Summary

若年成人および高齢スナネズミ蝸牛におけるリボンシナプスの免疫標識および計数

Published: April 21, 2022
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Summary

求心性シナプス構造および有毛細胞を免疫標識し、加齢組織における自己蛍光を消光し、蝸牛の長さを解剖および推定し、共焦点イメージングで得られた画像スタック中のシナプスを定量することによって、若年成人および加齢スナネズミ蝸牛を処理するためのプロトコールが提示される。

Abstract

内有毛細胞と求心性聴覚神経線維をつなぐリボンシナプスの喪失は、加齢性難聴の原因の一つと考えられています。リボンシナプスの喪失を検出する最も一般的な方法は、個々の蝸牛のいくつかの鼻トピック位置からの定量的サンプリングを可能にするため、免疫標識である。しかし、関心のある構造は骨の蝸牛の奥深くに埋もれています。スナネズミは加齢性難聴の動物モデルとして使用されています。ここでは、固定、スナネズミ蝸牛全体マウントの免疫標識、共焦点画像化、およびリボンシナプス数および体積の定量化のための日常的なプロトコールが記載されている。さらに、貴重な高齢の個人から良好な材料を得ることに関連する特定の課題が強調される。

スナネズミは安楽死させられ、心臓血管に灌流されるか、鼓膜水疱が頭蓋骨から慎重に解剖されます。蝸牛は頂点と基部で開き、固定液に直接移されます。最初の方法に関係なく、蝸牛は後固定され、続いて脱灰される。次いで、組織は、シナプス前およびシナプス後構造および有毛細胞に対する一次抗体で標識される。次に、蝸牛を、それぞれの一次抗体に対して特異的な二次蛍光タグ付き抗体と共にインキュベートする。その後、老化したスナネズミの蝸牛を自己蛍光消光剤で処理して、高齢動物の組織の典型的に実質的なバックグラウンド蛍光を減少させる。

最後に、蝸牛を6〜11個のセグメントに解剖する。蝸牛全体の長さは、特定の蝸牛の位置が個人間で確実に決定されるように再構築される。連続して取得される共焦点画像スタックは、選択された位置の有毛細胞およびシナプスを視覚化するのに役立つ。共焦点スタックは畳み取り解除され、シナプスはImageJを使用して手動でカウントされるか、またはシナプス構造のより広範な定量化がMatlabでカスタム記述された画像解析手順で実行されます。

Introduction

加齢性難聴は、65歳以上の世界人口の3分の1以上が罹患する世界で最も普及している疾患の1つです1。根本的な原因はまだ議論中であり、積極的に調査中ですが、内部有毛細胞(IHC)と求心性聴覚神経線維2をつなぐ特殊なシナプスの喪失が含まれる可能性があります。これらのリボンシナプスは、神経伝達物質グルタミン酸で満たされた小胞がそれにつながれたシナプス前構造、ならびにシナプス後α-アミノ-3-ヒドロキシ-5-メチル-4-イソオキサゾールプロピオン酸(AMPA)グルタミン酸受容体3,4,5を含む。スナネズミでは、〜20個の求心性聴覚神経線維が1つのIHC678に接触する。モディオラスに面したIHC上の線維は大きなシナプスリボンに対向し、IHCの柱側で接続する線維は小さなシナプスリボンに対向している(すなわち、ネ9、スナネズミ7、モルモット10、およびマウス3、11、12、1314)。さらに、スナネズミでは、シナプス前リボンおよびシナプス後グルタミン酸パッチのサイズは正の相関がある7,14。IHCのモディオラー側の大きなリボンに対向する繊維は口径が小さく、自発速度が低く、閾値が高い15。低自発速度繊維は、IHCs15の柱側に位置する高自発的低閾値繊維よりも、騒音曝露10および耳毒性薬物16に対してより脆弱であるという証拠がある。

リボンシナプスの喪失は、蝸牛神経加齢性難聴における最も初期の変性事象であるが、螺旋状神経節細胞およびその求心性聴覚神経線維の喪失は17,18に遅れをとっている。電気生理学的相関は、聴覚脳幹応答17および化合物活動電位8の記録を含み;しかし、これらはシナプス損失の微妙さを反映していない、なぜなら低い自発速度繊維はこれらの尺度に寄与しないからである16。より有望な電気生理学的測定基準は、質量電位誘導神経指数19および刺激周囲時間応答20である。しかしながら、これらは、動物が聴覚神経線維喪失を超えて、残りの聴覚神経線維8の活動に影響を及ぼす他の蝸牛病理を有していない場合にのみ信頼できる。さらに、スナネズミにおける行動学的に評価された閾値は、シナプス数21と相関していなかった。したがって、生存しているリボンシナプスの信頼できる定量化、したがって、機能的な聴覚神経線維の数は、蝸牛組織の直接検査によってのみ可能である。

モンゴルのスナネズミ(Meriones unguiculatus)は、加齢性難聴を研究するのに適した動物モデルです。それは短い寿命を有し、ヒトに似た低周波聴力を有し、維持が容易であり、加齢性難聴に関連するヒト病理との類似性を示す2,22,23,24。スナネズミは、生後36ヶ月に達すると老化したとみなされ、平均寿命の終わり近くになります22。重要なことに、リボンシナプスの加齢に伴う喪失は、静かな環境で飼育され老化したスナネズミで実証されている8,21

ここでは、若年成人から加齢までの異なる年齢のスナネズミからの蝸牛を免疫標識、解剖、および分析するためのプロトコールが提示される。シナプス前部(CtBP2)、シナプス後グルタミン酸受容体パッチ(GluA2)、およびIHC(myoVIIa)の成分に対する抗体が使用される。老化した蝸牛のバックグラウンドを減少させ、蛍光シグナルをそのまま残す自己蛍光消光剤が適用されます。また、感覚上皮と線条体血管の両方を調べるために蝸牛を解剖する方法について説明する。蝸牛の長さは、特定の最良の周波数25に対応する別個の蝸牛位置の選択を可能にするために測定される。シナプス数の定量化は、自由に入手可能なソフトウェアImageJ26を用いて行われる。個々のHC内のシナプスボリュームと位置の追加定量化は、Matlabで書かれたソフトウェアカスタムで実行されます。このソフトウェアは、著者が専門的なドキュメントとサポートを提供するためのリソースが不足しているため、一般に公開されていません。

Protocol

すべてのプロトコルと手順は、ドイツのニーダーザクセン州の関連当局によって承認され、許可番号AZ 33.19-42502-04-15/1828および33.19-42502-04-15/1990で承認されました。このプロトコルは、両性のモンゴルスナネズミ(M. unguiculatus)のためのものです。ヤングアダルトは3〜12ヶ月齢を指し、スナネズミは36ヶ月以上で老化していると考えられています。特に明記されていない場合、緩衝液および?…

Representative Results

蝸牛は、動物全体の固定液による心血管灌流後に採取するか、または動物を安楽死させて浸漬固定した後に急速に解剖した。後者の方法では、IHCは解剖中に所定の位置にとどまり、一方、灌流が失敗し、したがって組織が十分に固定されていない場合、感覚上皮はしばしば破壊された。著者らは、経心経脈灌流後の蝸牛の固定が不十分である一方で、脳の固定がまだ十分であった症例に遭遇?…

Discussion

このプロトコールに概説されている方法を用いると、若年成人および高齢のスナネズミ由来の蝸牛におけるIHCおよびシナプス構造を免疫標識し、シナプス前およびシナプス後要素の共局在化によって推定された機能的シナプスを同定し、それらを個々のIHCに割り当て、それらの数、体積、および位置を定量することができる。このアプローチで用いた抗体はまた、外側有毛細胞(OHC;myoVIIa)およ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、Lichun Zhangがイメージング施設の使用のために、この方法とOldenburgのCarl von Ossietzky University of Oldenburgの蛍光顕微鏡サービスユニットの確立を支援したことを認めている。この研究は、ドイツの卓越性戦略-EXC 2177/1の下でドイツ研究財団(DFG、ドイツ研究財団)によって資金提供されました。

Materials

Albumin Fraction V biotin-free Carl Roth 0163.2
anti-CtBP2 (IgG1 monoclonal mouse) BD Biosciences, Eysins 612044
anti-GluA2 (IgG2a monoclonal mouse) Millipore MAB39
anti-mouse (IgG1)-AF 488 Molecular Probes Inc. A21121
anti-MyosinVIIa (IgG polyclonal rabbit) Proteus Biosciences 25e6790
Blade Holder & Breaker – Flat Jaws Fine Science Tools 10052-11
Bonn Artery Scissors – Ball Tip Fine Science Tools 14086-09
Coverslip thickness 1.5H, 24 x 60 mm Carl Roth LH26.1
Disposable Surgical Blade Henry Schein 0473
donkey anti-rabbit (IgG)-AF647 Life Technologies-Molecular Probes A-31573
Dumont #5 – Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Ethanol, absolute 99.8% Fisher Scientific 12468750
Ethylenediaminetetraacetic acid Carl Roth 8040.2
Excel Microsoft Corporation
Feather Double Edge Blade PLANO 112-9
G19 Cannula Henry Schein 9003633
goat anti-mouse (IgG2a)-AF568 Invitrogen A-21134
Heparin Ratiopharm N68542.04
Huygens Essentials Scientific Volume Imaging
ImageJ Fiji
Immersol, Immersion oil 518F Carl Zeiss 10539438
Intrafix Primeline Classic, 150 cm (mit Datamatrix Code auf der Sterilverpackung) Braun 4062957E
ISM596D Ismatec peristaltic pump
KL 1600 LED Schott 150.600 light source for stereomicroscope
Leica Application suite X Leica Microsystem CMS GmbH
Leica TCS SP8 system Leica Microsystem CMS GmbH
Matlab The Mathworks Inc.
Mayo Scissors Tungston Carbide ToghCut Fine Science Tools 14512-17
Mini-100 Orbital-Genie Scientific Industries SI-M100 for use in cold environment
Narcoren (pentobarbital) Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH
Nikon Eclipse Ni-Ei Nikon
NIS Elements Nikon Europe B.V.
Paraformaldehyde Carl Roth 0335.3
Petri dish without vents Avantor VWR 390-1375
Phosphate-buffered saline:
Disodium phosphate AppliChem A1046
Monopotassium phosphate Carl Roth 3904.1
Potassium chloride Carl Roth 6781.1
Sodium chloride Sigma Aldrich 31434-M
Screw Cap Containers Sarstedt 75.562.300
Sodium azide Carl Roth K305.1
Student Adson Forceps Fine Science Tools 91106-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Fine Science Tools 91308-12
Superfrost Adhesion Microscope Slides Epredia J1800AMNZ
Triton  X Carl Roth 3051.2
TrueBlack Lipofuscin Autofluorescence Quencher Biotium 23007
Vannas Spring Scissors, 3mm Fine Science Tools 15000-00
Vectashield Antifade Mounting Medium Vector Laboratories H-1000
Vibrax VXR basic IKA 0002819000
VX 7 Dish attachment for Vibrax VXR basic IKA 953300
Wild TYP 355110 (Stereomicroscope) Wild Heerbrugg not available anymore

References

  1. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies [version 1; peer review. F1000Research. 6 (927), (2017).
  2. Heeringa, A. N., Koeppl, C. The aging cochlea: Towards unraveling the functional contributions of strial dysfunction and synaptopathy. Hearing. 376, 111-124 (2019).
  3. Liberman, L. D., Wang, H., Liberman, M. C. Opposing gradients of ribbon size and AMPA receptor expression underlie sensitivity differences among cochlear-nerve/hair-cell synapses. The Journal of Neuroscience. 31 (3), 801-808 (2011).
  4. Khimich, D., et al. Hair cell synaptic ribbons are essential for synchronous auditory signalling. Nature. 434 (7035), 889-894 (2005).
  5. Pangršič, T., et al. Hearing requires otoferlin-dependent efficient replenishment of synaptic vesicles in hair cells. Nature Neuroscience. 13 (7), 869-876 (2010).
  6. Meyer, A. C., et al. Tuning of synapse number, structure and function in the cochlea. Nature Neuroscience. 12 (4), 444-453 (2009).
  7. Zhang, L., Engler, S., Koepcke, L., Steenken, F., Koeppl, C. Concurrent gradients of ribbon volume and AMPA-receptor patch volume in cochlear afferent synapses on gerbil inner hair cells. Hearing Research. 364, 81-89 (2018).
  8. Steenken, F., et al. Age-related decline in cochlear ribbon synapses and its relation to different metrics of auditory-nerve activity. Neurobiology of Aging. 108, 133-145 (2021).
  9. Merchan-Perez, A., Liberman, M. C. Ultrastructural differences among afferent synapses on cochlear hair cells: Correlations with spontaneous discharge rate. Journal of Comparative Neurology. 371 (2), 208-221 (1996).
  10. Furman, A. C., Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Noise-induced cochlear neuropathy is selective for fibers with low spontaneous rates. Journal of Neurophysiology. 110 (3), 577-586 (2013).
  11. Gilels, F., Paquette, S. T., Zhang, J., Rahman, I., White, P. M. Mutation of Foxo3 causes adult onset auditory neuropathy and alters cochlear synapse architecture in mice. The Journal of Neuroscience. 33 (47), 18409-18424 (2013).
  12. Yin, Y., Liberman, L. D., Maison, S. F., Liberman, M. C. Olivocochlear innervation maintains the normal modiolar-pillar and habenular-cuticular gradients in cochlear synaptic morphology. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (4), 571-583 (2014).
  13. Paquette, S. T., Gilels, F., White, P. M. Noise exposure modulates cochlear inner hair cell ribbon volumes, correlating with changes in auditory measures in the FVB/nJ mouse. Scientific Reports. 6 (1), 25056 (2016).
  14. Reijntjes, D. O. J., Köppl, C., Pyott, S. J. Volume gradients in inner hair cell-auditory nerve fiber pre- and postsynaptic proteins differ across mouse strains. Hearing Research. 390, 107933 (2020).
  15. Liberman, M. C. Single-neuron labeling in the cat auditory nerve. Science. 216 (4551), 1239-1241 (1982).
  16. Bourien, J., et al. Contribution of auditory nerve fibers to compound action potential of the auditory nerve. Journal of Neurophysiology. 112 (5), 1025-1039 (2014).
  17. Sergeyenko, Y., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Age-related cochlear synaptopathy: An early-onset contributor to auditory functional decline. The Journal of Neuroscience. 33 (34), 13686-13694 (2013).
  18. Viana, L. M., et al. Cochlear neuropathy in human presbycusis: Confocal analysis of hidden hearing loss in post-mortem tissue. Hearing Research. 327, 78-88 (2015).
  19. Batrel, C., et al. Mass potentials recorded at the round window enable the detection of low spontaneous rate fibers in gerbil auditory nerve. PLoS ONE. 12 (1), 0169890 (2017).
  20. Jeffers, P. W. C., Bourien, J., Diuba, A., Puel, J. -. L., Kujawa, S. G. Noise-induced hearing loss in gerbil: Round window assays of synapse loss. Frontiers in Cellular Neuroscience. 15, 699978 (2021).
  21. Gleich, O., Semmler, P., Strutz, J. Behavioral auditory thresholds and loss of ribbon synapses at inner hair cells in aged gerbils. Experimental Gerontology. 84, 61-70 (2016).
  22. Cheal, M. The gerbil: A unique model for research on aging. Experimental Aging Research. 12 (1), 3-21 (1986).
  23. Gates, G. A., Mills, J. H. Presbycusis. The Lancet. 366 (9491), 1111-1120 (2005).
  24. Ryan, A. F. Hearing sensitivity of the gerbil, Meriones unguiculatis. The Journal of the Acoustical Society of America. 59 (5), 1222-1226 (1976).
  25. Müller, M. The cochlear place-frequency map of the adult and developing gerbil. Hearing Research. 94 (1-2), 148-156 (1996).
  26. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  27. Reijntjes, D. O. J., Breitzler, J. L., Persic, D., Pyott, S. J. Preparation of the intact rodent organ of Corti for RNAscope and immunolabeling, confocal microscopy, and quantitative analysis. STAR Protocols. 2 (2), 100544 (2021).
  28. Hickman, T. T., Hashimoto, K., Liberman, L. D., Liberman, M. C. Synaptic migration and reorganization after noise exposure suggests regeneration in a mature mammalian cochlea. Scientific Reports. 10 (1), 19945 (2020).
  29. Gray, D. A., Woulfe, J. Lipofuscin and aging: a matter of toxic waste. Science of Aging Knowledge Environment: SAGE KE. 2005 (5), 1 (2005).
  30. Li, H. -. S., Hultcrantz, M. Age-related degeneration of the organ of Corti in two genotypes of mice. ORL; Journal for Oto-rhino-laryngology and Its Related Specialties. 56 (2), 61-67 (1994).
  31. Kobrina, A., et al. Linking anatomical and physiological markers of auditory system degeneration with behavioral hearing assessments in a mouse (Mus musculus) model of age-related hearing loss. Neurobiology of Aging. 96, 87-103 (2020).
  32. Moreno-García, A., Kun, A., Calero, O., Medina, M., Calero, M. An overview of the role of lipofuscin in age-related neurodegeneration. Frontiers in Neuroscience. 12, 464 (2018).
  33. Jensen, T., Holten-Rossing, H., Svendsen, I., Jacobsen, C., Vainer, B. Quantitative analysis of myocardial tissue with digital autofluorescence microscopy. Journal of Pathology Informatics. 7, 15 (2016).
  34. Kalluri, R., Monges-Hernandez, M. Spatial gradients in the size of inner hair cell ribbons emerge before the onset of hearing in rats. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (3), 399-413 (2017).
  35. Wu, P. Z., Liberman, L. D., Bennett, K., de Gruttola, V., O’Malley, J. T., Liberman, M. C. Primary neural degeneration in the human cochlea: Evidence for hidden hearing loss in the aging ear. Neuroscience. 407, 8-20 (2019).

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Cite This Article
Steenken, F., Bovee, S., Köppl, C. Immunolabeling and Counting Ribbon Synapses in Young Adult and Aged Gerbil Cochleae. J. Vis. Exp. (182), e63874, doi:10.3791/63874 (2022).

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