Summary

مقارنة مباشرة بين تشتت رامان المحفز فوق الطيف ومجهر تشتت رامان المضاد للستوكس للتصوير الكيميائي

Published: April 28, 2022
doi:

Summary

تقارن هذه الورقة بشكل مباشر بين الدقة والحساسية وتباين التصوير لتشتت رامان المحفز (SRS) وتشتت رامان المضاد لستوكس (CARS) المتكامل في نفس منصة المجهر. تظهر النتائج أن CARS لديها دقة مكانية أفضل ، و SRS يعطي تباينات أفضل ودقة طيفية ، وكلتا الطريقتين لهما حساسية مماثلة.

Abstract

يعد تشتت رامان المحفز (SRS) والفحص المجهري المتماسك لتشتت رامان المضاد لستوكس (CARS) أكثر تقنيات التصوير تشتتا رامان تماسكا استخداما. يوفر التصوير الفائق الطيف SRS و CARS معلومات رامان الطيفية في كل بكسل ، مما يتيح فصلا أفضل للتركيبات الكيميائية المختلفة. على الرغم من أن كلتا التقنيتين تتطلبان اثنين من ليزر الإثارة ، إلا أن مخططات الكشف عن الإشارات والخصائص الطيفية مختلفة تماما. الهدف من هذا البروتوكول هو إجراء كل من التصوير فوق الطيفي SRS و CARS على منصة واحدة ومقارنة تقنيتي الفحص المجهري لتصوير عينات بيولوجية مختلفة. تستخدم طريقة التركيز الطيفي للحصول على المعلومات الطيفية باستخدام ليزر الفيمتو ثانية. باستخدام العينات الكيميائية القياسية ، تتم مقارنة الحساسية والدقة المكانية والدقة الطيفية ل SRS و CARS في نفس ظروف الإثارة (أي الطاقة في العينة ، ووقت سكن البكسل ، والعدسة الموضوعية ، وطاقة النبض). يتم تجاور التناقضات التصويرية ل CARS و SRS للعينات البيولوجية ومقارنتها. ومن شأن المقارنة المباشرة بين أداء CARS وSRS أن تسمح بالاختيار الأمثل لطريقة التصوير الكيميائي.

Introduction

لوحظت ظاهرة تشتت رامان لأول مرة في عام 1928 من قبل C. V. Raman1. عندما يتفاعل فوتون حادث مع عينة ، يمكن أن يحدث حدث تشتت غير مرن تلقائيا ، حيث يتطابق تغير طاقة الفوتون مع انتقال اهتزازي للأنواع الكيميائية التي تم تحليلها. لا تتطلب هذه العملية استخدام علامة كيميائية ، مما يجعلها أداة متعددة الاستخدامات وخالية من الملصقات للتحليل الكيميائي مع تقليل اضطراب العينات. على الرغم من مزاياه ، يعاني تشتت رامان التلقائي من مقطع عرضي منخفض التشتت (عادة 1011 أقل من المقطع العرضي لامتصاص الأشعة تحت الحمراء [IR]) ، مما يتطلب أوقات اكتساب طويلة للتحليل2. وبالتالي ، فإن السعي لزيادة حساسية عملية تشتت رامان أمر ضروري في دفع تقنيات رامان للتصوير في الوقت الفعلي.

إحدى الطرق الفعالة لتعزيز حساسية تشتت رامان بشكل كبير هي من خلال عمليات تشتت رامان المتماسكة (CRS) ، والتي تستخدم عادة نبضتان ليزر لإثارة التحولات الاهتزازية الجزيئية 3,4. عندما يتطابق فرق طاقة الفوتون بين الليزرين مع الأوضاع الاهتزازية لجزيئات العينة ، سيتم توليد إشارات رامان قوية. عمليتا CRS الأكثر استخداما للتصوير هما تشتت رامان المضاد لستوكس (CARS) وتشتت رامان المحفز (SRS)5. على مدى العقدين الماضيين ، طورت التطورات التكنولوجية تقنيات الفحص المجهري CARS و SRS لتصبح أدوات قوية للقياس الكمي الخالي من الملصقات وتوضيح التغيرات الكيميائية في العينات البيولوجية.

يمكن تأريخ التصوير الكيميائي بواسطة الفحص المجهري CARS إلى عام 1982 عندما تم تطبيق المسح الضوئي بالليزر لأول مرة للحصول على صور CARS ، والتي أظهرها Duncan et al6. تم تسريع تحديث المجهر CARS بشكل كبير بعد التطبيقات الواسعة للمسح الضوئي بالليزر متعدد الفوتونات المجهريةالفلورية 7. أدى العمل المبكر من مجموعة Xie باستخدام ليزر عالي معدل التكرار إلى تحويل CARS إلى منصة تصوير كيميائية عالية السرعة وخالية من الملصقات لتوصيف الجزيئات في العينات البيولوجية 8,9,10. واحدة من القضايا الرئيسية لتصوير CARS هي وجود خلفية غير رنانة ، مما يقلل من تباين الصورة ويشوه طيف رامان. تم بذل العديد من الجهود إما لتقليل الخلفية غير الرنانة 11،12،13،14،15 أو لاستخراج إشارات رامان الرنانة من أطياف CARS16،17. التقدم الآخر الذي تقدم بشكل كبير في هذا المجال هو التصوير الفائق الطيف CARS ، والذي يسمح برسم الخرائط الطيفية في كل بكسل صورة مع تحسين الانتقائية الكيميائية18،19،20،21.

تشتت رامان المحفز (SRS) هي تقنية تصوير أصغر سنا من CARS ، على الرغم من أنه تم اكتشافها في وقت سابقمن 22. في عام 2007 ، تم الإبلاغ عن الفحص المجهري SRS باستخدام مصدر ليزر منخفض معدل التكرار23. سرعان ما أظهرت عدة مجموعات تصوير SRS عالي السرعة باستخدام ليزر عالي معدل التكرار24،25،26. واحدة من المزايا الرئيسية للفحص المجهري SRS على CARS هي عدم وجود خلفية غير رنانة27 ، على الرغم من أن الخلفيات الأخرى مثل التشكيل عبر الطور (XPM) ، والامتصاص العابر (TA) ، والامتصاص ثنائي الفوتون (TPA) ، وتأثير الحرارة الضوئية (PT) ، قد تحدث مع SRS28. بالإضافة إلى ذلك ، فإن إشارة SRS وتركيز العينة لهما علاقات خطية ، على عكس CARS ، التي تعتمد على تركيز الإشارة التربيعية29. وهذا يبسط القياس الكمي الكيميائي وفك الخلط الطيفي. تطورت SRS متعددة الألوان وفائقة الطيف في أشكال مختلفة 30،31،32،33،34،35،36 ، مع التركيز الطيفي كونها واحدة من أكثر الأساليب شعبية للتصوير الكيميائي37،38.

يتطلب كل من CARS و SRS تركيز المضخة وأشعة ليزر ستوكس على العينة لتتناسب مع الانتقال الاهتزازي للجزيئات لإثارة الإشارة. تشترك مجاهر CARS و SRS أيضا في الكثير من القواسم المشتركة. ومع ذلك ، فإن الفيزياء الكامنة وراء هاتين العمليتين ، واكتشافات الإشارات المشاركة في تقنيات الفحص المجهري هذه لها تفاوتات 3,39. CARS هي عملية بارامترية لا تحتوي على اقتران طاقة صافي لجزيء الفوتون3. ومع ذلك ، فإن SRS هي عملية غير بارامترية ، وتساهم في نقل الطاقة بين الفوتونات والأنظمة الجزيئية27. في CARS ، يتم إنشاء إشارة جديدة بتردد مضاد ل Stokes ، بينما يظهر SRS على أنه نقل الطاقة بين المضخة وأشعة ليزر Stokes.

إشارة CARS ترضي Eq (1)28.

Equation 1 (1)

وفي الوقت نفسه ، يمكن كتابة إشارة SRS ك Eq (2) 28.

Equation 1(2)

هنا ، I P و I S و I CARS و ΔISRS هي شدة شعاع المضخة ، وشعاع ستوكس ، وإشارة CARS ، وإشارات SRS ، على التوالي. χ(3) هي القابلية البصرية غير الخطية من الدرجة الثالثة للعينة ، وهي قيمة معقدة تتكون من أجزاء حقيقية ووهمية.

تعبر هذه المعادلات عن الملامح الطيفية واعتماد تركيز الإشارة ل CARS و SRS. تؤدي الاختلافات في الفيزياء إلى مخططات كشف متباينة لهاتين التقنيتين المجهريتين. عادة ما ينطوي الكشف عن الإشارة في CARS على الفصل الطيفي للفوتونات التي تم إنشاؤها حديثا والكشف عنها باستخدام أنبوب مضاعف ضوئي (PMT) أو جهاز مقترن بالشحنة (CCD) ؛ بالنسبة ل SRS ، عادة ما يتم قياس تبادل الطاقة بين المضخة وحزم Stokes عن طريق تعديل عالي السرعة باستخدام مغير بصري وإزالة الصبغة باستخدام صمام ثنائي ضوئي (PD) مقترن بمضخم صوت قفل.

على الرغم من نشر العديد من التطورات والتطبيقات التكنولوجية في السنوات الأخيرة في كل من مجالات CARS و SRS ، لم يتم إجراء مقارنات منهجية بين تقنيتي CRS على نفس النظام الأساسي ، خاصة بالنسبة ل CARS فائقة الطيف و SRS المجهرية. ومن شأن المقارنات المباشرة في الحساسية والدقة المكانية والدقة الطيفية وقدرات الفصل الكيميائي أن تسمح لعلماء الأحياء باختيار أفضل طريقة للقياس الكمي الكيميائي. في هذا البروتوكول ، يتم توفير خطوات مفصلة لبناء منصة تصوير متعددة الوسائط مع كل من طرائق CARS و SRS فائقة الطيف على أساس نظام ليزر الفيمتو ثانية والتركيز الطيفي. تمت مقارنة التقنيتين في الاتجاه الأمامي للدقة الطيفية ، وحساسية الكشف ، والدقة المكانية ، وتباينات التصوير للخلايا.

Protocol

1. الإعداد الفعال لتصوير CRS فوق الطيفي ملاحظة: يتطلب توليد إشارة CRS استخدام ليزر عالي الطاقة (أي الفئة 3B أو الفئة 4). يجب معالجة بروتوكولات السلامة ويجب ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) في جميع الأوقات عند العمل في مثل هذه القوى الذروة العالية. استشر الوثائق ال…

Representative Results

مقارنات الاستبانة الطيفيةيقارن الشكل 2 الاستبانة الطيفية للفحص المجهري SRS فائق الطيف (الشكل 2A) و CARS (الشكل 2B) باستخدام عينة DMSO. بالنسبة لطيف SRS ، تم تطبيق وظيفتين لورنتزيان (انظر خطوة البروتوكول 2.3) لتناسب الطيف ، وتم الحصول على دقة …

Discussion

يصف البروتوكول المعروض هنا بناء مجهر CRS متعدد الوسائط والمقارنة المباشرة بين تصوير CARS و SRS. بالنسبة لبناء المجهر ، فإن الخطوات الحاسمة هي تداخل الحزم المكانية والزمانية وتحسين حجم الحزمة. يوصى باستخدام عينة قياسية مثل DMSO قبل التصوير البيولوجي لتحسين SNR ومعايرة نوبات رامان. تكشف المقارنة ا?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم دعم هذا البحث من قبل صندوق بدء التشغيل التابع لقسم الكيمياء بجامعة بوردو.

Materials

2D galvo scanner set Thorlabs GVS002
Acousto-optic modulator Isomet M1205-P80L-0.5
AOM driver Isomet 532B-2
Data acquisition card National Instruments PCle 6363 Custom ordered filter (980 sp)
Delay stage Zaber X-LSM050A
Deuterium oxide Millipore Sigma 151882-100G
Dichroic mirror for beam combination Thorlabs DMLP1000
Dichroic mirror for signal separation Semrock FF776-Di01-25×36
DMSO MiliporeSigma 200-664-3
MIA PaCa 2 Cells ATCC CRL-1420
Femtosecond laser system Spectral Physics InSightX3+
Filter for CARS Chroma AT655/30m
Filter for SRS Chroma ET980sp
Function generator Rigol DG1022Z
Glass rods Lattice Electro Optics SF-57
Half-wave plate Newport 10RP02-51; 10RP02-46
LabVIEW 2020 National Instruments This is the image acquisition software
Lock-in amplifier Zurich Instrument HF2LI
Microscope housing Olympus BX51W1
Objective lens Olympus UPLSAPO60XW
Origin Pro 2019b OriginLab Corporation This is the spectral fitting software
Oscilloscope Tektronix TBS2204B
Photodiode Hamamatsu S3994-01
PMT detector Hamamatsu H7422P-40
PMT voltage amplifier Advanced Research Instrument Corp. PMT4V3
Polarizing beamsplitter cube Thorlabs PBS255
Terminal block National Instruments BNC-2110

References

  1. Raman, C. V. A change of wave-length in light scattering. Nature. 121 (3051), 619 (1928).
  2. Li, S., Li, Y., Yi, R., Liu, L., Qu, J. Coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy and its applications. Frontiers in Physics. 8, 515 (2020).
  3. Evans, C. L., Xie, X. S. Coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy: chemical imaging for biology and medicine. Annual Review of Analytical Chemistry. 1 (1), 883-909 (2008).
  4. Min, W., Freudiger, C. W., Lu, S., Xie, X. S. Coherent nonlinear optical imaging: beyond fluorescence microscopy. Annual Review of Physical Chemistry. 62, 507-530 (2011).
  5. Suhalim, J. L., Boik, J. C., Tromberg, B. J., Potma, E. O. The need for speed. Journal of Biophotonics. 5 (5-6), 387-395 (2012).
  6. Duncan, M. D., Reintjes, J., Manuccia, T. J. Scanning coherent anti-Stokes Raman microscope. Optics Letters. 7 (8), 350-352 (1982).
  7. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  8. Zumbusch, A., Holtom, G. R., Xie, X. S. Three-dimensional vibrational imaging by coherent anti-Stokes Raman scattering. Physical Review Letters. 82 (20), 4142-4145 (1999).
  9. Cheng, J. -. X., Xie, X. S. Coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy: instrumentation, theory, and applications. The Journal of Physical Chemistry B. 108 (3), 827-840 (2004).
  10. Evans, C. L., et al. Chemical imaging of tissue in vivo with video-rate coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (46), 16807 (2005).
  11. Cheng, J. -. X., Volkmer, A., Book, L. D., Xie, X. S. An epi-detected coherent anti-Stokes Raman scattering (E-CARS) microscope with high spectral resolution and high sensitivity. The Journal of Physical Chemistry B. 105 (7), 1277-1280 (2001).
  12. Volkmer, A., Book, L. D., Xie, X. S. Time-resolved coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy: Imaging based on Raman free induction decay. Applied Physics Letters. 80 (9), 1505-1507 (2002).
  13. Marks, D. L., Boppart, S. A. Nonlinear interferometric vibrational imaging. Physical Review Letters. 92 (12), 123905 (2004).
  14. Ganikhanov, F., Evans, C. L., Saar, B. G., Xie, X. S. High-sensitivity vibrational imaging with frequency modulation coherent anti-Stokes Raman scattering (FM CARS) microscopy. Optics Letters. 31 (12), 1872-1874 (2006).
  15. Potma, E. O., Evans, C. L., Xie, X. S. Heterodyne coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) imaging. Optics Letters. 31 (2), 241-243 (2006).
  16. Liu, Y., Lee, Y. J., Cicerone, M. T. Broadband CARS spectral phase retrieval using a time-domain Kramers-Kronig transform. Optics Letters. 34 (9), 1363-1365 (2009).
  17. Masia, F., Karuna, A., Borri, P., Langbein, W. Hyperspectral image analysis for CARS, SRS, and Raman data. Journal of Raman Spectroscopy. 46 (8), 727-734 (2015).
  18. Knutsen, K. P., Johnson, J. C., Miller, A. E., Petersen, P. B., Saykally, R. J. High spectral resolution multiplex CARS spectroscopy using chirped pulses. Chemical Physics Letters. 387 (4-6), 436-441 (2004).
  19. Okuno, M., Kano, H., Leproux, P., Couderc, V., Hamaguchi, H. -. o. Ultrabroadband multiplex CARS microspectroscopy and imaging using a subnanosecond supercontinuum light source in the deep near infrared. Optics Letters. 33 (9), 923-925 (2008).
  20. Masia, F., Glen, A., Stephens, P., Borri, P., Langbein, W. Quantitative chemical imaging and unsupervised analysis using hyperspectral coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Analytical Chemistry. 85 (22), 10820-10828 (2013).
  21. Pegoraro, A. F., Slepkov, A. D., Ridsdale, A., Moffatt, D. J., Stolow, A. Hyperspectral multimodal CARS microscopy in the fingerprint region. Journal of Biophotonics. 7 (1-2), 49-58 (2014).
  22. Eckhardt, G., et al. Stimulated Raman scattering from organic liquids. Physical Review Letters. 9 (11), 455-457 (1962).
  23. Ploetz, E., Laimgruber, S., Berner, S., Zinth, W., Gilch, P. Femtosecond stimulated Raman microscopy. Applied Physics B. 87 (3), 389-393 (2007).
  24. Freudiger, C. W., et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 322 (5909), 1857-1861 (2008).
  25. Nandakumar, P., Kovalev, A., Volkmer, A. Vibrational imaging based on stimulated Raman scattering microscopy. New Journal of Physics. 11 (3), 033026 (2009).
  26. Slipchenko, M. N., Le, T. T., Chen, H., Cheng, J. -. X. High-speed vibrational imaging and spectral analysis of lipid bodies by compound Raman microscopy. The Journal of Physical Chemistry B. 113 (21), 7681-7686 (2009).
  27. Min, W., Freudiger, C. W., Lu, S., Xie, X. S. Coherent nonlinear optical imaging: beyond fluorescence microscopy. Annual Review of Physical Chemistry. 62 (1), 507-530 (2011).
  28. Zhang, C., Zhang, D., Cheng, J. -. X. Coherent Raman scattering microscopy in biology and medicine. Annual Review of Biomedical Engineering. 17 (1), 415-445 (2015).
  29. Prince, R. C., Frontiera, R. R., Potma, E. O. Stimulated Raman scattering: from bulk to nano. Chemical Reviews. 117 (7), 5070-5094 (2017).
  30. Lu, F. -. K., et al. Multicolor stimulated Raman scattering microscopy. Molecular Physics. 110 (15-16), 1927-1932 (2012).
  31. Ozeki, Y., et al. High-speed molecular spectral imaging of tissue with stimulated Raman scattering. Nature Photonics. 6 (12), 845-851 (2012).
  32. Wang, P., et al. Label-free quantitative imaging of cholesterol in intact tissues by hyperspectral stimulated raman scattering microscopy. Angewandte Chemie International Edition. 125 (49), 13280-13284 (2013).
  33. Freudiger, C. W., et al. Stimulated Raman scattering microscopy with a robust fibre laser source. Nature Photonics. 8 (2), 153-159 (2014).
  34. Liao, C. -. S., et al. Microsecond scale vibrational spectroscopic imaging by multiplex stimulated Raman scattering microscopy. Light: Science & Applications. 4 (3), 265 (2015).
  35. Liao, C. -. S., et al. Spectrometer-free vibrational imaging by retrieving stimulated Raman signal from highly scattered photons. Science Advances. 1 (9), 1500738 (2015).
  36. He, R., et al. Dual-phase stimulated Raman scattering microscopy for real-time two-color imaging. Optica. 4 (1), 44-47 (2017).
  37. Andresen, E. R., Berto, P., Rigneault, H. Stimulated Raman scattering microscopy by spectral focusing and fiber-generated soliton as Stokes pulse. Optics Letters. 36 (13), 2387-2389 (2011).
  38. Fu, D., Holtom, G., Freudiger, C., Zhang, X., Xie, X. S. Hyperspectral imaging with stimulated Raman scattering by chirped femtosecond lasers. The Journal of Physical Chemistry B. 117 (16), 4634-4640 (2013).
  39. Zhang, C., Aldana-Mendoza, J. A. Coherent Raman scattering microscopy for chemical imaging of biological systems. Journal of Physics: Photonics. , (2021).
  40. Martens, W. N., Frost, R. L., Kristof, J., Theo Kloprogge, J. Raman spectroscopy of dimethyl sulphoxide and deuterated dimethyl sulphoxide at 298 and 77 k. Journal of Raman Spectroscopy. 33 (2), 84-91 (2002).
  41. Gill, G. W., Gill, G. W. . Cytopreparation: Principles & Practice. , 309-323 (2013).
  42. Fu, D., et al. Imaging the intracellular distribution of tyrosine kinase inhibitors in living cells with quantitative hyperspectral stimulated Raman scattering. Nature Chemistry. 6 (7), 614-622 (2014).
  43. Wei, L., Yu, Y., Shen, Y., Wang, M. C., Min, W. Vibrational imaging of newly synthesized proteins in live cells by stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11226-11231 (2013).
  44. Lu, F. -. K., et al. Label-free DNA imaging in vivo with stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (37), 11624-11629 (2015).
  45. Slipchenko, M. N., et al. Vibrational imaging of tablets by epi-detected stimulated Raman scattering microscopy. Analyst. 135 (10), 2613-2619 (2010).
  46. Slipchenko, M. N., Zhou, B., Pinal, R., Teresa Carvajal, M., Cheng, J. -. X. RAMAN-chemical imaging of solid dosage forms based on stimulated Raman scattering. American Pharmaceutical Review. 15 (3), 66 (2012).
  47. Sarri, B., et al. Discriminating polymorph distributions in pharmaceutical tablets using stimulated Raman scattering microscopy. Journal of Raman Spectroscopy. 50 (12), 1896-1904 (2019).
  48. Fussell, A. L., Kleinebudde, P., Herek, J., Strachan, C. J., Offerhaus, H. L. Coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy visualizes pharmaceutical tablets during dissolution. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (89), e51847 (2014).
  49. Freudiger, C. W., et al. Multicolored stain-free histopathology with coherent Raman imaging). Laboratory Investigation. 92 (10), 1492-1502 (2012).
  50. Lim, R. S., et al. Multimodal CARS microscopy determination of the impact of diet on macrophage infiltration and lipid accumulation on plaque formation in ApoE-deficient mice [S]. Journal of Lipid Research. 51 (7), 1729-1737 (2010).
  51. Ji, M., et al. label-free detection of brain tumors with stimulated Raman scattering microscopy. Science Translational Medicine. 5 (201), (2013).
  52. Tabish, T. A., Narayan, R. J., Edirisinghe, M. Rapid and label-free detection of COVID-19 using coherent anti-Stokes Raman scattering microscopy. Mrs Communications. 10 (4), 566-572 (2020).
  53. Camp, C. H., et al. High-speed coherent Raman fingerprint imaging of biological tissues. Nature Photonics. 8 (8), 627-634 (2014).
  54. Wei, L., et al. Live-cell bioorthogonal chemical imaging: stimulated Raman scattering microscopy of vibrational probes. Accounts of Chemical Research. 49 (8), 1494-1502 (2016).
  55. Hu, F., Shi, L., Min, W. Biological imaging of chemical bonds by stimulated Raman scattering microscopy. Nature Methods. 16 (9), 830-842 (2019).
  56. Nie, S., Emory, S. R. Probing single molecules and single nanoparticles by surface-enhanced Raman scattering. Science. 275 (5303), 1102-1106 (1997).
  57. Steuwe, C., Kaminski, C. F., Baumberg, J. J., Mahajan, S. Surface enhanced coherent anti-Stokes Raman scattering on nanostructured gold surfaces. Nano Letters. 11 (12), 5339-5343 (2011).
  58. Fast, A., Kenison, J. P., Syme, C. D., Potma, E. O. Surface-enhanced coherent anti-Stokes Raman imaging of lipids. Applied Optics. 55 (22), 5994-6000 (2016).
  59. Zong, C., et al. Plasmon-enhanced stimulated Raman scattering microscopy with single-molecule detection sensitivity. Nature Communications. 10 (1), 1-11 (2019).
  60. Yampolsky, S., et al. Seeing a single molecule vibrate through time-resolved coherent anti-Stokes Raman scattering. Nature Photonics. 8 (8), 650-656 (2014).

Play Video

Cite This Article
Clark, M. G., Brasseale III, K. A., Gonzalez, G. A., Eakins, G., Zhang, C. Direct Comparison of Hyperspectral Stimulated Raman Scattering and Coherent Anti-Stokes Raman Scattering Microscopy for Chemical Imaging. J. Vis. Exp. (182), e63677, doi:10.3791/63677 (2022).

View Video