruppe gab es keine signifikante Veränderung (Abbildung 4A,B). CCI-ION führte zu einer Verringerung der Anzahl der Kontakte, aber dieser Unterschied war nicht signifikant (Abbildung 4C). CCI-ION verursachte auch eine signifikante Abnahme der L/F, und die Abnahme für die CCI-ION-Gruppe war größer als die Abnahme für die Scheingruppe (Abbildung 4D). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass Ratten nach CCI-ION weniger Belohnungsmilchtrinkverhalten zeigen, und es dauert eine Weile, bis sie das erste Lecken machen, was auf ein nocifensives Verhalten hinweist. CCI-ION hat jedoch keinen Einfluss auf ihren Wunsch, die Milch zu erreichen. Darüber hinaus weist die Abnahme von L/F von Ratten mit CCI-ION auf eine mechanische Überempfindlichkeit hin, da L/F bei nicht schmerzhaften Zuständen höher ist. Abbildung 1: Schematische Darstellung des Studiendesigns. Abkürzungen: OPAD = orofaziales Schmerzbeurteilungsgerät; CCI-ION = chronische Verengungsverletzung der infraorbitalen Nerven. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Abbildung 2: Repräsentatives Bild von Stachelstäben und einer Ratte, die den Test durchführt. Spiked Bars sind aus Edelstahl Metall gefertigt. Die Länge der gesamten Stange beträgt 7 cm. Die Höhe der Spikes beträgt 0,3 cm. Der Abstand zwischen den Spikes beträgt 0,5 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Abbildung 3: Repräsentative Kontaktversuche und Leckdaten einer einzelnen CCI-ION- und scheinoperierten Ratte während der standardmäßigen 10-minütigen Testsitzung zu Studienbeginn und 2 Wochen, 4 Wochen und 6 Wochen nach der Operation. Abkürzungen: CCI-ION = chronische Verengungsverletzung der infraorbitalen Nerven; AS = nach der Operation. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Abbildung 4: Entwicklung einer mechanischen Überempfindlichkeit nach CCI-ION bei Sprague-Dawley-Ratten. (A) Ratten mit CCI-ION (n = 8) hatten eine signifikante Abnahme der Leckzahlen bis 4 Wochen nach der Operation und (B) eine Erhöhung der Latenz bis zum ersten Lecken in der Operationswoche (Woche 0) und 1 Woche nach der Operation (**p < 0,01, *p < 0,05: nach Operationswochen vs. Ausgangswert. #p < 0,05: CCI-ION vs. Schein). Es gab keine signifikante Abnahme in der Scheingruppe (n = 7, p > 0,05). (C) CCI-ION oder Scheinchirurgie führten zu keiner signifikanten Veränderung der Anzahl der Kontakte. (D) Ratten mit CCI-ION zeigten eine signifikante Abnahme der L/F in der Operationswoche und 3 Wochen danach und zeigten einen abnehmenden Trend 2 Wochen nach der Operation. Im Vergleich zu den Schein-Ratten war diese Abnahme bei CCI-ION-Ratten signifikant höher und begann 1 Woche nach der Operation und hielt bis 3 Wochen nach der Operation an. Es gab keinen signifikanten Unterschied in der Scheingruppe (**p < 0,01, *p < 0,05: nach Operationswochen vs. Ausgangswert. # p < 0,05: CCI-ION vs. Schein). In den Diagrammen stellt die rote Linie die CCI-ION-Gruppe und die blaue Linie die Scheingruppe dar. Die Daten werden als Mittelwert ± REM dargestellt. Signifikante Unterschiede wurden durch Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen analysiert, gefolgt von Šídáks oder Dunnetts multiplen Vergleichstests. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Discussion

Schmerzen, die durch harmlose mechanische Stimulation des Gesichts und der intraoralen Schleimhaut ausgelöst werden, sind ein herausragendes Merkmal orofazialer Schmerzzustände, einschließlich Trigeminusneuralgie und Kiefergelenkserkrankungen24,25. Obwohl trigeminale neuropathische Schmerzen klinisch gut beschrieben sind, ist die Beurteilung neuropathischen nozizeptiven Verhaltens bei Nagetieren eine Herausforderung. Schmerztests zur Messung reflexiven Verhaltens sind die am häufigsten verwendeten Methoden in der präklinischen Schmerzforschung. Die Prüfung von apparaturbedingtem Stress, die Unfähigkeit, den affektiven Zustand zu beurteilen, und die Verzerrung des Experimentators geben jedoch Anlass zu Bedenken hinsichtlich der Nützlichkeit und Gültigkeit von Reflexassays26.

Diese Studie führt die Bewertung der mechanischen Empfindlichkeit in der orofazialen Region von Ratten ein und zeigt ihre Empfindlichkeit gegenüber CCI-ION unter Verwendung eines operanten Schmerzassays. Das gleiche operante System kann auch verwendet werden, um die mechanische Empfindlichkeit von Mäusen zu testen. Es sollte beachtet werden, dass Maus- und Rattenstämme unterschiedliche Reaktionen auf CCI-ION aufweisen können und daher die mechanische Überempfindlichkeit unterschiedlich sein kann. Basierend auf unserer Erfahrung entwickeln Sprague-Dawley-Ratten typischerweise 2 Wochen nach CCI-ION eine stabile mechanische Überempfindlichkeit, sie beginnen sich 4 Wochen nach CCI-ION zu erholen und nach 6 Wochen CCI-ION sehen wir eine Erholung von der Operation.

In diesem Protokoll wurde die mechanische Überempfindlichkeit quantifiziert, indem die Anzahl der Lecks und die Kontakte, L / F und die Latenz bis zum ersten Leck gemessen wurden. Die Daten zeigten, dass CCI-ION zu einer Abnahme der L/F und der Anzahl der Leckreaktionen und einer Erhöhung der Latenz bis zur ersten Leckreaktion führte, was darauf hindeutet, dass die Tiere aufgrund einer erhöhten orofazialen Schmerzempfindlichkeit nicht bereit waren, ihre Gesichter gegen Stachelstäbe zu drücken.

OPAD ist ein Belohnungskonflikt-Assay, bei dem Tiere nozizeptive Reize ertragen müssen, um Zugang zu einer schmackhaften Belohnung zu erhalten. Das Leckverhalten im Assay könnte durch appetitives Verhalten beeinflusst werden. Darüber hinaus verwendeten wir in dieser Studie Ratten, die Gesichtsbehaarung hatten. Basierend auf früheren Erfahrungen mit operanten Schmerztests sind haarlose Stämme bei Nagetieren besser geeignet, Gesichtskontakte zu erkennen16; Zum Zeitpunkt der Veröffentlichung waren haarlose Rattenstämme jedoch nicht mehr im Handel erhältlich. Dies kann als Einschränkung der Studie angesehen werden. Da wir auch nur weibliche Sprague-Dawley-Ratten verwendet haben, sollten geschlechts- und stammbedingte Unterschiede in den Schmerzreaktionen erwartet werden.

Es gibt auch einige kritische Schritte, um optimale Ergebnisse mit dem Assay sicherzustellen. Genaue Leck- und Kontaktdaten müssen in der referenzierten Software als durchgehende rote bzw. weiße Blöcke angezeigt werden (siehe Abbildung 3). Der Abstand zwischen den Spikes und der Milchflasche ist entscheidend für den Erfolg des Experiments. Wenn die Spitze der Milchflasche zu weit vorne ist, kommt das Tier nicht mit den Stacheln in Kontakt, und die Software registriert Kontakte oder Lecknummern nicht korrekt. Umgekehrt, wenn die Milchflasche zu weit hinten ist, werden Kontakte registriert, aber das Tier kann die Milch nicht erreichen. Während des Trainings können Leckdaten als durchgehende weiße Blöcke erscheinen, da die Spitze der Milchflasche zu weit vorne ist. Es verwandelt sich in rote feste Blöcke, sobald die Milchflasche nach hinten geschoben wird. Aus irgendeinem Grund, wenn Leckdaten als weiße Blöcke aus der Entfernung erscheinen, die bemerkt wurde, kann es hilfreich sein, die Flasche ein wenig zu drücken und den Milchhalter leicht nach unten / oben zu bewegen.

Einige Punkte können auch als Einschränkungen des hier beschriebenen orofazialen operanten Schmerzsystems betrachtet werden. Das Training der Nagetiere ist notwendig und dauert Wochen. Vor jeder Testsitzung ist eine Nahrungsbeschränkung bei Mäusen erforderlich, nicht jedoch bei Ratten. Es wurde gezeigt, dass ungenüchterte Mäuse im Vergleich zu nüchternen Mäusen niedrige und inkonsistente Leckzahlen aufweisen27. Da das OPAD-System ein Belohnungskonfliktmodell ist, kann es durch das appetitive Verhalten der Tiere oder durch ein Medikament, das den Appetit beeinflusst, beeinflusst werden. Mehrere Geräte sind auch vorteilhaft, um die Gesamtzeit für die Tierversuche zu reduzieren, was die Kosten erhöhen könnte. Orofaziale operante Schmerztests sind jedoch immer noch vorteilhaft gegenüber herkömmlichen reflexbasierten Assays, da sie die gleichzeitige Untersuchung mehrerer Tiere ermöglichen und die Interaktion zwischen Tier und Experimentator einschränken.

Die operante Konditionierung während Schmerzzuständen verändert das Verhalten von Mensch und Tier entsprechend ihren Konsequenzen28. Die Verwendung eines Belohnungskonfliktmodells ist daher vorteilhaft für die Bewertung von Schmerzzuständen, da es den Tieren ermöglicht, operante Reaktionen durchzuführen. Dies ist klinisch relevanter, da die Merkmale operanter Verhaltensweisen Absicht, Motivation und typischerweise kortikale Verarbeitung beinhalten29. Da sich Tiere freiwillig der Belohnungsflasche nähern und sich jederzeit frei von den Stachelstäben zurückziehen können, integriert dies höhere Zentren des Gehirns und ermöglicht die Beurteilung der affektiv-motivationalen Zustände im Zusammenhang mit Schmerz10. Daher liefern operante Schmerzassays überlegene Daten bei der Beurteilung von Schmerzen und Analgetika in vivo. Sie helfen auch, die nozizeptiven Prozesse im Trigeminussystem zu verstehen und tragen so zur Weiterentwicklung des orofazialen Schmerzfeldes bei.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Studie wird von der Facial Pain Research Foundation finanziert.

Materials

ANY-maze Video Tracking Software Stoelting 60000
Bottle cleaning brushes ANY ANY Different size brushes for bottles and tubes
Chromic gut suture size 5-0 Ethicon 687-G
Dish soap ANY ANY Liquid
Dish sponge ANY ANY
GraphPad Prism version 9.3.1  GraphPad Software, San Diego, CA
Hotplate magnetic stirrer Benchmark Scientific H4000-HS
Isoflurane Patterson Veterinary 07-893-8440 Pivetal
Isopropyl alcohol Fisher Scientific 60-001-56
Ophthalmic ointment Dechra Puralube Vet Ointment, petrolatum ophthalmic ointment
Operant Pain Assessment Device (OPAD) System Stoelting 67500
Oxygen tank Medical
Paper towel ANY ANY
Plastic food wrap ANY ANY
Polygon stir bars Fisher Scientific 14-512-124
Reusable glass Berzelius beakers (1 L) Fisher Scientific FB1021000
Scalpel blade #15 FST 10015-00
Small animal anesthesia system VetFlo VetFlo-1205S
Spoon ANY ANY
Sprague-Dawley rats, female Charles River Laboratories,  USA
Stereo boom microscope Omano OM2300S-GX4
Sweetened condensed milk Borden  Eagle Brand
Tissue adhesive 3M Vetbond 1469SB
Water circulating heating pad and pump Gaymar Model TP-500
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Dahlhamer, J., et al. Prevalence of chronic pain and high-impact chronic pain among adults – United States, 2016. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (36), 1001-1006 (2018).
  2. Ab del Shaheed, C., Maher, C. G., Williams, K. A., Day, R., McLachlan, A. J. Efficacy, tolerability, and dose-dependent effects of opioid analgesics for low back pain: A systematic review and meta-analysis. JAMA Internal Medicine. 176 (7), 958-968 (2016).
  3. Chou, R., et al. The effectiveness and risks of long-term opioid therapy for chronic pain: A systematic review for a National Institutes of Health Pathways to Prevention Workshop. Annals of Internal Medicine. 162 (4), 276-286 (2015).
  4. Vowles, K. E., et al. Rates of opioid misuse, abuse, and addiction in chronic pain: A systematic review and data synthesis. Pain. 156 (4), 569-576 (2015).
  5. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neuroscience. 211, 39-50 (2012).
  6. Bove, G. Mechanical sensory threshold testing using nylon monofilaments: The pain field’s "tin standard&#34. Pain. 124 (1-2), 13-17 (2006).
  7. Negus, S. S. Core outcome measures in preclinical assessment of candidate analgesics. Pharmacological Reviews. 71 (2), 225-266 (2019).
  8. Vierck, C. J., Hansson, P. T., Yezierski, R. P. Clinical and pre-clinical pain assessment: Are we measuring the same thing. Pain. 135 (1-2), 7-10 (2008).
  9. Anderson, E. M., et al. Use of the Operant Orofacial Pain Assessment Device (OPAD) to measure changes in nociceptive behavior. Journal of Visualized Experiments. (76), e50336 (2013).
  10. Murphy, N. P., Mills, R. H., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Operant assays for assessing pain in preclinical rodent models: Highlights from an orofacial assay. Current Topics in Behavioral Neurosciences. 20, 121-145 (2014).
  11. Neubert, J. K., et al. Use of a novel thermal operant behavioral assay for characterization of orofacial pain sensitivity. Pain. 116 (3), 386-395 (2005).
  12. Neubert, J. K., Rossi, H. L., Malphurs, W., Vierck, C. J., Caudle, R. M. Differentiation between capsaicin-induced allodynia and hyperalgesia using a thermal operant assay. Behavioural Brain Research. 170 (2), 308-315 (2006).
  13. Kumada, A., et al. Intradermal injection of Botulinum toxin type A alleviates infraorbital nerve constriction-induced thermal hyperalgesia in an operant assay. Journal of Oral Rehabilitation. 39 (1), 63-72 (2012).
  14. Ma, F., Zhang, L., Lyons, D., Westlund, K. N. Orofacial neuropathic pain mouse model induced by Trigeminal Inflammatory Compression (TIC) of the infraorbital nerve. Molecular Brain. 5, 44 (2012).
  15. Deseure, K., Hans, G. H. Chronic constriction injury of the rat’s infraorbital nerve (IoN-CCI) to study trigeminal neuropathic pain. Journal of Visualized Experiments. (103), e53167 (2015).
  16. Rohrs, E. L., et al. A novel operant-based behavioral assay of mechanical allodynia in the orofacial region of rats. Journal of Neuroscience Methods. 248, 1-6 (2015).
  17. Cha, M., Kohan, K. J., Zuo, X., Ling, J. X., Gu, J. G. Assessment of chronic trigeminal neuropathic pain by the orofacial operant test in rats. Behavioural Brain Research. 234 (1), 82-90 (2012).
  18. Zuo, X., Ling, J. X., Xu, G. Y., Gu, J. G. Operant behavioral responses to orofacial cold stimuli in rats with chronic constrictive trigeminal nerve injury: Effects of menthol and capsazepine. Molecular Pain. 9, 28 (2013).
  19. Nolan, T. A., Hester, J., Bokrand-Donatelli, Y., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Adaptation of a novel operant orofacial testing system to characterize both mechanical and thermal pain. Behavioural Brain Research. 217 (2), 477-480 (2011).
  20. Rossi, H. L., et al. Characterization of bilateral trigeminal constriction injury using an operant facial pain assay. Neuroscience. 224, 294-306 (2012).
  21. Ramirez, H. E., et al. Assessment of an orofacial operant pain assay as a preclinical tool for evaluating analgesic efficacy in rodents. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 426-432 (2015).
  22. Rossi, H. L., Vierck, C. J., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Characterization of cold sensitivity and thermal preference using an operant orofacial assay. Molecular Pain. 2, 37 (2006).
  23. Sapio, M. R., et al. Pain control through selective chemo-axotomy of centrally projecting TRPV1+ sensory neurons. Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1657-1670 (2018).
  24. Lambru, G., Zakrzewska, J., Matharu, M. Trigeminal neuralgia: A practical guide. Practical Neurology. 21 (5), 392-402 (2021).
  25. Doshi, T. L., Nixdorf, D. R., Campbell, C. M., Raja, S. N. Biomarkers in temporomandibular disorder and trigeminal neuralgia: A conceptual framework for understanding chronic pain. Canadian Journal of Pain. 4 (1), 1-18 (2020).
  26. Sadler, K. E., Mogil, J. S., Stucky, C. L. Innovations and advances in modelling and measuring pain in animals. Nature Reviews Neuroscience. 23 (2), 70-85 (2022).
  27. Neubert, J. K., et al. Characterization of mouse orofacial pain and the effects of lesioning TRPV1-expressing neurons on operant behavior. Molecular Pain. 4, 43 (2008).
  28. Vlaeyen, J. W. S. Learning to predict and control harmful events: Chronic pain and conditioning. Pain. 156, 86-93 (2015).
  29. Vierck, C. J., Campbell, J. C., et al. Animal studies of pain: Lessons for drug development. Emerging Strategies for the Treatment of Neuropathic Pain. , 475-495 (2006).

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Donertas-Ayaz, B., Brice-Tutt, A. C., Malphurs, W. L., Montgomery, D., Mills, R. H., Neubert, J. K., Caudle, R. M. Assessment of Nerve Injury-Induced Mechanical Hypersensitivity in Rats Using an Orofacial Operant Pain Assay. J. Vis. Exp. (185), e64221, doi:10.3791/64221 (2022).
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