Beeldgeleide, Laser-gebaseerde Fabrication of Vascular-afgeleide microfluïdische Networks
Summary
This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced “on-a-chip” devices.
Abstract
Deze gedetailleerde protocol beschrijft de uitvoering van beeldgeleide, laser gebaseerde hydrogeldegradatie voor de vervaardiging van vasculaire afgeleide microfluïdische netwerk ingebed in PEGDA hydrogels. Hier beschrijven we de creatie van virtuele maskers die het mogelijk maken voor beeldgeleide laser controle; de fotopolymerisatie van een micromolded PEGDA hydrogel, geschikt voor microfluïdische netwerk fabricage en druk-head gedreven stroom; de installatie en het gebruik van een commercieel beschikbare laser scanning confocale microscoop gekoppeld aan een femtoseconde gepulste Ti: S laser om hydrogel degradatie te induceren; en de beeldvorming van gefabriceerde microfluïdische netwerken met fluorescerende soorten en confocale microscopie. Een groot deel van het protocol is gericht op de juiste instelling en uitvoering van de microscoop software en microscoop macro, omdat deze zijn cruciale stappen in het gebruik van een commercieel microscoop voor microfluïdische fabricage doeleinden die een aantal fijne kneepjes bevatten. De beeldgeleide onderdeel van deze technique voor de implementatie van 3D afbeeldingsstapels of door de gebruiker gegenereerde 3D-modellen, waardoor creatieve microfluidic ontwerp en de fabricage van complexe microfluïdische systemen vrijwel elke configuratie. Met een verwachte impact in tissue engineering, kunnen de in dit protocol methoden helpen bij de fabricage van geavanceerde biomimetische microtissue constructies voor organisaties en human-on-a-chip apparaten. Door het nabootsen van de complexe architectuur, kronkeligheid, grootte en dichtheid van bloedvaten in vivo, kunnen essentiële biologische transportprocessen worden gerepliceerd in deze constructen, waardoor nauwkeuriger vitro modelleren van farmacokinetiek en drug.
Introduction
Het vasculaire systeem, bestaande uit zowel lymfatische en hart en vaten, vormen zeer dichte netwerken die essentieel zijn voor het transport van voedingsstoffen en zuurstof en het verwijderen van metabole afvalstoffen. Dienovereenkomstig, cellen die in gevasculariseerde weefsels zijn nooit meer dan 50-100 urn uit de buurt van een vat 1. Het vermogen om in vivo vasculaire architectuur reproduceren vitro kritisch nauwkeurig modelleren vivo transportprocessen via gemanipuleerde constructen. Met een recente aandrijving van organen-on-a-chip-inrichtingen 2 voor high-throughput drug screening 3,4 en 5,6 ziektemodel ontwikkelen methoden microfluïdische netwerken die in vivo-achtige vervoer in synthetische of natuurlijke hydrogels herhalen tekent creëren significant belang. Om de biomimicry van microweefsels gebruikt in deze apparaten te verbeteren, ontwikkelden we een beeldgeleide, op laser gebaseerde hydrogel degradatie methode die drie-dimensiona gebruikimage l (3D) stapels van inheemse vaatstelsel als templates to-vasculaire afgeleide microfluïdische netwerken ingebed in PEGDA hydrogels 7 genereren. Dit protocol beschrijft het gebruik van een commercieel verkrijgbare laser-scanning confocale microscoop voorzien van een femtoseconde gepulste laser-vasculaire afgeleide biomimetische microfluïdische netwerken PEGDA hydrogelen fabriceren via beeldgeleide, op laser gebaseerde afbraak.
De huidige aanpak van hydrogels fluïdiseren omvatten de inductie van vasculaire of angiogene 8-10 10-12 endotheliale cellen zelf-assemblage en microfabrication technieken om vooraf gedefinieerde kanalen te creëren voor endothelialisatie 13-16. Terwijl zelf-geassembleerde netwerken recapituleren de dichtheid en complexe architectuur van microvasculatuur, ze vaak meer doorlaatbaar dan in vivo netwerken 11,17,18, die problematisch modellering vervoer medicijnscreeningtoepassingen zijn. Zelf-assemblerende netwerken bestaan uit Physiologtisch relevante, capillaire afmetingen schepen, maar moeilijk te integreren in bulk vloeistofstroom als gevolg van beperkingen in het genereren arteriole groter formaat schepen. Aangezien er geen directe controle over het samenstel van deze netwerken, kan de uiteindelijke architectuur van monster tot monster, waardoor het moeilijk herhaaldelijk produceren netwerken met dezelfde fluïdumstroom en transporteigenschappen.
3D, hydrogel geïntegreerde microfluïdische netwerken herhaalbare geometrie en goed gedefinieerde architectuur genereren een aantal microfabricage technieken ontwikkeld, zoals modulaire opbouw 13, 3D-printen opofferingskolommen materialen 16, direct-write assemblage 14 en omnidirectionele printen 15. Het toepassen van deze methoden, microfluïdische architectuur, en dus stroming en transport eigenschappen, kan herhaaldelijk worden vervaardigd in vele constructies. Een belangrijke beperking van deze benadering is echter het onvermogen om microf creërenluidic netwerken met capillaire afmetingen functies, 4-10 urn 19. Meest microproductietechnieken vaak beperkt tot functies variërend 150-650 urn diameter 13,16. Sommige bestaande technieken kunnen genereren hiërarchische netwerken kanalen in uiteenlopende diameter, 10 tot 300 urn voor direct-write samenstel 14, en 18 tot 600 pm voor omnidirectionele afdrukken 15, maar ze zijn beperkt in hun vermogen om dichte netwerken of genereren meerdere microfluïdische netwerk dicht produceren in een enkel construct 7.
Sommige van deze beperkingen te overwinnen, ontwikkelden we een beeldgeleide, lasergebaseerde hydrogeldegradatie techniek die reproduceerbare vervaardiging van biomimetische, hiërarchische microfluïdische netwerk dat de architectuur van in vivo microvasculatuur recapituleren toelaat. Om dit te doen, een 790 nm, 140 femtoseconde (fs) gepulste laser die werkt bij 80 MHz-raster gescand in 3D gewenste locaties binnen een hydrogel zoals gedefinieerd beeldvorming in vivo vasculatuur. We speculeren dat het afbraakproces werkt door de laser geïnduceerde optische verdeling van water, het verkregen plasma formatie, de daaropvolgende snelle thermo-elastische uitzetting van water en de plaatselijke afbraak van de hydrogel zoals water uitzet 20. Dit mechanisme verschilt enigszins van laser gebaseerde afbraak van eiwit gebaseerde hydrogels 21-24. Unlike PEGDA, die een lage multifoton dwarsdoorsnede, eiwitten vaak een grote multifoton dwarsdoorsnede en daarom afgebroken via een multifoton absorptie geïnduceerde chemische breuk 23. Om beeldgeleide microfluïdische netwerken te genereren, wordt de laser sluiter gecontroleerd door-afbeelding op basis virtuele maskers, die bestaan uit een mozaïek van regio's van belang 9 dat de microfluïdische architectuur te definiëren. Met deze aanpak, hebben we de mogelijkheid om 3D-afgeleide vasculaire biomimetische Microfluïdieksysteem fabriceren aangetoondic netwerken, die de dichte kronkelige architectuur van in vivo vasculatuur recapituleren, om lokaal te bedienen de porositeit van hydrogelen door het veranderen van de hoeveelheid energie geleverd tijdens afbraak. We zijn ook in staat om twee onafhankelijke microfluïdische netwerken die met elkaar vervlochten in de nabijheid (15 pm), maar nooit rechtstreeks aansluiten 7 genereren geweest. We hebben ook aangetoond dat het vermogen om laser-aangetaste microkanalen endothelialize door post afbraak functionalisering met integrine ligatie peptidesequentie, Arginine-Glycine-Asparaginezuur-Serine (RGDS), endotheliale cel adhesie en vorming van lumen 7 bevorderen.
Met dit protocol, is het genereren van complexe microfluïdische netwerken in PEGDA hydrogels mogelijk gemaakt via beeldgeleide, op laser gebaseerde degradatie met behulp van een commercieel verkrijgbare microscoop toegankelijk op veel universiteitscampussen. Als de afbraak wordt gestuurd door digitale, virtuele maskers, dit fabricatietechniek is vatbaar voor de creatieve vormgeving van microfluïdische netwerk, waardoor het gebruik ervan in diverse toepassingen. We verwachten dat de hier beschreven werkwijze voordeligst ontwerpen biomimetische lijke en menselijke-on-a-chip apparaten kan repliceren biologische transportprocessen belang modelleren geneesmiddeltransport 2 is. Deze fabricagetechniek kan ook van belang voor het genereren van in vitro ziektemodellen, zoals kanker metastase 5,6 en bloed-hersenbarrière modellen 25 zijn. As-laser gebaseerde hydrogel degradatie is eerder gebruikt om tracks voor de begeleiding van neuronale uitgroei 21-23 te creëren, kan de beeldgeleide uitbreiding van deze techniek nuttig blijken in geavanceerde tissue engineering strategieën aan cellen in door de gebruiker gedefinieerde 3D ruimtelijke regelingen te positioneren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Cruciaal dwingende standaardfuncties van de microscoop software om het gebruik van virtuele maskers voor beeldgeleide, laser gebaseerde afbraak schakelen, moet de microscoop macro worden ingesteld en zorgvuldig gemanipuleerd. Hoe de microscoop software-interfaces met de microscoop macro kan soms contra-intuïtief, en veel moeite geïnvesteerd in het bepalen van de optimale instellingen in beide programma's om deze methode te ontwikkelen. Een algemene basiskennis van laser scanning confocale microscoop gebruikt, vooral in verband met de "Fase" en "Focus" vensters voor het vinden en correct positioneren van de hydrogel in de x, y en z dimensies, voordat laser gebaseerde afbraak. Bovendien is de vervaardiging van een inlaatkanaal is van cruciaal belang om het protocol; gesuspendeerd fluorescerende species moet kunnen de microfluïdische systemen invoeren voor succesvolle beeldvorming en karakterisatie netwerk. Het is belangrijk op te merken dat dit protocol van toepassing is op een bepaalde laser-scanning confocale microscoop geconfigureerd met een specifiek femtoseconde gepulste laser, hardlopen specifieke versies van de microscoop software en de microscoop macro (zie details in de lijst van specifieke materialen / Equipment). We hebben ontdekt dat nieuwere versies van de microscoop macro niet over de nodige controle en de functionaliteit die nodig is voor beeldgeleide laser controle. Terwijl andere platforms microscoop en gepulste laserbronnen worden gebruikt, dit protocol zijn specifiek voor dit systeem en moeten gewijzigd worden afhankelijk van het platform, laserbron en software geïmplementeerd. De uitgangspunten in dit protocol nog steeds van toepassing, echter.
Een mogelijke wijziging van dit protocol omvat het veranderen van de hydrogelsamenstelling. Hier, benut we 5 gew%, 3,4 kDa PEGDA hydrogels, maar op laser gebaseerde afbraak (voor doeleinden afgezien van microfluïdische netwerk generatie) is ingevoerd om zowel synthetische en natuurlijke hydrogels, met inbegrip van gePEGyleerd fibrine af te brekenOgen 21,22, zijde eiwit hydrogels 23, en collageen 24. Aanpassing van het laservermogen, scansnelheid, afstand tussen Z-segmenten, en het aantal herhalingen helpt bij het bepalen van de optimale parameters microfluïdische netwerken in andere hydrogelformuleringen fabriceren.
Een stroombegrenzing van de techniek is de totale hoeveelheid hydrogel die kan worden afgebroken in een mogelijke tijd. Open holten of microfluïdische functies binnen de hydrogel te creëren, de laser verblijftijd moet op of boven de 8.96 ps / pixel (of een laser scan snelheid van 0,021 micrometer / ps) bij gebruik van een laser Fluence van 37,7 nJ / um 2. Met deze instelling duurt 1,4 h tot schepen binnen 0,014 mm 3 volume degraderen (zoals gezien in figuur 1). Met behulp van een laser verblijftijd van 4,48 ps / pixel of onder het afgegeven energie is niet genoeg voor een volledige afbraak van de hydrogel formulering hier gebruikt. Het implementeren van een ander hydrogelsamenstelling kan deze beperking te overwinnen. Het gebruik van fotolabiele gels die lichtgevoelige componenten 34-36 of hydrogels die grote multiphoton dwarsdoorsneden 21-24 gaat met een goede opties die het gebruik van minder energie mogelijk wordt en resulteren in een snellere afbraak. Wat dimensionele beperkingen zijn functies gefabriceerd tot 1,5 mm diep in de hydrogel 7. De diepte haalbaar is een functie van de werkafstand van het doel en kan worden verhoogd met behulp van ultra-lange werkafstand doelstellingen geoptimaliseerd voor in vivo beeldvorming. De kleinste gemeten kanaal 7 gemaakt met een 20X (NA1.0) doelstelling waterdompel had een breedte van 3,3 urn en de diepte van 8,9 urn, die op een lijn met de grootte van de kleinste kanalen gegenereerd in figuur 1. Terwijl andere labs lagere NA doelstellingen 21,23,24 hebben gebruikt, verwachten we dat microfluïdische netwerken met kleinere functies kunnen worden gegenereerd met behulp van hogedoelstellingen er NA ten koste van een verminderde werkafstand. Uiteindelijk vereist het oplossen van de techniek is een functie van de puntspreidingsfunctie van de gefocusseerde laserbundel, de laser scanning eigenschappen, de hoeveelheid energie die de laser geleverde, en de laser absorptie-eigenschappen van het materiaal dat wordt afgebroken.
Voorts laser eigenschappen (snelheid, fluentie, afstand tussen de virtuele maskers en aantal herhalingen) worden geoptimaliseerd op basis van hydrogel eigenschappen (verknopingsdichtheid macromeer / monomeer molecuulgewicht gewichtsprocent en type hydrogel: eiwit gebaseerde synthetische vs. ), omdat deze inherent veranderen interacties met de laser en daarmee de uiteindelijke uitkomst van het proces. De geleverde energie ook beïnvloed door het doel gebruikt, is extra optimalisatie nodig bij het schakelen tussen doelstellingen. Met betrekking tot de kosten, is toegang tot een microscoop met een gepulste laser vereist, en hoewel veel verschillende bezwaarlingen kan worden gebruikt, die met een hoge NA en lange werkafstand (in vivo beeldvorming) kan duur zijn.
Boven en buiten het protocol hier beschreven, kan microfluïdische netwerken gegenereerd met behulp van deze techniek ook worden gefunctionaliseerd met cell-lijm peptiden post-channel fabricage om endotheelcellen adhesie en vorming van lumen 7 induceren. Bovendien kan de opname van cel-afbreekbare peptidesequenties in het bulkmateriaal 9 vóór degradatie kanaal kunnen worden bestudeerd van celmigratie in en door de hydrogel. Voor continue fluïdisatie van de microfluïdische netwerk binnen de hydrogel, hydrogels kunnen worden gefotopolymeriseerd in grotere fluïduminrichtingen of huizen, zoals blijkt uit figuren 2 en 3 7.
Het genereren van vasculaire netwerken via vasculaire of angiogene zelfassemblage 8-12 biedt een eenvoudige benadering van de va inducerenscularization gedurende een relatief groot volume hydrogel. Deze aanpak resulteert in perfusable vloeibare netten is moeilijk rechtstreeks de grootte, kronkeligheid, dichtheid en algemene netwerkarchitectuur regelen. Door deze beperking kan het stromingsprofiel en afschuifsnelheden in de vasculatuur verschillen experimenten. Als alternatief microfabrication technieken 13-16 zorgen voor directe controle over het netwerk van architectuur, maar zijn vaak beperkt door hun onvermogen om kleine, capillaire-sized kanalen of de fabricage van dichte netwerken die na te bootsen in vivo vasculaire architectuur te genereren. Terwijl de laser-gebaseerde hydrogel degradatie techniek hier beschreven is onlangs hergebruikt voor microfluïdische generatie, daar tegelijkertijd overwint zowel de bouwkundige controle en grootte op basis van beperkingen van de bestaande microfabrication methoden doordat de creatie van 3D biomimetische microfluïdische netwerken die de dichtheid, kronkeligheid recapituleren, grootte, en de algehele architecture in vivo vasculatuur. Bovendien kunnen meerdere fluïde netwerken worden opgewekt in een hydrogel, die de studie van inter-netwerktransport 7. Voor tissue engineering-toepassingen die streven naar nauwer repliceren in vivo transportprocessen in vitro, de hoogst vastbesloten-hydrogel ingesloten microfluïdische netwerken die hier geschetst zijn zeer geschikt. We verwachten dat dit protocol bij de ontwikkeling van weefsel constructies zal zijn dat nauwkeuriger na te bootsen in vivo transport voor gebruik als drug discovery-apparaten en in vitro modellen ziekte.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors thank Dr. Jeff Caplan and Mr. Michael Moore at the Delaware Biotechnology Institute Bio-Imaging Center for their support with confocal microscopy. Access to microscopy equipment was supported by the National Institutes of Health (NIH) shared instrumentation grants (S10 RR0272773 and S10 OD016361) and the State of Delaware Federal Research and Development Grant Program (16A00471). This research was supported by grants from the Institutional Development Award (IDeA) from the NIH National Institute of General Medical Sciences (P20GM103446), the American Cancer Society (14-251-07-IRG), the University of Delaware Research Foundation (14A00778), the Cancer Prevention and Research Institute of Texas (CPRIT) (RR140013), and the NIH National Library of Medicine (4 R00 LM011390-02).
Materials
| MATLAB | Mathworks | R2015a | named "programming software" in protocol; refer to source 9 for details on algorithm |
| FIJI (Fiji is Just Image J) | NIH | version 1.51a | named "image processing software" in protocol |
| LSM 780 Confocal Microscope | Zeiss | named "laser-scanning confocal microscope" in protocol; for laser-based hydrogel degradation | |
| Zen 2010B SP1 | Zeiss | release version 6.0 | named "microscope software" in protocol; for use on Zeiss LSM-780 |
| Multitime, 2010 | Zeiss | v16.0 | named "microscope macro" in protocol; for use on Zeiss LSM-780 (in conjunction with Zen) |
| Objective W Plan-Apochromat 20x/1.0 DIC D=0.17 M27 75mm | Zeiss | 421452-9880-000 | for use on Zeiss LSM-780 |
| Chameleon Vision II Modelocked Ti:S Laser | Coherent | named "high-powered pulsed laser" in protocol | |
| Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S5886-1KG | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375-250G | |
| Triethanolamine (TEOA) | Sigma-Aldrich | 90279-100ML | flammable; skin and eye irritant; work with in a fume hood |
| Sodium hydroxide | Sigma-Aldrich | S5881-500G | |
| 150 mL Vacuum Filtration Cups with 0.2 µm PES Membrane | VWR | 10040-460 | |
| PEGDA | synthesized in house | refer to source 33 for synthesis methods; store under argon | |
| Eosin Y disodium salt | Sigma-Aldrich | E6003-25G | |
| 1-vinyl-2-pyrrolidinone (NVP) | Sigma-Aldrich | V3409-5G | store under argon; carcinogenic; work with in a fume hood |
| 3M Double Coated Tape, 9500PC, 6.0 mil | Thomas Goldkamp | 37728 | |
| Flexmark 90 PFW Liner | FLEXcon | FLX000620 | backing for handling of double coated tape |
| Model SC Plotter (adhesive cutter) | USCutter | SC631E | used to cut adhesive in ring shapes to connect coverslips to petri dishes |
| 60 mm Petri Dish with 20 mm Hole | MatTek Corporation | P60-20-F-NON | |
| High Intensity Illuminator (white light source) | Fiber-Lite | 4715MS-12WB10 | |
| Power Meter | Newport | 1916-R | detect power at 524 nm when using white light source |
| Slim Profile Wand Detector | Newport | 918D-ST | for use with power meter |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | 3097358-1004 | used to make PDMS molds; refer to source 7 for methods |
| TMPSA-Functionalized #1.5 Coverslips, 40 mm Round | synthesized in house | refer to source 7 for methods | |
| Dextran, Fluorescein, 2,000,000 MW, Anionic, Lysine Fixable | Life Technologies | D7137 | can use alternative tagged dextrans; 2000 kDa does not diffuse readily into a 5% 3.4kDa PEGDA hydrogel |
| 1 mL Syringe, Luer-Lok | BD | 309628 | |
| Acrodisc Syring Filter, 0.2µm Supor Membrane, Low Protein Binding | Pall | PN 4602 | |
| sticky-Slide VI0.4 | Ibidi | 80601 | microfluidic devices that can be used to house hydrogels |
References
- Baish, J. W., Stylianopoulos, T., et al. Scaling rules for diffusive drug delivery in tumor and normal tissues. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 108 (5), 1799-1803 (2011).
- Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
- Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-chips at the frontiers of drug discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
- Ghaemmaghami, A. M., Hancock, M. J., Harrington, H., Kaji, H., Khademhosseini, A. Biomimetic tissues on a chip for drug discovery. Drug Discov. Today. 17 (3-4), 173-181 (2012).
- Jeon, J. S., Bersini, S., et al. Human 3D vascularized organotypic microfluidic assays to study breast cancer cell extravasation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 112 (1), 214-219 (2015).
- Pisano, M., Triacca, V., Barbee, K. A., Swartz, M. A. An in vitro model of the tumor-lymphatic microenvironment with simultaneous transendothelial and luminal flows reveals mechanisms of flow enhanced invasion. Integr. Biol. 7 (5), 525-533 (2015).
- Heintz, K. A., Bregenzer, M. E., Mantle, J. L., Lee, K. H., West, J. L., Slater, J. H. Fabrication of 3D Biomimetic Microfluidic Networks in Hydrogels. Adv. Healthc. Mater. , (2016).
- Cuchiara, M. P., Gould, D. J., McHale, M. K., Dickinson, M. E., West, J. L. Integration of Self-Assembled Microvascular Networks with Microfabricated PEG-Based Hydrogels. Adv. Funct. Mater. 22 (21), 4511-4518 (2012).
- Culver, J. C., Hoffmann, J. C., Poché, R. A., Slater, J. H., West, J. L., Dickinson, M. E. Three-Dimensional Biomimetic Patterning in Hydrogels to Guide Cellular Organization. Adv. Mater. 24 (17), 2344-2348 (2012).
- Kim, S., Lee, H., Chung, M., Jeon, N. L. Engineering of functional, perfusable 3D microvascular networks on a chip. Lab Chip. 13 (8), 1489 (2013).
- Saik, J. E., Gould, D. J., Keswani, A. H., Dickinson, M. E., West, J. L. Biomimetic Hydrogels with Immobilized EphrinA1 for Therapeutic Angiogenesis. Biomacromolecules. 12 (7), 2715-2722 (2011).
- Zisch, A. H., Lutolf, M. P., et al. Cell-demanded release of VEGF from synthetic, biointeractive cell-ingrowth matrices for vascularized tissue growth. FASEB J. , (2003).
- He, J., Zhu, L., Liu, Y., Li, D., Jin, Z. Sequential assembly of 3D perfusable microfluidic hydrogels. J. Mater. Sci. Mater. Med. 25 (11), 2491-2500 (2014).
- Therriault, D., White, S. R., Lewis, J. A. Chaotic mixing in three-dimensional microvascular networks fabricated by direct-write assembly. Nat. Mater. 2 (4), 265-271 (2003).
- Wu, W., DeConinck, A., Lewis, J. A. Omnidirectional Printing of 3D Microvascular Networks. Adv. Mater. 23 (24), H178-H183 (2011).
- Kolesky, D. B., Truby, R. L., Gladman, A. S., Busbee, T. A., Homan, K. A., Lewis, J. A. 3D Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
- Zervantonakis, I. K., Hughes-Alford, S. K., Charest, J. L., Condeelis, J. S., Gertler, F. B., Kamm, R. D. Three-dimensional microfluidic model for tumor cell intravasation and endothelial barrier function. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 109 (34), 13515-13520 (2012).
- Roudsari, L. C., West, J. L. Studying the influence of angiogenesis in in vitro cancer model systems. Adv. Drug Deliv. Rev. , (2015).
- Dawson, T. H. Scaling laws for capillary vessels of mammals at rest and in exercise. Proc. R. Soc. Long. [Biol.]. 270 (1516), 755-763 (2003).
- Vogel, A., Noack, J., Hüttman, G., Paltauf, G. Mechanisms of femtosecond laser nanosurgery of cells and tissues. Appl. Phys. B. 81 (8), 1015-1047 (2005).
- Sarig-Nadir, O., Livnat, N., Zajdman, R., Shoham, S., Seliktar, D. Laser Photoablation of Guidance Microchannels into Hydrogels Directs Cell Growth in Three Dimensions. Biophys. J. 96 (11), 4743-4752 (2009).
- Livnat, N., Sarig-Nadir, O., Seliktar, D., Shoham, S. Three-dimensional guidance of DRG neurite outgrowth using multi-photon photo-ablation. , 116-119 (2009).
- Applegate, M. B., Coburn, J., et al. Laser-based three-dimensional multiscale micropatterning of biocompatible hydrogels for customized tissue engineering scaffolds. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 112 (39), 12052-12057 (2015).
- Ilina, O., Bakker, G. J., Vasaturo, A., Hoffman, R. M., Friedl, P. Two-photon laser-generated microtracks in 3D collagen lattices: principles of MMP-dependent and -independent collective cancer cell invasion. PB. 8 (2), (2011).
- Naik, P., Cucullo, L. In Vitro Blood-Brain Barrier Models: Current and Perspective Technologies. J. Pharm. Sci. 101 (4), 1337-1354 (2012).
- Choe, Y., Mayerich, D., et al. Specimen Preparation, Imaging, and Analysis Protocols for Knife-edge Scanning Microscopy. JoVE. (58), (2011).
- Mayerich, D., Kwon, J., Sung, C., Abbott, L., Keyser, J., Choe, Y. Fast macro-scale transmission imaging of microvascular networks using KESM. Biomed. Opt. Express. 2 (10), 2888-2896 (2011).
- Chung, J. R., Sung, C., et al. Multiscale Exploration of Mouse Brain Microstructures Using the Knife-Edge Scanning Microscope Brain Atlas. Front. Neuroinform. 5, (2011).
- Schindelin, J., Arganda-Carreras, I., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Shukla, A., Slater, J. H., Culver, J. C., Dickinson, M. E., West, J. L. Biomimetic Surface Patterning Promotes Mesenchymal Stem Cell Differentiation. ACS Appl. Mater. Interfaces. , (2015).
- Slater, J. H., Culver, J. C., et al. Recapitulation and Modulation of the Cellular Architecture of a User-Chosen Cell of Interest Using Cell-Derived, Biomimetic Patterning. ACS Nano. 9 (6), 6128-6138 (2015).
- Slater, J. H., West, J. L. Fabrication of Multifaceted, Micropatterned Surfaces and Image-Guided Patterning Using Laser Scanning Lithography. Methods Cell Biol. 119, 193-217 (2014).
- DeLong, S. A., Gobin, A. S., West, J. L. Covalent immobilization of RGDS on hydrogel surfaces to direct cell alignment and migration. J. Control. Release. 109 (1-3), 139-148 (2005).
- DeForest, C. A., Anseth, K. S. Cytocompatible click-based hydrogels with dynamically-tunable properties through orthogonal photoconjugation and photocleavage reactions. Nat. Chem. 3 (12), 925-931 (2011).
- Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable Hydrogels for Dynamic Tuning of Physical and Chemical Properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
- Tibbitt, M. W., Kloxin, A. M., Dyamenahalli, K. U., Anseth, K. S. Controlled two-photon photodegradation of PEG hydrogels to study and manipulate subcellular interactions on soft materials. Soft Matter. 6 (20), 5100-5108 (2010).
