Un protocole pour le traitement des cochlées de gerbilles jeunes adultes et âgées par immunomarquage des structures synaptiques afférentes et des cellules ciliées, extinction de l’autofluorescence dans les tissus âgés, dissection et estimation de la longueur des cochlées et quantification des synapses dans des piles d’images obtenues par imagerie confocale est présenté.
La perte de synapses ruban reliant les cellules ciliées internes et les fibres nerveuses auditives afférentes est supposée être l’une des causes de la perte auditive liée à l’âge. La méthode la plus courante pour détecter la perte de synapses rubanées est l’immunomarquage, car elle permet un échantillonnage quantitatif à partir de plusieurs emplacements tonotopiques dans une cochlée individuelle. Cependant, les structures d’intérêt sont enfouies profondément à l’intérieur de la cochlée osseuse. Les gerbilles sont utilisées comme modèle animal pour la perte auditive liée à l’âge. Ici, les protocoles de routine pour la fixation, l’immunomarquage des montures entières cochléaires de gerbille, l’imagerie confocale et la quantification du nombre et des volumes de synapses du ruban sont décrits. En outre, les défis particuliers associés à l’obtention de bons matériaux auprès de personnes vieillissantes précieuses sont mis en évidence.
Les gerbilles sont euthanasiées et perfusées cardiovasculairement, ou leurs bulles tympaniques sont soigneusement disséquées hors du crâne. Les cochlées sont ouvertes à l’apex et à la base et directement transférées au fixateur. Quelle que soit la méthode initiale, les cochlées sont postfixées puis décalcifiées. Le tissu est ensuite marqué avec des anticorps primaires contre les structures pré- et postsynaptiques et les cellules ciliées. Ensuite, les cochlées sont incubées avec des anticorps secondaires marqués par fluorescence qui sont spécifiques contre leurs anticorps primaires respectifs. Les cochlées des gerbilles âgées sont ensuite traitées avec un quencher à autofluorescence pour réduire la fluorescence de fond généralement importante des tissus des animaux plus âgés.
Enfin, les cochlées sont disséquées en 6 à 11 segments. Toute la longueur cochléaire est reconstruite de manière à ce que des emplacements cochléaires spécifiques puissent être déterminés de manière fiable entre les individus. Les piles d’images confocales, acquises séquentiellement, aident à visualiser les cellules ciliées et les synapses aux endroits choisis. Les piles confocales sont déconvolvées et les synapses sont soit comptées manuellement à l’aide d’ImageJ, soit une quantification plus étendue des structures synaptiques est effectuée avec des procédures d’analyse d’images écrites sur mesure dans Matlab.
La perte auditive liée à l’âge est l’une des maladies les plus répandues au monde qui touche plus d’un tiers de la population mondiale âgée de 65 ans et plus1. Les causes sous-jacentes sont encore débattues et activement étudiées, mais peuvent inclure la perte des synapses spécialisées reliant les cellules ciliées internes (IHC) aux fibres nerveuses auditives afférentes2. Ces synapses rubanées comprennent une structure présynaptique qui a des vésicules remplies du neurotransmetteur glutamate attaché à elle, ainsi que des récepteurs postsynaptiques α-amino-3-hydroxy-5-méthyl-4-isoxazolepropionique acide (AMPA) glutamate 3,4,5. Dans la gerbille, ~ 20 fibres nerveuses auditives afférentes entrent en contact avec un IHC 6,7,8. Les fibres de l’IHC faisant face au modiolus s’opposent aux grands rubans synaptiques, tandis que les fibres se connectant du côté pilier de l’IHC font face à de petits rubans synaptiques (c’est-à-dire chez les chats9, les gerbilles7, les cochons d’Inde10 et les souris 3,11,12,13,14). De plus, chez la gerbille, la taille des rubans présynaptiques et des patchs de glutamate postsynaptique est positivement corrélée 7,14. Les fibres qui s’opposent aux grands rubans du côté modiolaire de l’IHC sont de petit calibre et ont de faibles taux spontanés et des seuils élevés15. Il existe des preuves que les fibres à faible taux spontané sont plus vulnérables à l’exposition au bruit10 et aux médicaments ototoxiques16 que les fibres à faible seuil spontanées élevées, qui sont situées du côté pilier des IHC15.
La perte de synapses rubanées est le premier événement dégénératif de la perte auditive liée à l’âge du neural cochléaire, tandis que la perte de cellules ganglionnaires en spirale et de leurs fibres nerveuses auditives afférentes est à la traîne par rapport à17,18. Les corrélats électrophysiologiques comprennent les enregistrements des réponses auditives du tronc cérébral17 et des potentiels d’actioncomposés 8; cependant, ceux-ci ne reflètent pas les subtilités de la perte de synapses, car les fibres à faible taux spontané ne contribuent pas à ces mesures16. Les mesures électrophysiologiques les plus prometteuses sont l’indice neuronal dérivé du potentiel de masse19 et la réponse temporelle du péristimulus20. Cependant, ceux-ci ne sont fiables que si l’animal n’a pas d’autres pathologies cochléaires, au-delà de la perte de fibres nerveuses auditives, qui affectent l’activité des fibres nerveuses auditives restantes8. De plus, les seuils évalués comportementalement chez la gerbille n’étaient pas corrélés avec les nombres de synapses21. Par conséquent, une quantification fiable des synapses ruban survivantes et, par conséquent, du nombre de fibres nerveuses auditives fonctionnelles n’est possible que par un examen direct du tissu cochléaire.
La gerbille mongole (Meriones unguiculatus) est un modèle animal approprié pour étudier la perte auditive liée à l’âge. Il a une courte durée de vie, a une audition à basse fréquence similaire à celle des humains, est facile à entretenir et présente des similitudes avec les pathologies humaines liées à la perte auditive liée à l’âge 2,22,23,24. Les gerbilles sont considérées comme âgées lorsqu’elles atteignent l’âge de 36 mois, soit vers la fin de leur durée de vie moyennede 22 ans. Il est important de noter qu’une perte de synapses rubans liée à l’âge a été démontrée chez des gerbilles élevées et vieillies dans des environnements calmes 8,21.
Ici, un protocole pour immunomarquer, disséquer et analyser les cochlées de gerbilles d’âges différents, des jeunes adultes aux personnes âgées, est présenté. Des anticorps dirigés contre des composants de la presynapse (CtBP2), des patchs de récepteurs postsynaptiques du glutamate (GluA2) et des IHC (myoVIIa) sont utilisés. Un quencher d’autofluorescence est appliqué qui réduit le fond dans les cochlées vieillies et laisse le signal de fluorescence intact. En outre, une description est donnée de la façon de disséquer la cochlée pour examiner à la fois l’épithélium sensoriel et la stria vascularis. La longueur cochléaire est mesurée pour permettre la sélection d’emplacements cochléaires distincts qui correspondent aux meilleures fréquences spécifiques25. La quantification des nombres synaptiques est réalisée avec le logiciel gratuit ImageJ26. Une quantification supplémentaire des volumes et des emplacements des synapses au sein du HC individuel est effectuée à l’aide d’un logiciel personnalisé écrit en Matlab. Ce logiciel n’est pas mis à la disposition du public, car les auteurs n’ont pas les ressources nécessaires pour fournir une documentation et un support professionnels.
Avec la méthode décrite dans ce protocole, il est possible d’immunomarquer les IHC et les structures synaptiques dans les cochlées des gerbilles jeunes adultes et âgées, d’identifier les synapses fonctionnelles présumées par colocalisation d’éléments pré- et postsynaptiques, de les attribuer à des IHC individuels et de quantifier leur nombre, leur volume et leur emplacement. Les anticorps utilisés dans cette approche ont également marqué les cellules ciliées externes (OHC; myoVIIa) et leurs rubans p…
The authors have nothing to disclose.
Les auteurs remercient Lichun Zhang d’avoir aidé à établir la méthode et l’unité de service de microscopie à fluorescence de l’Université Carl von Ossietzky d’Oldenburg pour l’utilisation des installations d’imagerie. Cette recherche a été financée par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) dans le cadre de la stratégie d’excellence de l’Allemagne -EXC 2177/1.
Albumin Fraction V biotin-free | Carl Roth | 0163.2 | |
anti-CtBP2 (IgG1 monoclonal mouse) | BD Biosciences, Eysins | 612044 | |
anti-GluA2 (IgG2a monoclonal mouse) | Millipore | MAB39 | |
anti-mouse (IgG1)-AF 488 | Molecular Probes Inc. | A21121 | |
anti-MyosinVIIa (IgG polyclonal rabbit) | Proteus Biosciences | 25e6790 | |
Blade Holder & Breaker – Flat Jaws | Fine Science Tools | 10052-11 | |
Bonn Artery Scissors – Ball Tip | Fine Science Tools | 14086-09 | |
Coverslip thickness 1.5H, 24 x 60 mm | Carl Roth | LH26.1 | |
Disposable Surgical Blade | Henry Schein | 0473 | |
donkey anti-rabbit (IgG)-AF647 | Life Technologies-Molecular Probes | A-31573 | |
Dumont #5 – Fine Forceps | Fine Science Tools | 11254-20 | |
Dumont #5SF Forceps | Fine Science Tools | 11252-00 | |
Ethanol, absolute 99.8% | Fisher Scientific | 12468750 | |
Ethylenediaminetetraacetic acid | Carl Roth | 8040.2 | |
Excel | Microsoft Corporation | ||
Feather Double Edge Blade | PLANO | 112-9 | |
G19 Cannula | Henry Schein | 9003633 | |
goat anti-mouse (IgG2a)-AF568 | Invitrogen | A-21134 | |
Heparin | Ratiopharm | N68542.04 | |
Huygens Essentials | Scientific Volume Imaging | ||
ImageJ | Fiji | ||
Immersol, Immersion oil 518F | Carl Zeiss | 10539438 | |
Intrafix Primeline Classic, 150 cm (mit Datamatrix Code auf der Sterilverpackung) | Braun | 4062957E | |
ISM596D | Ismatec | peristaltic pump | |
KL 1600 LED | Schott | 150.600 | light source for stereomicroscope |
Leica Application suite X | Leica Microsystem CMS GmbH | ||
Leica TCS SP8 system | Leica Microsystem CMS GmbH | ||
Matlab | The Mathworks Inc. | ||
Mayo Scissors Tungston Carbide ToghCut | Fine Science Tools | 14512-17 | |
Mini-100 Orbital-Genie | Scientific Industries | SI-M100 | for use in cold environment |
Narcoren (pentobarbital) | Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH | ||
Nikon Eclipse Ni-Ei | Nikon | ||
NIS Elements | Nikon Europe B.V. | ||
Paraformaldehyde | Carl Roth | 0335.3 | |
Petri dish without vents | Avantor VWR | 390-1375 | |
Phosphate-buffered saline: | |||
Disodium phosphate | AppliChem | A1046 | |
Monopotassium phosphate | Carl Roth | 3904.1 | |
Potassium chloride | Carl Roth | 6781.1 | |
Sodium chloride | Sigma Aldrich | 31434-M | |
Screw Cap Containers | Sarstedt | 75.562.300 | |
Sodium azide | Carl Roth | K305.1 | |
Student Adson Forceps | Fine Science Tools | 91106-12 | |
Student Halsted-Mosquito Hemostat | Fine Science Tools | 91308-12 | |
Superfrost Adhesion Microscope Slides | Epredia | J1800AMNZ | |
Triton X | Carl Roth | 3051.2 | |
TrueBlack Lipofuscin Autofluorescence Quencher | Biotium | 23007 | |
Vannas Spring Scissors, 3mm | Fine Science Tools | 15000-00 | |
Vectashield Antifade Mounting Medium | Vector Laboratories | H-1000 | |
Vibrax VXR basic | IKA | 0002819000 | |
VX 7 Dish attachment for Vibrax VXR basic | IKA | 953300 | |
Wild TYP 355110 (Stereomicroscope) | Wild Heerbrugg | not available anymore |