Summary

Comparaison directe de la diffusion Raman stimulée hyperspectrale et de la microscopie à diffusion Raman anti-Stokes cohérente pour l’imagerie chimique

Published: April 28, 2022
doi:

Summary

Cet article compare directement la résolution, la sensibilité et les contrastes d’imagerie de la diffusion Raman stimulée (SRS) et de la diffusion Raman anti-Stokes cohérente (CARS) intégrées dans la même plate-forme de microscope. Les résultats montrent que CARS a une meilleure résolution spatiale, SRS donne de meilleurs contrastes et une meilleure résolution spectrale, et les deux méthodes ont une sensibilité similaire.

Abstract

La diffusion Raman stimulée (SRS) et la microscopie cohérente anti-diffusion Raman (CARS) sont les technologies d’imagerie par diffusion Raman cohérente les plus largement utilisées. L’imagerie hyperspectrale SRS et CARS offre des informations spectrales Raman à chaque pixel, ce qui permet une meilleure séparation des différentes compositions chimiques. Bien que les deux techniques nécessitent deux lasers d’excitation, leurs schémas de détection de signal et leurs propriétés spectrales sont très différents. L’objectif de ce protocole est d’effectuer à la fois l’imagerie hyperspectrale SRS et CARS sur une seule plate-forme et de comparer les deux techniques de microscopie pour l’imagerie de différents échantillons biologiques. La méthode de focalisation spectrale est utilisée pour acquérir des informations spectrales à l’aide de lasers femtosecondes. En utilisant des échantillons chimiques standard, la sensibilité, la résolution spatiale et la résolution spectrale de SRS et CARS dans les mêmes conditions d’excitation (c.-à-d. puissance à l’échantillon, temps de séjour en pixels, lentille d’objectif, énergie d’impulsion) sont comparées. Les contrastes d’imagerie de CARS et SRS pour les échantillons biologiques sont juxtaposés et comparés. La comparaison directe des performances CARS et SRS permettrait une sélection optimale de la modalité d’imagerie chimique.

Introduction

Le phénomène de diffusion Raman a été observé pour la première fois en 1928 par C. V. Raman1. Lorsqu’un photon incident interagit avec un échantillon, un événement de diffusion inélastique peut se produire spontanément, dans lequel le changement d’énergie du photon correspond à une transition vibratoire des espèces chimiques analysées. Ce processus ne nécessite pas l’utilisation d’une étiquette chimique, ce qui en fait un outil polyvalent et sans étiquette pour l’analyse chimique tout en minimisant la perturbation des échantillons. Malgré ses avantages, la diffusion Raman spontanée souffre d’une faible section de diffusion (généralement 10à 11 inférieure à la section transversale d’absorption infrarouge [IR]), ce qui nécessite de longs temps d’acquisition pour l’analyse2. Ainsi, la recherche d’une augmentation de la sensibilité du processus de diffusion Raman est essentielle pour pousser les technologies Raman à l’imagerie en temps réel.

Un moyen efficace d’améliorer considérablement la sensibilité de la diffusion Raman consiste à utiliser des processus de diffusion Raman cohérents (CRS), pour lesquels deux impulsions laser sont généralement utilisées pour exciter les transitions vibratoires moléculaires 3,4. Lorsque la différence d’énergie des photons entre les deux lasers correspond aux modes vibratoires des molécules de l’échantillon, de forts signaux Raman seront générés. Les deux procédés CRS les plus couramment utilisés pour l’imagerie sont la diffusion Raman anti-Stokes cohérente (CARS) et la diffusion Raman stimulée (SRS)5. Au cours des deux dernières décennies, les développements technologiques ont fait progresser les techniques de microscopie CARS et SRS pour devenir des outils puissants pour la quantification sans étiquette et l’élucidation des changements chimiques dans les échantillons biologiques.

L’imagerie chimique par microscopie CARS peut être datée de 1982, lorsque le balayage laser a été appliqué pour la première fois pour acquérir des images CARS, démontré par Duncan et al6. La modernisation de la microscopie CARS a été considérablement accélérée après les vastes applications de la microscopie à fluorescence multiphotonique à balayage laser7. Les premiers travaux du groupe Xie utilisant des lasers à haut taux de répétition ont permis à CARS de devenir une plate-forme d’imagerie chimique à grande vitesse, sans étiquette, pour la caractérisation de molécules dans des échantillons biologiques 8,9,10. L’un des principaux problèmes de l’imagerie CARS est la présence d’un arrière-plan non résonant, ce qui réduit le contraste de l’image et déforme le spectre Raman. De nombreux efforts ont été faits pour réduire le fond non résonant 11,12,13,14,15 ou pour extraire les signaux Raman résonnants des spectres CARS 16,17. Une autre avancée qui a considérablement fait progresser le domaine est l’imagerie hyperspectrale CARS, qui permet une cartographie spectrale à chaque pixel d’image avec une sélectivité chimique améliorée 18,19,20,21.

La diffusion Raman stimulée (SRS) est une technologie d’imagerie plus jeune que CARS, bien qu’elle ait été découverte plus tôt22. En 2007, la microscopie SRS a été rapportée en utilisant une source laser à faible taux de répétition23. Bientôt, plusieurs groupes ont démontré l’imagerie SRS à grande vitesse en utilisant des lasers à haut taux de répétition 24,25,26. L’un des principaux avantages de la microscopie SRS par rapport à CARS est l’absence du fond non résonant27, bien que d’autres arrière-plans tels que la modulation de phase croisée (XPM), l’absorption transitoire (TA), l’absorption à deux photons (TPA) et l’effet photothermique (PT) puissent se produire avec SRS28. De plus, le signal SRS et la concentration de l’échantillon ont des relations linéaires, contrairement à CARS, qui a une dépendance quadratique signal-concentration29. Cela simplifie la quantification chimique et le démélange spectral. Le SRS multicolore et hyperspectral a évolué sous différentes formes 30,31,32,33,34,35,36, la focalisation spectrale étant l’une des approches les plus populaires pour l’imagerie chimique 37,38.

Cars et SRS nécessitent la focalisation de la pompe et des faisceaux laser Stokes sur l’échantillon pour correspondre à la transition vibratoire des molécules pour l’excitation du signal. Les microscopes CARS et SRS ont également beaucoup en commun. Cependant, la physique sous-jacente à ces deux processus et les détections de signaux impliquées dans ces technologies de microscopie présentent des disparités 3,39. CARS est un processus paramétrique qui n’a pas de couplage d’énergie photon-molécule net3. Le SRS, cependant, est un processus non paramétrique et contribue au transfert d’énergie entre les photons et les systèmes moléculaires27. Dans CARS, un nouveau signal à la fréquence anti-Stokes est généré, tandis que SRS se manifeste par le transfert d’énergie entre la pompe et les faisceaux laser Stokes.

Le signal CARS satisfait Eq (1)28.

Equation 1 (1)

Pendant ce temps, le signal SRS peut être écrit comme Eq (2) 28.

Equation 1(2)

Ici, Ip, Is, ICARS et ΔISRS sont les intensités du faisceau de pompe, du faisceau de Stokes, du signal CARS et des signaux SRS, respectivement. χ(3) est la susceptibilité optique non linéaire de troisième ordre de l’échantillon et est une valeur complexe composée de parties réelles et imaginaires.

Ces équations expriment les profils spectraux et la dépendance signal-concentration de CARS et SRS. Les différences physiques se traduisent par des schémas de détection disparates pour ces deux technologies de microscopie. La détection du signal dans CARS implique généralement la séparation spectrale des photons nouvellement générés et la détection à l’aide d’un tube photomultiplicateur (PMT) ou d’un dispositif à couplage de charge (CCD); pour srS, l’échange d’énergie entre la pompe et les faisceaux de Stokes est généralement mesuré par modulation d’intensité à grande vitesse à l’aide d’un modulateur optique et démodulation à l’aide d’une photodiode () associée à un amplificateur de verrouillage.

Bien que de nombreux développements et applications technologiques aient été publiés ces dernières années dans les domaines CARS et SRS, aucune comparaison systématique des deux techniques CRS n’a été effectuée sur la même plate-forme, en particulier pour la microscopie hyperspectrale CARS et SRS. Des comparaisons directes de la sensibilité, de la résolution spatiale, de la résolution spectrale et des capacités de séparation chimique permettraient aux biologistes de choisir la meilleure modalité pour la quantification chimique. Dans ce protocole, des étapes détaillées pour construire une plate-forme d’imagerie multimodale avec des modalités hyperspectrales CARS et SRS basées sur un système laser femtoseconde et une focalisation spectrale sont fournies. Les deux techniques ont été comparées dans le sens avant pour la résolution spectrale, la sensibilité de détection, la résolution spatiale et les contrastes d’imagerie des cellules.

Protocol

1. Configuration instrumentale pour l’imagerie CRS hyperspectrale REMARQUE: La génération de signal CRS nécessite l’utilisation de lasers de haute puissance (c.-à-d. classe 3B ou classe 4). Les protocoles de sécurité doivent être respectés et l’équipement de protection individuelle (EPI) approprié doit être porté en tout temps lorsque vous travaillez à des puissances de pointe aussi élevées. Consultez la documentation appropriée avant l’expérimentation. …

Representative Results

Comparaisons de la résolution spectraleLa figure 2 compare la résolution spectrale de la microscopie hyperspectrale SRS (Figure 2A) et CARS (Figure 2B) à l’aide d’un échantillon de DMSO. Pour le spectre SRS, deux fonctions lorentziennes (voir l’étape 2.3 du protocole) ont été appliquées pour s’adapter au spectre, et une résolution de 14,6 cm-1 a été obtenue en utilisant le pic de 2 …

Discussion

Le protocole présenté ici décrit la construction d’un microscope CRS multimodal et la comparaison directe entre CARS et l’imagerie SRS. Pour la construction du microscope, les étapes critiques sont le chevauchement spatial et temporel des faisceaux et l’optimisation de la taille des faisceaux. Il est recommandé d’utiliser un échantillon standard tel que le DMSO avant l’imagerie biologique pour optimiser le SNR et calibrer les décalages Raman. La comparaison directe entre les images CARS et SRS révèle q…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette recherche a été soutenue par le fonds de démarrage du département de chimie de l’Université Purdue.

Materials

2D galvo scanner set Thorlabs GVS002
Acousto-optic modulator Isomet M1205-P80L-0.5
AOM driver Isomet 532B-2
Data acquisition card National Instruments PCle 6363 Custom ordered filter (980 sp)
Delay stage Zaber X-LSM050A
Deuterium oxide Millipore Sigma 151882-100G
Dichroic mirror for beam combination Thorlabs DMLP1000
Dichroic mirror for signal separation Semrock FF776-Di01-25×36
DMSO MiliporeSigma 200-664-3
MIA PaCa 2 Cells ATCC CRL-1420
Femtosecond laser system Spectral Physics InSightX3+
Filter for CARS Chroma AT655/30m
Filter for SRS Chroma ET980sp
Function generator Rigol DG1022Z
Glass rods Lattice Electro Optics SF-57
Half-wave plate Newport 10RP02-51; 10RP02-46
LabVIEW 2020 National Instruments This is the image acquisition software
Lock-in amplifier Zurich Instrument HF2LI
Microscope housing Olympus BX51W1
Objective lens Olympus UPLSAPO60XW
Origin Pro 2019b OriginLab Corporation This is the spectral fitting software
Oscilloscope Tektronix TBS2204B
Photodiode Hamamatsu S3994-01
PMT detector Hamamatsu H7422P-40
PMT voltage amplifier Advanced Research Instrument Corp. PMT4V3
Polarizing beamsplitter cube Thorlabs PBS255
Terminal block National Instruments BNC-2110

References

  1. Raman, C. V. A change of wave-length in light scattering. Nature. 121 (3051), 619 (1928).
  2. Li, S., Li, Y., Yi, R., Liu, L., Qu, J. Coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy and its applications. Frontiers in Physics. 8, 515 (2020).
  3. Evans, C. L., Xie, X. S. Coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy: chemical imaging for biology and medicine. Annual Review of Analytical Chemistry. 1 (1), 883-909 (2008).
  4. Min, W., Freudiger, C. W., Lu, S., Xie, X. S. Coherent nonlinear optical imaging: beyond fluorescence microscopy. Annual Review of Physical Chemistry. 62, 507-530 (2011).
  5. Suhalim, J. L., Boik, J. C., Tromberg, B. J., Potma, E. O. The need for speed. Journal of Biophotonics. 5 (5-6), 387-395 (2012).
  6. Duncan, M. D., Reintjes, J., Manuccia, T. J. Scanning coherent anti-Stokes Raman microscope. Optics Letters. 7 (8), 350-352 (1982).
  7. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  8. Zumbusch, A., Holtom, G. R., Xie, X. S. Three-dimensional vibrational imaging by coherent anti-Stokes Raman scattering. Physical Review Letters. 82 (20), 4142-4145 (1999).
  9. Cheng, J. -. X., Xie, X. S. Coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy: instrumentation, theory, and applications. The Journal of Physical Chemistry B. 108 (3), 827-840 (2004).
  10. Evans, C. L., et al. Chemical imaging of tissue in vivo with video-rate coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (46), 16807 (2005).
  11. Cheng, J. -. X., Volkmer, A., Book, L. D., Xie, X. S. An epi-detected coherent anti-Stokes Raman scattering (E-CARS) microscope with high spectral resolution and high sensitivity. The Journal of Physical Chemistry B. 105 (7), 1277-1280 (2001).
  12. Volkmer, A., Book, L. D., Xie, X. S. Time-resolved coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy: Imaging based on Raman free induction decay. Applied Physics Letters. 80 (9), 1505-1507 (2002).
  13. Marks, D. L., Boppart, S. A. Nonlinear interferometric vibrational imaging. Physical Review Letters. 92 (12), 123905 (2004).
  14. Ganikhanov, F., Evans, C. L., Saar, B. G., Xie, X. S. High-sensitivity vibrational imaging with frequency modulation coherent anti-Stokes Raman scattering (FM CARS) microscopy. Optics Letters. 31 (12), 1872-1874 (2006).
  15. Potma, E. O., Evans, C. L., Xie, X. S. Heterodyne coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) imaging. Optics Letters. 31 (2), 241-243 (2006).
  16. Liu, Y., Lee, Y. J., Cicerone, M. T. Broadband CARS spectral phase retrieval using a time-domain Kramers-Kronig transform. Optics Letters. 34 (9), 1363-1365 (2009).
  17. Masia, F., Karuna, A., Borri, P., Langbein, W. Hyperspectral image analysis for CARS, SRS, and Raman data. Journal of Raman Spectroscopy. 46 (8), 727-734 (2015).
  18. Knutsen, K. P., Johnson, J. C., Miller, A. E., Petersen, P. B., Saykally, R. J. High spectral resolution multiplex CARS spectroscopy using chirped pulses. Chemical Physics Letters. 387 (4-6), 436-441 (2004).
  19. Okuno, M., Kano, H., Leproux, P., Couderc, V., Hamaguchi, H. -. o. Ultrabroadband multiplex CARS microspectroscopy and imaging using a subnanosecond supercontinuum light source in the deep near infrared. Optics Letters. 33 (9), 923-925 (2008).
  20. Masia, F., Glen, A., Stephens, P., Borri, P., Langbein, W. Quantitative chemical imaging and unsupervised analysis using hyperspectral coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Analytical Chemistry. 85 (22), 10820-10828 (2013).
  21. Pegoraro, A. F., Slepkov, A. D., Ridsdale, A., Moffatt, D. J., Stolow, A. Hyperspectral multimodal CARS microscopy in the fingerprint region. Journal of Biophotonics. 7 (1-2), 49-58 (2014).
  22. Eckhardt, G., et al. Stimulated Raman scattering from organic liquids. Physical Review Letters. 9 (11), 455-457 (1962).
  23. Ploetz, E., Laimgruber, S., Berner, S., Zinth, W., Gilch, P. Femtosecond stimulated Raman microscopy. Applied Physics B. 87 (3), 389-393 (2007).
  24. Freudiger, C. W., et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 322 (5909), 1857-1861 (2008).
  25. Nandakumar, P., Kovalev, A., Volkmer, A. Vibrational imaging based on stimulated Raman scattering microscopy. New Journal of Physics. 11 (3), 033026 (2009).
  26. Slipchenko, M. N., Le, T. T., Chen, H., Cheng, J. -. X. High-speed vibrational imaging and spectral analysis of lipid bodies by compound Raman microscopy. The Journal of Physical Chemistry B. 113 (21), 7681-7686 (2009).
  27. Min, W., Freudiger, C. W., Lu, S., Xie, X. S. Coherent nonlinear optical imaging: beyond fluorescence microscopy. Annual Review of Physical Chemistry. 62 (1), 507-530 (2011).
  28. Zhang, C., Zhang, D., Cheng, J. -. X. Coherent Raman scattering microscopy in biology and medicine. Annual Review of Biomedical Engineering. 17 (1), 415-445 (2015).
  29. Prince, R. C., Frontiera, R. R., Potma, E. O. Stimulated Raman scattering: from bulk to nano. Chemical Reviews. 117 (7), 5070-5094 (2017).
  30. Lu, F. -. K., et al. Multicolor stimulated Raman scattering microscopy. Molecular Physics. 110 (15-16), 1927-1932 (2012).
  31. Ozeki, Y., et al. High-speed molecular spectral imaging of tissue with stimulated Raman scattering. Nature Photonics. 6 (12), 845-851 (2012).
  32. Wang, P., et al. Label-free quantitative imaging of cholesterol in intact tissues by hyperspectral stimulated raman scattering microscopy. Angewandte Chemie International Edition. 125 (49), 13280-13284 (2013).
  33. Freudiger, C. W., et al. Stimulated Raman scattering microscopy with a robust fibre laser source. Nature Photonics. 8 (2), 153-159 (2014).
  34. Liao, C. -. S., et al. Microsecond scale vibrational spectroscopic imaging by multiplex stimulated Raman scattering microscopy. Light: Science & Applications. 4 (3), 265 (2015).
  35. Liao, C. -. S., et al. Spectrometer-free vibrational imaging by retrieving stimulated Raman signal from highly scattered photons. Science Advances. 1 (9), 1500738 (2015).
  36. He, R., et al. Dual-phase stimulated Raman scattering microscopy for real-time two-color imaging. Optica. 4 (1), 44-47 (2017).
  37. Andresen, E. R., Berto, P., Rigneault, H. Stimulated Raman scattering microscopy by spectral focusing and fiber-generated soliton as Stokes pulse. Optics Letters. 36 (13), 2387-2389 (2011).
  38. Fu, D., Holtom, G., Freudiger, C., Zhang, X., Xie, X. S. Hyperspectral imaging with stimulated Raman scattering by chirped femtosecond lasers. The Journal of Physical Chemistry B. 117 (16), 4634-4640 (2013).
  39. Zhang, C., Aldana-Mendoza, J. A. Coherent Raman scattering microscopy for chemical imaging of biological systems. Journal of Physics: Photonics. , (2021).
  40. Martens, W. N., Frost, R. L., Kristof, J., Theo Kloprogge, J. Raman spectroscopy of dimethyl sulphoxide and deuterated dimethyl sulphoxide at 298 and 77 k. Journal of Raman Spectroscopy. 33 (2), 84-91 (2002).
  41. Gill, G. W., Gill, G. W. . Cytopreparation: Principles & Practice. , 309-323 (2013).
  42. Fu, D., et al. Imaging the intracellular distribution of tyrosine kinase inhibitors in living cells with quantitative hyperspectral stimulated Raman scattering. Nature Chemistry. 6 (7), 614-622 (2014).
  43. Wei, L., Yu, Y., Shen, Y., Wang, M. C., Min, W. Vibrational imaging of newly synthesized proteins in live cells by stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11226-11231 (2013).
  44. Lu, F. -. K., et al. Label-free DNA imaging in vivo with stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (37), 11624-11629 (2015).
  45. Slipchenko, M. N., et al. Vibrational imaging of tablets by epi-detected stimulated Raman scattering microscopy. Analyst. 135 (10), 2613-2619 (2010).
  46. Slipchenko, M. N., Zhou, B., Pinal, R., Teresa Carvajal, M., Cheng, J. -. X. RAMAN-chemical imaging of solid dosage forms based on stimulated Raman scattering. American Pharmaceutical Review. 15 (3), 66 (2012).
  47. Sarri, B., et al. Discriminating polymorph distributions in pharmaceutical tablets using stimulated Raman scattering microscopy. Journal of Raman Spectroscopy. 50 (12), 1896-1904 (2019).
  48. Fussell, A. L., Kleinebudde, P., Herek, J., Strachan, C. J., Offerhaus, H. L. Coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy visualizes pharmaceutical tablets during dissolution. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (89), e51847 (2014).
  49. Freudiger, C. W., et al. Multicolored stain-free histopathology with coherent Raman imaging). Laboratory Investigation. 92 (10), 1492-1502 (2012).
  50. Lim, R. S., et al. Multimodal CARS microscopy determination of the impact of diet on macrophage infiltration and lipid accumulation on plaque formation in ApoE-deficient mice [S]. Journal of Lipid Research. 51 (7), 1729-1737 (2010).
  51. Ji, M., et al. label-free detection of brain tumors with stimulated Raman scattering microscopy. Science Translational Medicine. 5 (201), (2013).
  52. Tabish, T. A., Narayan, R. J., Edirisinghe, M. Rapid and label-free detection of COVID-19 using coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Mrs Communications. 10 (4), 566-572 (2020).
  53. Camp, C. H., et al. High-speed coherent Raman fingerprint imaging of biological tissues. Nature Photonics. 8 (8), 627-634 (2014).
  54. Wei, L., et al. Live-cell bioorthogonal chemical imaging: stimulated Raman scattering microscopy of vibrational probes. Accounts of Chemical Research. 49 (8), 1494-1502 (2016).
  55. Hu, F., Shi, L., Min, W. Biological imaging of chemical bonds by stimulated Raman scattering microscopy. Nature Methods. 16 (9), 830-842 (2019).
  56. Nie, S., Emory, S. R. Probing single molecules and single nanoparticles by surface-enhanced Raman scattering. Science. 275 (5303), 1102-1106 (1997).
  57. Steuwe, C., Kaminski, C. F., Baumberg, J. J., Mahajan, S. Surface enhanced coherent anti-Stokes Raman scattering on nanostructured gold surfaces. Nano Letters. 11 (12), 5339-5343 (2011).
  58. Fast, A., Kenison, J. P., Syme, C. D., Potma, E. O. Surface-enhanced coherent anti-Stokes Raman imaging of lipids. Applied Optics. 55 (22), 5994-6000 (2016).
  59. Zong, C., et al. Plasmon-enhanced stimulated Raman scattering microscopy with single-molecule detection sensitivity. Nature Communications. 10 (1), 1-11 (2019).
  60. Yampolsky, S., et al. Seeing a single molecule vibrate through time-resolved coherent anti-Stokes Raman scattering. Nature Photonics. 8 (8), 650-656 (2014).

Play Video

Cite This Article
Clark, M. G., Brasseale III, K. A., Gonzalez, G. A., Eakins, G., Zhang, C. Direct Comparison of Hyperspectral Stimulated Raman Scattering and Coherent Anti-Stokes Raman Scattering Microscopy for Chemical Imaging. J. Vis. Exp. (182), e63677, doi:10.3791/63677 (2022).

View Video