Summary

ヒト化免疫不全マウスモデルにおける慢性、急性、再活性化HIV感染

Published: December 03, 2019
doi:

Summary

ここでは、ヒト化マウスにおけるHIV感染のダイナミクスを研究するための3つの実験的アプローチについて説明する。最初は慢性感染イベントの研究を許可し、後者の2つは一次感染またはウイルス再活性化後の急性イベントの研究を可能にする。

Abstract

ヒト化NOD/SCID/IL-2受容体γ鎖ヌルマウスは、感染症に関する基礎および前臨床研究で利用することができるヒト免疫のいくつかの特徴を再現する。ここでは、HIV感染のダイナミクスを研究するためのヒト化免疫不全マウスの3つのモデルについて説明する。1つ目は、新生児マウスにおけるCD34+造血幹細胞の肝内注射に基づいており、複数の血液およびリンパ組織閉じ込め細胞の再構成を可能にし、続いて参照HIV株による感染を可能にする。このモデルは感染後36週間まで監視することを可能にし、従って慢性モデルと呼ばれる。第2および第3のモデルは、末梢血単核細胞が成体マウスに腹腔内注射される急性および再活性化モデルと呼ばれる。急性モデルでは、健康なドナーからの細胞は腹腔内経路を介して生着し、続いて参照HIV株による感染である。最後に、再活性化モデルでは、抗レトロウイルス療法下でHIV感染ドナーからの細胞が腹腔内経路を介して生着する。この場合、マウスの薬物のない環境は、ウイルスの再活性化とウイルス負荷の増加を可能にする。ここで提供されるプロトコルは、HIV感染のヒト化免疫不全マウスモデルに対する従来の実験的アプローチを記述する。

Introduction

ヒト化NOD/SCID/インターロイキン(IL)-2受容体γ鎖ヌル(以下、huNS γヌル)マウスモデルは、感染症、自己免疫、癌の病因の研究、ならびに薬物およびヒト細胞ベース療法前臨床試験のために広く使用されている。これらのマウスは、非肥満糖尿病(NOD)バックグラウンドに基づいており、IL-2受容体γ鎖軌跡(IL-2、IL-4、IL-7、IL-9、IL-15、およびIL-21の一般的なγ鎖)における細胞変異および標的突然変異を有し、マウスT、B、およびナチュラルキラー(NK)細胞1の発達において重篤な障害を誘発する。従って、それらは、ヒト組織、ヒトCD34+造血幹細胞(HSC)、およびヒト末梢血単核細胞(PBMC)3、4、5の生着を支持する。加えて、幹細胞因子(SCF)、顆粒球/マクロファージコロニー刺激因子(GM-CSF)、およびIL-3などのヒト造血因子のトランスジェニック発現は、ヒト骨髄ロイド集団6、7、8の生着を促進する。

HIV研究では、いくつかのhuNS γ鎖ヌルマウスモデルが記載されているが、マウス株、使用されるヒト細胞の種類、生着細胞の組織の種類、および細胞の起源(すなわち、健康対.HIV感染ドナー)9,10.しかしながら、元の株は、参照HIV株11、12、13を有する感染後のヒト細胞生着およびウイルス複製の高レベルに起因して広く使用されている。ヒト造血因子のトランスジェニック発現を伴う同様の免疫不全マウス株(例えば、 NOG-EXLまたはNSG-SGM3)またはヒト肝臓および胸腺組織のインプラント(骨髄肝胸腺[BLT]マウス)は、抗HIV免疫応答における骨髄集団の役割、これらの組織に対するHIVの影響、およびウイルス貯留部としての関与を評価するのに有用である。さらに、ヒト白血球抗原(HLA)分子のトランスジェニック発現を有するいくつかの株、ならびにBLTマウスは、HIV感染16、17に対するT細胞応答を研究するために使用することができる。

一般に、これらのマウスにおいて、ヒト化は、細胞起源、送達経路(腹腔内、肝内、静脈内、心内)および生着時のマウス年齢18、19、20に依存する。細胞起源に関しては、臍帯血に由来するヒトCD34+HSC、胎児肝臓、又は動員末梢血を新生児又は若いマウス3、21に注射することができる。加えて、成人γ鎖ヌルマウスは、PBMC(ここでは、hu-PBL-NS γ鎖ヌルマウスと呼ばれる)の注射によってヒト化することができ、血液中のこれらの細胞の時間循環を可能にし、二次リンパ球器官、および炎症組織22、23、24。

ここで説明する、HIV感染の研究のためのhuNS γ鎖ヌルマウスモデルの確立のための詳細なプロトコルである。1つ目は、健康なドナー由来の臍帯血に由来するヒトCD34+HSCを新生児マウスに注射し、続いてヒト免疫系再構成後14週間のHIV株を用いた感染を行う慢性モデルである。このモデルは感染後〜36週間のマウスの監視を可能にする。第2モデルは急性モデルであり、健康なドナー由来のPBMCを成人NS γ鎖ヌルマウスに注射し、続いてマウスにおけるヒトT細胞増殖の3週間後に参照HIV株を用いて感染する。最後に、第3モデルは再活性化モデルであり、HIV感染ドナー由来のPBMCを抑制抗レトロウイルス療法(ART)下で成人NS γ鎖ヌルマウスに注射する。この場合、薬物のない環境は、ウイルスの再活性化とウイルス負荷の増加を可能にします。2つの後者のモデルは生着後0~9週間のモニタリングを可能にする。

全体的に、これらの3つのモデルは、ウイルス学的研究、新規薬物の前臨床試験、および世界的な免疫応答に対するHIV感染効果の評価に有用である。また、HIVに感染したヒト化マウスの使用には、実験の前に機関バイオセーフティ委員会(IBC)および制度動物ケア利用委員会(IACUC)による審査と承認が必要であることを考慮することも重要です。これにより、危険な生物学的物質の使用および実験動物の人道的取り扱いに関するすべての社内外の制度規制に従うことができる。

Protocol

この研究では、メリーランド大学医学部の動物ケア・利用委員会(IACUC)によって審査され、承認されたプロトコルに従って、すべての動物のケアと手順が行われました(プロトコル番号1018017、1018018、および0318009)。 1. ヒトCD34+新生児マウスのHSC生着 滅菌スクラブ、手袋、専用シューズ、靴カバー、マスク、ゴーグル、ヘア/ビアードボンネット、無菌ラボコ?…

Representative Results

上述したように、14週後のHSC注射(慢性モデル)または3週間後のPBMC注射(急性および再活性化モデル)において、マウスはフローサイトメトリーによって生着したヒト細胞のレベルをスクリーニングするために血を流す。1)ヒトCD45+細胞再構成および2)CD4+およびCD8+T細胞の割合の評価のための代表的なゲーティング戦略を図1Aに示す。典型?…

Discussion

ヒト化のための免疫不全マウス株の開発において重要な進歩が達成されており、研究目的1に応じて使用できる多くの異なる選択肢がある。ここで提供されるNS γ鎖ヌルマウスおよび遺伝的に類似した株のヒト化のための一般的なプロトコルは、HIV感染を研究するための3つの異なるモデルで採用される。第1の実験アプローチでは、照射された新生児マウスは、臍帯血…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、JCZに対するIHV臨床部門の内部資金によって支援されました。

Materials

0. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3735.S.X
1. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3745.S.X
10 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0010
15 ml conical tubes Stellar scientific T15-600
25 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0025
5 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0005
50 ml conical tubes Stellar scientific T50-600
ACK lysis buffer Quality biological 118-156-101
Alcohol prep pads Fisher scientific 06-669-62 Sterile
Anti-Human CD3 clone UCHT1 Biolegend 300439 APC conjugated
Anti-Human CD4 clone OKT4 Biolegend 317420 AF488 conjugated
Anti-Human CD45 clone 2D1 Biolegend 368522 BV421 conjugated
Anti-Human CD8 clone SK1 Biolegend 344710 PerCP-Cy5.5 conjugated
Biosafaty cabinet level 2 If posible connected to an exauste chimeny when handling Isoflurane
Bonnet Fisher scientific 17-100-900 Single use cap for basic protection
Cavicide Metrex 13-1000 Surface desinfectant
CD34+ cells Lonza 2C-101 As many vials available from a single donor
Centrifuge Beckman 65-6KR
Clear jar Amazon 77977
Cotton gauze pad Fisher scientific 22-415-468 Sterile
Disposable lab coats Fisher scientific 19-472-422
EDTA micro tubes Greiner bio-one 450480
Face Mask Fisher scientific 17-100-897
FACS lysing solution BD 340202
FBS premium HI Atlanta biologicals S1115OH
Ficoll GE health one 17-1440-02
Flow cytometer We used FACS Aria II
Flow cytometry tubes Falcon 352054 5 ml polystyrene and round bottom
HIV BaL Prepared in our uQUANT core facility
Human PBMCs HIV positive and negative volunteers
Infrared warming pad Venet scientific DCT-25 Temporary therapeutic warming pad for small animals
Isentress (Raltegravir) Merck NSC 0006-0227061 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Integrase inhibitor
Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Mark I irradiator Equipment belonging to university of Maryland
Micro pipettes
Microcentrifuge Eppendorf
Mouse ear tags National Band & Tag company 1005-1L1
Natelson blood collection tubes Fisher scientific 02-668-10
NOG-EXL Taconic HSCFTL-13395-F
NSG mice Jackson 5557 Time pregnant females for CD34 engraftment and Juveniles for PBMCs engraftment
NSG-SGM3 Jackson 13062
Paraformaldehyde 16% Electron microscopy sciences 15710
PBS 1X pH 7.4 Gibco 100-10-023
Petri dishes Fisher scientific 08-757-28
Quantistudio qPCR machine Thermo QS3
Reagent reservoirs Costar 4870
RPMI media 1640 1X Gibco 11875-093
Shoe covers Fisher scientific 17-100-911
Sterile disposable Gloves Microflex SUF-524
SuperScript II First-Strand Synthesis SuperMix Invitrogen 10080-400 cDNA synthesis
Syringes 28-G x 1/2 BD 329-461
Syringes 29-G x 1/2 BD 324-702
Truvada (Emtricitabine and Tenofovir Gilead NDC 61958-0701-1 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Nicleoside analog-transcriptase inhibitor
Trypan blue Sigma T8154 Cell count and viability
Vick Vaporub School health 43214 Ointment based on menthol and eucalyptus
Water molecular biology grade Quality biological 351-029-131

References

  1. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, 118-130 (2007).
  2. Koboziev, I., et al. Use of humanized mice to study the pathogenesis of autoimmune and inflammatory diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (7), 1652-1673 (2015).
  3. Ito, M., et al. NOD/SCID/γcnull mouse: An excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  4. Ishikawa, F., et al. Development of functional human blood and immune systems in NOD/SCID/IL2 receptor {gamma} chain(null) mice. Blood. 106 (5), 1565-1573 (2005).
  5. Kim, K. C., et al. A Simple Mouse Model for the Study of Human Immunodeficiency Virus. AIDS research and human retroviruses. 32 (2), 194-202 (2016).
  6. Wunderlich, M., et al. AML xenograft efficiency is significantly improved in NOD/SCID-IL2RG mice constitutively expressing human SCF, GM-CSF and IL-3. Leukemia. 24 (10), 1785-1788 (2010).
  7. Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγnull humanized mice. Blood. 117 (11), 3076-3086 (2011).
  8. Coughlan, A. M., et al. Myeloid Engraftment in Humanized Mice: Impact of Granulocyte-Colony Stimulating Factor Treatment and Transgenic Mouse Strain. Stem cells and development. 25 (7), 530-541 (2016).
  9. Kumar, P., et al. T Cell-Specific siRNA Delivery Suppresses HIV-1 Infection in Humanized Mice. Cell. 134 (4), 577-586 (2008).
  10. Victor Garcia, J. Humanized mice for HIV and AIDS research. Current Opinion in Virology. 19, 56-64 (2016).
  11. Araínga, M., Su, H., Poluektova, L. Y., Gorantla, S., Gendelman, H. E. HIV-1 cellular and tissue replication patterns in infected humanized mice. Scientific Reports. 6, 1-12 (2016).
  12. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational ART. Journal of Virology. 92 (7), 2118 (2018).
  13. Medina-Moreno, S., et al. Targeting of CDK9 with indirubin 3’-monoxime safely and durably reduces HIV viremia in chronically infected humanized mice. PLoS ONE. 12 (8), 1-13 (2017).
  14. Honeycutt, J. B., et al. Macrophages sustain HIV replication in vivo independently of T cells. The Journal of Clinical Investigation. 126 (4), 1353-1366 (2016).
  15. Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. HIV Replication in Humanized IL-3/GM-CSF-Transgenic NOG Mice. Pathogens. 8 (33), 1-16 (2019).
  16. Akkina, R., et al. Improvements and Limitations of Humanized Mouse Models for HIV Research: NIH/NIAID “Meet the Experts” 2015 Workshop Summary. AIDS Research and Human Retroviruses. 32 (2), 109-119 (2015).
  17. Dudek, T. E., Allen, T. M. HIV-Specific CD8+ T-Cell Immunity in Humanized Bone Marrow-Liver-Thymus Mice. The Journal of Infectious Diseases. 208, 150-154 (2013).
  18. Skelton, J. K., Ortega-Prieto, A. M., Dorner, M. A Hitchhiker’s guide to humanized mice: new pathways to studying viral infections. Immunology. 154, 50-61 (2018).
  19. Pearson, T., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Creation of “humanized” mice to study human immunity. Current Protocols in Immunology. , (2008).
  20. Hasgur, S., Aryee, K. E., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. Generation of Immunodeficient Mice Bearing Human Immune Systems by the Engraftment of Hematopoietic Stem Cells. Methods in molecular biology. 1438, 67-78 (2016).
  21. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  22. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), 303-314 (2008).
  23. King, M. A., et al. Human peripheral blood leucocyte non-obese diabetic-severe combined immunodeficiency interleukin-2 receptor gamma chain gene mouse model of xenogeneic graft-versus-host-like disease and the role of host major histocompatibility complex. Clinical and Experimental Immunology. 157 (1), 104-118 (2009).
  24. Covassin, L., et al. Human peripheral blood CD4 T cell-engrafted non-obese diabetic-scid IL2rgamma(null) H2-Ab1 (tm1Gru) Tg (human leucocyte antigen D-related 4) mice: a mouse model of human allogeneic graft-versus-host disease. Clinical and experimental immunology. 166 (2), 269-280 (2011).
  25. Heredia, A., et al. Targeting of mTOR catalytic site inhibits multiple steps of the HIV-1 lifecycle and suppresses HIV-1 viremia in humanized mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (30), 9412-9417 (2015).
  26. Nair, A., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  27. Miller, P. H., et al. Analysis of parameters that affect human hematopoietic cell outputs in mutant c-kit-immunodeficient mice. Experimental Hematology. 48, 41-49 (2017).
  28. Murphy, W. J., et al. Induction of T cell differentiation and lymphomagenesis in the thymus of mice with severe combined immune deficiency (SCID). Journal of Immunology. 153 (3), 1004-1014 (1994).
  29. Poluektova, L. Y., et al. Humanized Mice as Models for Human Disease. Humanized Mice for HIV Research. , 15-24 (2015).
  30. Nakata, H., et al. Potent anti-R5 human immunodeficiency virus type 1 effects of a CCR5 antagonist, AK602/ONO4128/GW873140, in a novel human peripheral blood mononuclear cell nonobese diabetic-SCID, interleukin-2 receptor gamma-chain-knocked-out AIDS mouse model. Journal of Virology. 79 (4), 2087-2096 (2005).
  31. Terahara, K., et al. Fluorescent Reporter Signals, EGFP, and DsRed, Encoded in HIV-1 Facilitate the Detection of Productively Infected Cells and Cell-Associated Viral Replication Levels. Frontiers in Microbiology. 2, 280 (2012).
  32. Nicolini, F. E., Cashman, J. D., Hogge, D. E., Humphries, R. K., Eaves, C. J. NOD/SCID mice engineered to express human IL-3, GM-CSF and Steel factor constitutively mobilize engrafted human progenitors and compromise human stem cell regeneration. Leukemia. 18 (2), 341-347 (2004).
  33. Cyster, J. G., et al. Follicular stromal cells and lymphocyte homing to follicles. Immunological Reviews. 176, 181-193 (2000).
  34. Seung, E., Tager, A. M. Humoral Immunity in Humanized Mice: A Work in Progress. Journal of Infectious Diseases. 208, 155-159 (2013).
  35. Wahl, A., Victor Garcia, J. The use of BLT humanized mice to investigate the immune reconstitution of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 410, 28-33 (2014).
  36. Suzuki, M., et al. Induction of human humoral immune responses in a novel HLA-DR-expressing transgenic NOD/Shi-scid/γc null mouse. International Immunology. 24 (4), 243-252 (2012).
  37. Ali, N., et al. Xenogeneic Graft-versus-Host-Disease in NOD-scid IL-2Rγnull Mice Display a T-Effector Memory Phenotype. PLoS ONE. 7 (8), 1-10 (2012).
  38. Brehm, M. A., Wiles, M. V., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Generation of improved humanized mouse models for human infectious diseases. Journal of Immunological Methods. 410, 3-17 (2014).
  39. Hakre, S., Chavez, L., Shirakawa, K., Verdin, E. HIV latency: experimental systems and molecular models. FEMS Microbiology Reviews. 36 (3), 706-716 (2012).
  40. Wu, F., et al. TRIM5α Restriction Affects Clinical Outcome and Disease Progression in Simian Immunodeficiency Virus-Infected Rhesus Macaques. Journal of Virology. 89 (4), 2233 (2015).

Play Video

Cite This Article
Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Heredia, A., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. Chronic, Acute, and Reactivated HIV Infection in Humanized Immunodeficient Mouse Models. J. Vis. Exp. (154), e60315, doi:10.3791/60315 (2019).

View Video