Изображение наведением, на основе лазера Изготовление сосудисто-производных микрожидком сетей
Summary
This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced “on-a-chip” devices.
Abstract
Этот подробный протокол описывает реализацию изображения наведением, на основе лазера деструкции гидрогеля для изготовления сосудов, полученных микрофлюидальных сетей, встроенных в PEGDA гидрогели. Здесь мы опишем создание виртуальных масок, которые позволяют изображения наведением лазерного управления; фотополимеризации из micromolded PEGDA гидрогеля, пригодным для изготовления микрожидкостных сети и головным приводом потока давления; установка и использование коммерчески доступного лазерного сканирования конфокальной микроскопии в паре с фемтосекундного импульсного Ti: S лазера, чтобы вызвать деградацию гидрогеля; и визуализация готовых микрофлюидальных сетей с использованием флуоресцентных видов и конфокальной микроскопии. Большая часть протокола фокусируется на правильной настройке и внедрению программного обеспечения микроскопа и микроскопа макро, так как они являются важными шагами в использовании коммерческого микроскопа для целей микрофлюидальных изготовления, которые содержат ряд тонкостей. Изображение наведением компонент этого techniquе позволяет реализовать 3D-стеков изображений или созданных пользователями 3D-модели, тем самым позволяя творческим микрожидком конструкции и для изготовления сложных микрофлюидальных систем практически в любой конфигурации. С ожидаемым эффектом в тканевой инженерии, методы, описанные в этом протоколе может помочь в изготовлении современных биомиметические microtissue конструкций для организмов и человека-на-чипе устройств. Имитируя сложную архитектуру, извилистость, размер и плотность сосудистой сети в естественных условиях, существенные биологические процессы переноса могут быть воспроизведены в этих конструкциях, что приводит к более точному моделированию в пробирке фармакокинетики лекарства и болезни.
Introduction
Сосудистая система, состоящая из обоих лимфатической и cardiovasculature, образует весьма плотные сети, которые необходимы для транспортировки питательных веществ и кислорода и для удаления отходов метаболизма. Соответственно, клетки , проживающие в тканях васкуляризированных никогда не более 50-100 мкм от сосуда 1. Способность воспроизводить в естественных условиях сосудистой архитектуры в пробирке имеет решающее значение для точного моделирования транспортных процессов в естественных условиях с использованием спроектированные конструкции. С недавнего привода для развития органа-на-чипе устройства 2 для высокой пропускной способности препарата скрининг 3,4 и моделирование болезни 5,6, методы создания микрожидкостных сети, перепросматривать транспорта в естественных условиях -как в синтетических или природных гидрогелей рисунок значительный интерес. Для усиления Biomimicry из microtissues, используемых в этих устройствах, мы разработали изображение наведением, на основе лазера метод разложения гидрогеля, который использует три dimensionaл (3D) изображения стеки родной сосудистую в качестве шаблонов для создания сосудистого происхождения микрожидкостных сети , встроенные в PEGDA гидрогели 7. Этот протокол описывает использование коммерчески доступного лазерного сканирующей конфокальной микроскопии, оснащенного фемтосекундного импульсного лазера для фабрикации сосудистых происхождения, биомиметических микрожидкостных сети в PEGDA гидрогели, с помощью лазера на основе ухудшения качества изображения наведением.
Современные подходы к псевдоожижения гидрогели включают индукцию васкулогенного 8-10 или развитие кровеносных сосудов методами 10-12 эндотелиальные клетки самосборки и микроструктур создавать предварительно определенные каналы для эндотелизации 13-16. В то время как самоорганизующиеся сети перепросматривать плотность и сложную архитектуру микрососудов, они часто являются более проницаемыми , чем сети в естественных условиях 11,17,18, которые могут быть проблематичным при моделировании транспорта для скрининга лекарственных применений. Самоорганизующиеся сети состоят из physiologчески актуальна, капиллярные размера судов, но они могут быть трудно интегрировать с объемного потока жидкости из-за ограничений в области создания больших артериол размера судов. Поскольку нет никакого прямого контроля над сборкой этих сетей, окончательная архитектура может варьироваться в зависимости от образца к образцу, что делает его трудно повторно производить сети с теми же потока и транспортные свойства жидкости.
Для создания 3D, гидрогель встроенные микрожидкостных сети с повторяемой геометрии и четко определенной архитектуры, ряд методов микроструктур были разработаны, в том числе модульной сборки 13, 3D – печати жертвенных материалов 16, сборка прямой записи 14, и всенаправленный печати 15. Применяя эти методы, Микрожидкостных архитектуры и потока и транспортные свойства, поэтому жидкость, может быть многократно изготовлен во многих конструкций. Основным ограничением этих подходов, однако, является невозможность создать микрофluidic сети с капиллярным размером особенностей, от 4 до 10 мкм 19. Большинство методов микротехнологий часто ограничены функциями в пределах от 150 до 650 мкм в диаметре 13,16. Некоторые существующие методы способны генерировать иерархических сетей с каналами в широком диапазоне диаметров, от 10 до 300 мкм для узла 14 прямой записи, и от 18 до 600 мкм для всенаправленной печати 15, но они ограничены в их способности генерировать плотные сети или производить множество микрофлюидных сетей в непосредственной близости в пределах одной конструкции 7.
Для того, чтобы преодолеть некоторые из этих ограничений, мы разработали изображение наведением, лазерная методика на основе деградации гидрогель , который позволяет повторяемое изготовление Biomimetic, иерархические микрожидкостных сети, перепросматривать архитектуру микрососудов в естественных условиях. Для этого, на 790 нм, 140 фемтосекундных (Fs) импульсный лазер, работающий на 80 МГц является растровой разверткой яN желаемый 3D местоположений в гидрогеле, как это определено изображениями сосудистую сеть в естественных условиях. Мы полагаем , что процесс деградации действует через лазериндуцированной оптический пробой воды, формирование полученной плазмы, последующего быстрого термоупругих расширения воды, а также локальной деградации гидрогеля , поскольку вода расширяется 20. Этот механизм немного отличается от лазерной основе деградации белка на основе гидрогелей , 21-24. В отличие от PEGDA, который имеет низкую многофотонный поперечное сечение, белки часто имеют большое многофотонный поперечное сечение и, следовательно , ухудшается через многофотонного поглощения индуцированного химического разрушения 23. Для создания изображения наведением микрожидкостных сети, лазерный затвор управляется изображением полученных виртуальных масок, которые состоят из мозаики регионов интереса 9 , которые определяют микрожидкостных архитектуру. Используя этот подход, мы продемонстрировали способность изготовить 3D-сосудистую производных Biomimetic микрофлюидныхIC сети, которые Повторим плотную и извилистый архитектуру сосудистую сеть в естественных условиях, для того , чтобы локально регулировать пористость гидрогелей путем изменения количества энергии , отдаваемой в процессе деградации. Мы также были в состоянии генерировать два независимых микрожидкостных сети , которые переплетаются в непосредственной близости (15 мкм) , но никогда непосредственно соединяют 7. Мы также продемонстрировали способность endothelialize лазером деградировали микроканалов через пост деградации функционализации с интегрином лигирования пептидной последовательности, Аргинин-глицин-аспарагиновая кислота-серин (УВАЖЕНИЕМ), чтобы способствовать адгезии эндотелиальных клеток и формирование светового потока 7.
С помощью этого протокола, генерация сложных микрофлюидальных сетей в PEGDA гидрогелей стало возможным с помощью, на основе лазера ухудшения качества изображения наведением с использованием коммерчески доступного микроскопа доступный на многих университетских городках. Поскольку процесс деградации руководствуется цифровых, виртуальных масок, это Fabricaметод ции поддается для творческого дизайна микрожидкостных сетей, что позволяет использовать ее в широком спектре приложений. Мы предполагаем , что описанный здесь метод будет наиболее выгодным в проектировании биомиметических организмов и человека-на-чипе устройства , способные реплицироваться биологические процессы переноса важных в моделировании транспорта лекарства 2. Эта технология изготовления также может представлять интерес для генерации моделей в пробирке болезни, в том числе метастазирования рака и 5,6 моделей гематоэнцефалический барьер 25. Как лазер на основе гидрогеля деградации ранее использовался для создания треков для руководства нейронного отростка 21-23, изображение наведением расширение этой техники может оказаться полезным в странах с развитой тканевой инженерии стратегий для размещения клеток в определенных пользователем 3D пространственных механизмов.
Protocol
Representative Results
Discussion
Важнейшую роль в переопределение стандартные функции программного обеспечения микроскопа, чтобы разрешить использование виртуальных масок для, на основе лазера ухудшения качества изображения наведением, микроскоп макрос должен быть настроен и тщательно манипулируют. Как интерфейсы микроскопа программного обеспечения с помощью микроскопа макро иногда может быть противоречит здравому смыслу, и много усилий было вложено в определении оптимальных параметров в обеих программах для разработки этого метода. Общее понимание основных лазерной сканирующей конфокальной микроскопии использование рекомендуется, особенно с "Stage" и "Фокус" окна для поиска и правильного позиционирования гидрогель в плоскости х, у, и размеры г, перед попыткой деградации на основе лазера. Кроме того, изготовление впускного канала имеет решающее значение для протокола; подвесные люминесцентные виды должны иметь возможность ввести Микрожидкостных системы для успешной визуализации и сетевых характеристик. Важно отметить, что этот протокол применяется к конкретному лазерносканирующей конфокальной микроскопии сконфигурирован с определенным фемтосекундного импульсного лазера, выполнения определенных версий программного обеспечения микроскопа и микроскопа макро (подробнее см Перечень конкретных материалов / оборудования). Мы обнаружили, что новые версии микроскопа макроса не хватает необходимого контроля и функциональных возможностей, необходимых для изображения наведением лазерного управления. В то время как другие микроскопы платформы и импульсные лазерные источники могут быть использованы, этот протокол применяется именно к этой системе и будут нуждаться в модификации в зависимости от платформы, источник лазерного излучения, а также программное обеспечение реализовано. Основополагающие принципы на протяжении всего этого протокола все еще применяются, однако.
Потенциальный модификация этого протокола предполагает изменение композиции гидрогеля. Здесь мы использовали 5 мас%, 3,4 кДа PEGDA гидрогели, но разложение на основе лазера (для целей помимо микрожидком поколения сети) внедрена деградировать как синтетические и природные гидрогели, в том числе пегилированного фибринаоген 21,22, шёлковый протеин гидрогели 23, и коллаген 24. Регулировка мощности лазерного излучения, скорость сканирования, интервал между Z-срезах, а также количество повторений поможет в определении оптимальных параметров для изготовления микрожидкостных сети в других гидрогелевых композиций.
Одно ограничение тока техники является общий объем гидрогеля, который может разлагаться в осуществимый промежуток времени. Чтобы создать открытые пустоты или микрожидкостных особенности внутри гидрогеля, лазер время выдержки должно быть на уровне или выше 8,96 мкс / пиксель (или скорости сканирования лазерного 0,021 мкм / мкс) при использовании плотности энергии лазерного излучения 37.7 нЖ / мкм 2. С помощью этих настроек, она занимает 1,4 часа деградировать судов в объеме 0,014 мм 3 (как показано на рисунке 1). Использование лазерного времени выдержки от 4,48 мкс / пиксель или ниже, энергия поставляется недостаточно для полной деградации композиции гидрогеля, используемого здесь. Реализация другого гидрогельКомпозиция может преодолеть это ограничение. Использование фотолабильными гелей, содержащих светочувствительные компоненты 34-36 или гидрогели , которые имеют большие многофотонных сечений 21-24 хорошие варианты , которые позволили бы использовать меньше энергии и привели бы к более быстрому разложению. Что касается пространственных ограничений, возможности были изготовлены до глубоких в гидрогеле 7 1,5 мм. Глубина достижимой является функцией рабочего расстояния объектива и может быть увеличена с помощью ультра-длиннее расстояние цели , оптимизированных для визуализации в естественных условиях. Наименьшая измеренная канал 7 создается с использованием 20X (NA1.0) цель погружения в воду имела ширину 3,3 мкм и глубину 8,9 мкм, которая находится на одном уровне с размером самых маленьких каналов , генерируемых на рисунке 1. В то время как другие лаборатории использовали низкие цели НС 21,23,24, мы ожидаем , что микрофлюидальные сети с меньшими функциями могут быть получены с использованием высокихЦели эр Н.А. за счет уменьшенного рабочего расстояния. В конечном счете, однако, разрешение метода является функцией от функции рассеяния точки сфокусированного лазерного луча, свойства сканирования лазера, количество энергии, с помощью лазера, и свойства лазерного поглощения материала деградирует.
Кроме того, лазерные свойства (скорость, плотность потока, расстояние между виртуальными масками, и количеством повторений) должен быть оптимизирован в зависимости от свойств гидрогеля (плотность сшивок, макромер / мономер молекулярной массы, весовой процент, и тип гидрогеля: на основе белков по сравнению с синтетическими ), так как они будут по своей сути изменяют взаимодействие с лазером и, таким образом, в конечном итоге разрешения процесса. По мере того как энергия поставляется также зависит от цели, используемой, дополнительная оптимизация требуется при переключении между задачами. Что касается расходов, связанных, доступ к микроскопу с импульсным лазером требуется, и в то время как много различных объективистскиеставители могут быть использованы, те , с высокой числовой апертурой и большим рабочим расстоянием (для визуализации в естественных условиях) может быть дорогим.
Выше и вне протокола подробно описаны здесь, микрофлюидальные сети , генерируемые с помощью этой методики можно также функционализированных клеточно-клеевой пептидов после изготовления канала для индукции адгезии эндотелиальных клеток и формирование светового потока 7. Кроме того, введение клеток-разлагаемые пептидных последовательностей в объемном материале 9 до канала деградации может позволить для изучения миграции клеток в и через гидрогель. Для непрерывного псевдоожижения микрожидком сети в гидрогеле, гидрогели могут быть фотополимеризованные в больших жидкостных устройств или корпусов, как показано на рисунках 2 и 3 7.
Поколение сосудистых сетей через васкулогенного или ангиогенного самосборки 8-12 обеспечивает прямой подход к индуцируют ваscularization на протяжении относительно большого объема гидрогеля. Хотя такой подход приводит к perfusable жидкостных сетей, то трудно непосредственно контролировать размер, извилистость, плотность и общую архитектуру сети. Из-за этого ограничения, профиль потока и скорости сдвига в сосудистой системе могут отличаться между экспериментами. В качестве альтернативы, методы микротехнологий 13-16 для обеспечения непосредственного контроля над сетевой архитектурой , но часто ограничены неспособностью генерировать маленькие, капиллярные размера каналов или изготовление плотных сетей , которые имитируют в архитектуре естественных условиях сосудистой. В то время как лазер на основе гидрогеля метод деградации описано здесь была вновь переориентированы для микрожидком поколения, он одновременно преодолевает как архитектурно-строительного контроля и размера на основе ограничения существующих методов микроструктур, позволяя создавать 3D биомиметические микрофлюидальных сетей, перепросматривать плотность, извитость, диапазон размеров, и в целом architecturе сосудистую сеть в естественных условиях. Кроме того, множественные жидкостные сети могут быть сформированы в одном гидрогель, что позволяет изучение межсетевом транспорта 7. Для тканевой инженерии , которые стремятся к более тесному репликации в естественных условиях процессов переноса в лабораторных условиях , высоко разрешенные гидрогель встроенные микрофлюидальные сети , описанные здесь , хорошо подходят. Мы ожидаем , что этот протокол будет полезен при разработке конструкции ткани , которые более точно имитируют транспорт в естественных условиях для использования в качестве скрининга лекарственных средств устройств и экстракорпоральное моделей заболеваний.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors thank Dr. Jeff Caplan and Mr. Michael Moore at the Delaware Biotechnology Institute Bio-Imaging Center for their support with confocal microscopy. Access to microscopy equipment was supported by the National Institutes of Health (NIH) shared instrumentation grants (S10 RR0272773 and S10 OD016361) and the State of Delaware Federal Research and Development Grant Program (16A00471). This research was supported by grants from the Institutional Development Award (IDeA) from the NIH National Institute of General Medical Sciences (P20GM103446), the American Cancer Society (14-251-07-IRG), the University of Delaware Research Foundation (14A00778), the Cancer Prevention and Research Institute of Texas (CPRIT) (RR140013), and the NIH National Library of Medicine (4 R00 LM011390-02).
Materials
| MATLAB | Mathworks | R2015a | named "programming software" in protocol; refer to source 9 for details on algorithm |
| FIJI (Fiji is Just Image J) | NIH | version 1.51a | named "image processing software" in protocol |
| LSM 780 Confocal Microscope | Zeiss | named "laser-scanning confocal microscope" in protocol; for laser-based hydrogel degradation | |
| Zen 2010B SP1 | Zeiss | release version 6.0 | named "microscope software" in protocol; for use on Zeiss LSM-780 |
| Multitime, 2010 | Zeiss | v16.0 | named "microscope macro" in protocol; for use on Zeiss LSM-780 (in conjunction with Zen) |
| Objective W Plan-Apochromat 20x/1.0 DIC D=0.17 M27 75mm | Zeiss | 421452-9880-000 | for use on Zeiss LSM-780 |
| Chameleon Vision II Modelocked Ti:S Laser | Coherent | named "high-powered pulsed laser" in protocol | |
| Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S5886-1KG | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375-250G | |
| Triethanolamine (TEOA) | Sigma-Aldrich | 90279-100ML | flammable; skin and eye irritant; work with in a fume hood |
| Sodium hydroxide | Sigma-Aldrich | S5881-500G | |
| 150 mL Vacuum Filtration Cups with 0.2 µm PES Membrane | VWR | 10040-460 | |
| PEGDA | synthesized in house | refer to source 33 for synthesis methods; store under argon | |
| Eosin Y disodium salt | Sigma-Aldrich | E6003-25G | |
| 1-vinyl-2-pyrrolidinone (NVP) | Sigma-Aldrich | V3409-5G | store under argon; carcinogenic; work with in a fume hood |
| 3M Double Coated Tape, 9500PC, 6.0 mil | Thomas Goldkamp | 37728 | |
| Flexmark 90 PFW Liner | FLEXcon | FLX000620 | backing for handling of double coated tape |
| Model SC Plotter (adhesive cutter) | USCutter | SC631E | used to cut adhesive in ring shapes to connect coverslips to petri dishes |
| 60 mm Petri Dish with 20 mm Hole | MatTek Corporation | P60-20-F-NON | |
| High Intensity Illuminator (white light source) | Fiber-Lite | 4715MS-12WB10 | |
| Power Meter | Newport | 1916-R | detect power at 524 nm when using white light source |
| Slim Profile Wand Detector | Newport | 918D-ST | for use with power meter |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | 3097358-1004 | used to make PDMS molds; refer to source 7 for methods |
| TMPSA-Functionalized #1.5 Coverslips, 40 mm Round | synthesized in house | refer to source 7 for methods | |
| Dextran, Fluorescein, 2,000,000 MW, Anionic, Lysine Fixable | Life Technologies | D7137 | can use alternative tagged dextrans; 2000 kDa does not diffuse readily into a 5% 3.4kDa PEGDA hydrogel |
| 1 mL Syringe, Luer-Lok | BD | 309628 | |
| Acrodisc Syring Filter, 0.2µm Supor Membrane, Low Protein Binding | Pall | PN 4602 | |
| sticky-Slide VI0.4 | Ibidi | 80601 | microfluidic devices that can be used to house hydrogels |
References
- Baish, J. W., Stylianopoulos, T., et al. Scaling rules for diffusive drug delivery in tumor and normal tissues. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 108 (5), 1799-1803 (2011).
- Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
- Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-chips at the frontiers of drug discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
- Ghaemmaghami, A. M., Hancock, M. J., Harrington, H., Kaji, H., Khademhosseini, A. Biomimetic tissues on a chip for drug discovery. Drug Discov. Today. 17 (3-4), 173-181 (2012).
- Jeon, J. S., Bersini, S., et al. Human 3D vascularized organotypic microfluidic assays to study breast cancer cell extravasation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 112 (1), 214-219 (2015).
- Pisano, M., Triacca, V., Barbee, K. A., Swartz, M. A. An in vitro model of the tumor-lymphatic microenvironment with simultaneous transendothelial and luminal flows reveals mechanisms of flow enhanced invasion. Integr. Biol. 7 (5), 525-533 (2015).
- Heintz, K. A., Bregenzer, M. E., Mantle, J. L., Lee, K. H., West, J. L., Slater, J. H. Fabrication of 3D Biomimetic Microfluidic Networks in Hydrogels. Adv. Healthc. Mater. , (2016).
- Cuchiara, M. P., Gould, D. J., McHale, M. K., Dickinson, M. E., West, J. L. Integration of Self-Assembled Microvascular Networks with Microfabricated PEG-Based Hydrogels. Adv. Funct. Mater. 22 (21), 4511-4518 (2012).
- Culver, J. C., Hoffmann, J. C., Poché, R. A., Slater, J. H., West, J. L., Dickinson, M. E. Three-Dimensional Biomimetic Patterning in Hydrogels to Guide Cellular Organization. Adv. Mater. 24 (17), 2344-2348 (2012).
- Kim, S., Lee, H., Chung, M., Jeon, N. L. Engineering of functional, perfusable 3D microvascular networks on a chip. Lab Chip. 13 (8), 1489 (2013).
- Saik, J. E., Gould, D. J., Keswani, A. H., Dickinson, M. E., West, J. L. Biomimetic Hydrogels with Immobilized EphrinA1 for Therapeutic Angiogenesis. Biomacromolecules. 12 (7), 2715-2722 (2011).
- Zisch, A. H., Lutolf, M. P., et al. Cell-demanded release of VEGF from synthetic, biointeractive cell-ingrowth matrices for vascularized tissue growth. FASEB J. , (2003).
- He, J., Zhu, L., Liu, Y., Li, D., Jin, Z. Sequential assembly of 3D perfusable microfluidic hydrogels. J. Mater. Sci. Mater. Med. 25 (11), 2491-2500 (2014).
- Therriault, D., White, S. R., Lewis, J. A. Chaotic mixing in three-dimensional microvascular networks fabricated by direct-write assembly. Nat. Mater. 2 (4), 265-271 (2003).
- Wu, W., DeConinck, A., Lewis, J. A. Omnidirectional Printing of 3D Microvascular Networks. Adv. Mater. 23 (24), H178-H183 (2011).
- Kolesky, D. B., Truby, R. L., Gladman, A. S., Busbee, T. A., Homan, K. A., Lewis, J. A. 3D Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
- Zervantonakis, I. K., Hughes-Alford, S. K., Charest, J. L., Condeelis, J. S., Gertler, F. B., Kamm, R. D. Three-dimensional microfluidic model for tumor cell intravasation and endothelial barrier function. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 109 (34), 13515-13520 (2012).
- Roudsari, L. C., West, J. L. Studying the influence of angiogenesis in in vitro cancer model systems. Adv. Drug Deliv. Rev. , (2015).
- Dawson, T. H. Scaling laws for capillary vessels of mammals at rest and in exercise. Proc. R. Soc. Long. [Biol.]. 270 (1516), 755-763 (2003).
- Vogel, A., Noack, J., Hüttman, G., Paltauf, G. Mechanisms of femtosecond laser nanosurgery of cells and tissues. Appl. Phys. B. 81 (8), 1015-1047 (2005).
- Sarig-Nadir, O., Livnat, N., Zajdman, R., Shoham, S., Seliktar, D. Laser Photoablation of Guidance Microchannels into Hydrogels Directs Cell Growth in Three Dimensions. Biophys. J. 96 (11), 4743-4752 (2009).
- Livnat, N., Sarig-Nadir, O., Seliktar, D., Shoham, S. Three-dimensional guidance of DRG neurite outgrowth using multi-photon photo-ablation. , 116-119 (2009).
- Applegate, M. B., Coburn, J., et al. Laser-based three-dimensional multiscale micropatterning of biocompatible hydrogels for customized tissue engineering scaffolds. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 112 (39), 12052-12057 (2015).
- Ilina, O., Bakker, G. J., Vasaturo, A., Hoffman, R. M., Friedl, P. Two-photon laser-generated microtracks in 3D collagen lattices: principles of MMP-dependent and -independent collective cancer cell invasion. PB. 8 (2), (2011).
- Naik, P., Cucullo, L. In Vitro Blood-Brain Barrier Models: Current and Perspective Technologies. J. Pharm. Sci. 101 (4), 1337-1354 (2012).
- Choe, Y., Mayerich, D., et al. Specimen Preparation, Imaging, and Analysis Protocols for Knife-edge Scanning Microscopy. JoVE. (58), (2011).
- Mayerich, D., Kwon, J., Sung, C., Abbott, L., Keyser, J., Choe, Y. Fast macro-scale transmission imaging of microvascular networks using KESM. Biomed. Opt. Express. 2 (10), 2888-2896 (2011).
- Chung, J. R., Sung, C., et al. Multiscale Exploration of Mouse Brain Microstructures Using the Knife-Edge Scanning Microscope Brain Atlas. Front. Neuroinform. 5, (2011).
- Schindelin, J., Arganda-Carreras, I., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Shukla, A., Slater, J. H., Culver, J. C., Dickinson, M. E., West, J. L. Biomimetic Surface Patterning Promotes Mesenchymal Stem Cell Differentiation. ACS Appl. Mater. Interfaces. , (2015).
- Slater, J. H., Culver, J. C., et al. Recapitulation and Modulation of the Cellular Architecture of a User-Chosen Cell of Interest Using Cell-Derived, Biomimetic Patterning. ACS Nano. 9 (6), 6128-6138 (2015).
- Slater, J. H., West, J. L. Fabrication of Multifaceted, Micropatterned Surfaces and Image-Guided Patterning Using Laser Scanning Lithography. Methods Cell Biol. 119, 193-217 (2014).
- DeLong, S. A., Gobin, A. S., West, J. L. Covalent immobilization of RGDS on hydrogel surfaces to direct cell alignment and migration. J. Control. Release. 109 (1-3), 139-148 (2005).
- DeForest, C. A., Anseth, K. S. Cytocompatible click-based hydrogels with dynamically-tunable properties through orthogonal photoconjugation and photocleavage reactions. Nat. Chem. 3 (12), 925-931 (2011).
- Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable Hydrogels for Dynamic Tuning of Physical and Chemical Properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
- Tibbitt, M. W., Kloxin, A. M., Dyamenahalli, K. U., Anseth, K. S. Controlled two-photon photodegradation of PEG hydrogels to study and manipulate subcellular interactions on soft materials. Soft Matter. 6 (20), 5100-5108 (2010).
