Summary

Azote Cavitation et Centrifugation différentielle permet de surveiller la Distribution des protéines membranaires périphériques dans des cellules cultivées

Published: August 18, 2017
doi:

Summary

Nous présentons ici des protocoles pour l’homogénéisation sans tensioactifs des cellules mammifères cultivées basé sur la cavitation de l’azote et la séparation ultérieure des protéines cytosoliques et membranaires par ultracentrifugation. Cette méthode est idéale pour la surveillance de la répartition des protéines membranaires périphériques entre soluble et fractions de membrane.

Abstract

Les cellules cultivées sont utiles pour étudier la distribution subcellulaire des protéines, y compris les protéines membranaires périphériques. Codé génétiquement fluorescent étiquetés protéines ont révolutionné l’étude de la distribution des protéines subcellulaire. Toutefois, il est difficile de quantifier la distribution avec la microscopie fluorescente, surtout lorsque les protéines sont partiellement cytosoliques. En outre, il est souvent important d’étudier les protéines endogènes. Biochemical tests tels que l’immuno-Blot reste l’étalon-or pour la quantification de la distribution des protéines après fractionnement subcellulaire. Bien qu’il existe des kits commerciaux visant à isoler cytosolique ou certaines fractions de la membrane, la plupart de ces kits est basée sur l’extraction avec des détergents, qui peut ne pas convenir pour l’étude des protéines membranaires périphériques qui sont facilement extraits des membranes. Nous présentons ici un protocole sans tensioactifs pour l’homogénéisation cellulaire par la cavitation de l’azote et la séparation ultérieure des protéines cytosoliques et membranaires par ultracentrifugation. Nous confirmer les fractions de granulés et de séparation des organites subcellulaires dans soluble à travers différents types de cellules et comparer l’extraction de la protéine parmi plusieurs méthodes d’homogénéisation mécanique non détergent à base commune. Parmi les nombreux avantages d’azote cavitation est l’efficacité supérieure d’une perturbation cellulaire avec un minimum de dommages physique et chimique aux organelles délicats. Combiné avec l’ultracentrifugation, cavitation d’azote est une excellente façon d’examiner le passage des protéines membranaires périphériques entre cytosolique et fractions de membrane.

Introduction

Les protéines cellulaires peuvent être divisés en deux classes : celles qui sont associées aux membranes et ceux qui ne le sont pas. Non-membrane protéines associées sont trouvent dans le cytosol, le nucléoplasme et le lumina des organites tels que le réticulum endoplasmique (re). Il y a deux classes de protéines associées aux membranes, intégrante et périphériques. Protéines intégrales de membrane sont également connu sous le nom de protéines transmembranaires parce qu’un ou plusieurs segments de la chaîne polypeptidique s’étend sur la membrane, généralement dans une hélice α composée d’acides aminés hydrophobes. Des protéines transmembranaires sont protéines insérées dans les membranes dans le cadre de leur biosynthèse et restent donc configurés jusqu’à ce qu’ils sont catabolisés. Les protéines membranaires périphériques sont secondairement poussés à membranes, généralement par suite de modification post-traductionnelle avec des molécules hydrophobes tels que les lipides. Contrairement aux protéines intégrales de membrane, la liaison des protéines membranaires périphériques avec les membranes cellulaires est réversible et peut être réglée. Nombreuses fonction de protéines membranaires périphériques dans les voies de signalisation et liaison réglementé avec membranes est un mécanisme pour activer ou inhiber une voie. Un exemple d’une molécule de signalisation qui est une protéine de membrane périphérique est la petite GTPase, RAS. Après une série de modifications post-traductionnelles qui incluent la modification avec un lipide farnésyl, mis à jour le C-terminal d’une protéine RAS mature insère dans le feuillet cytoplasmique de la membrane cellulaire. Plus précisément, la membrane plasmique est où le RAS engage son effecteur RAF1. Pour empêcher l’activation constitutive de voie de protéine mitogène-kinase (MAPK), plusieurs niveaux de contrôle de RAS sont en place. Sans compter que RAS rendu inactif par hydrolyse de GTP en PIB, RAS active aussi peut être libéré de la membrane plasmique par des modifications ou des interactions avec les facteurs pour inhiber la signalisation de solubilisation. Bien que fluorescent imagerie live offre aux biologistes cellulaires l’occasion d’observer la localisation subcellulaire des fluorescents membranaires périphériques marqués protéine protéines1, il demeure un besoin essentiel d’évaluer l’association de la membrane de protéines endogènes semi quantitativement avec des approches biochimiques simples.

Une évaluation appropriée biochimique des protéines cloisonnement entre la membrane et fractions solubles est critique dépend de deux facteurs : homogénéisation cellulaire et une séparation efficace de membrane et fractions solubles. Bien que certains protocoles, y compris les kits commercialisés plus largement utilisés, dépendent d’homogénéisation de la cellule de base de détergent, ces méthodes peuvent obscurcir l’analyse par l’extraction des protéines membranaires dans la phase soluble2. En conséquence, non détergente méthodes basés, mécaniques d’une perturbation cellulaire fournissent les résultats plus propres. Il existe plusieurs méthodes de rupture mécanique des cellules en culture ou récolte du sang ou d’organes. Il s’agit de Dounce homogénéisation, perturbation de la fine aiguille, roulement à billes homogénéisation, sonication et cavitation de l’azote. Ici, nous évaluons la cavitation d’azote et de le comparer à d’autres méthodes. Cavitation azote s’appuie sur l’azote qui est dissous dans le cytoplasme des cellules sous haute pression. Après équilibration, la suspension cellulaire est brusquement exposée à la pression atmosphérique tels que les bulles d’azote sont forment dans le cytoplasme qui déchirer la cellule en raison de leur effervescence. Si la pression est suffisamment élevée, effervescence d’azote peut perturber le noyau3 et membrane liée organites comme les lysosomes4. Toutefois, si la pression est maintenue suffisamment faible, la décompression perturbera la membrane plasmique et ER mais pas d’autres organites, déversant ainsi fois cytosol et les organites cytoplasmiques intacts dans l’homogénat désigné le cavitate5. Pour cette raison, la cavitation de l’azote est la méthode de choix pour isoler les organites comme les mitochondries et les lysosomes.

Toutefois, il est également un excellent moyen de préparer un homogénat qui peut être facilement séparé en fractions solubles et de membrane. L’appareil à pression (désormais appelé « the bomb ») utilisé au cours de la cavitation se compose d’un boîtier en acier inoxydable épais qui résiste à une pression élevée, avec une entrée pour la livraison du gaz d’azote d’un réservoir et un orifice de sortie d’une soupape de décharge réglable.

La cavitation d’azote a été utilisée pour l’homogénéisation de la cellule depuis les années 19606. En 1961, Hunter et Commerfold7 créé la cavitation de l’azote comme une option viable pour la rupture de tissus de mammifères. Depuis lors, les chercheurs ont adapté la technique à différentes cellules et tissus avec succès et cavitation de l’azote est devenu un aliment de base dans de multiples applications, y compris la membrane préparation8,9, les noyaux et les organites préparation10,11et extraction biochimique labile. Actuellement, biologistes cellulaires utilisent plus souvent les autres méthodes d’homogénéisation de la cellule parce que les avantages de l’homogénéisation de l’azote n’ont pas été largement annoncés, bombes d’azote sont chers et il y a un malentendu qui est un nombre relativement élevé de cellules Obligatoire. Protocoles de cavitation d’azote atteindre homogénats acellulaires avec noyaux intacts n’ont pas été publiés, et évaluations plus publiées volumes de 20 mL de suspension cellulaire ont été utilisées. Pour adapter cette technique classique aux besoins actuels de travailler avec petits échantillons, nous présentons un protocole modifié de cavitation azote, spécialement conçue pour les cellules cultivées. Après la cavitation de l’azote, l’homogénat est séparée en soluble (S) et les fractions membranaires (P) par centrifugation différentielle, tout d’abord avec une basse-vitesse d’essorage pour enlever les noyaux et ininterrompu de cellules, puis avec un essorage à haute vitesse (> 100 000 x g) pour séparer les membranes de la fraction soluble. Nous analysons l’efficacité de la séparation avec l’immuno-Blot et comparer la cavitation azote avec d’autres techniques de rupture mécanique. Nous étudions aussi l’effet osmotique du tampon de l’homogénéisation au cours de la cavitation de l’azote.

Protocol

1. tampon et préparations de matériel Chill bombes de désorganisation cellulaire 45 mL, 15 mL tubes et ultracentrifugation tubes à 4 ° C. Préparer et refroidissez 25 mL de tampon d’homogénéisation par 2 x 10 7 cellules à 4 ° C. Ajouter une protéase inhibiteur pastille juste avant l’utilisation. Remarque : Les tampons d’homogénéisation contiennent typiquement KCl plutôt que NaCl afin de mieux refléter la composition sel intracellulaire. Tampon d’homogénéisat…

Representative Results

La figure 2 illustre la répartition des protéines cellulaires de PNS dans le cytosol soluble (S) ou d’une fraction membranaire de pellet (P). Nous avons examiné trois lignées représentatives de différents types de cellules : cellules HEK-293 (épithéliale), NIH-3 t 3 (fibroblastes) et Jurkat (lymphocytes). Inhibiteur de Dissociation de Guanine Rho (RhoGDI) et indépendante des cations mannose-6-phosphate récepteur (CIMPR) ont été utilisés comme …

Discussion

Les avantages de cavitation d’azote par rapport aux autres méthodes de perturbation mécanique sont multiples. Peut-être l’avantage le plus significatif est sa capacité d’homogénéiser doucement mais efficacement les spécimens. Les principes physiques de décompression cools échantillons au lieu de générer dommages thermiques locales comme ultrasons et frottement/cisaillage des techniques basées sur. La cavitation est également extrêmement efficace à perturber la membrane plasmique. Parce que l’azote …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été financé par GM055279, CA116034 et CA163489.

Materials

Cell Disruption Vessel (45 mL) Parr Instrument 4639 Nitrogen cavitation Bomb
Dounce homogenizer (2 mL) Kontes 885300-0002 Dounce pestle and tube
U-100 Insulin Syringe 28G½ Becton Dickinson 329461 Needle
Atg12 antibody Santa Cruz 271688 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
β-actin antibody Santa Cruz 47778 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
β-tubulin antibody DSHB E7-s Mouse antibody, use at 1:5000 dilution
Calnexin antibody Santa Cruz 23954 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Calregulin antibody Santa Cruz 373863 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Catalase antibody Santa Cruz 271803 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
CIMPR antibody Abcam 124767 Rabbit antibody, use at 1:1000 dilution
EEA1 antibody Santa Cruz 137130 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
EGFR antibody Santa Cruz 373746 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
F0-ATPase antibody Santa Cruz 514419 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
F1-ATPase antibody Santa Cruz 55597 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Fibrillarin antibody Santa Cruz 374022 Mouse antibody, use at 1:200 dilution
Golgin 97 antibody Santa Cruz 59820 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
HDAC1 antibody Santa Cruz 81598 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Hexokinase 1 antibody Cell Signaling Technology 2024S Rabbit antibody, use at 1:1000 dilution
Lamin A/C antibody Santa Cruz 376248 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
LAMP1 antibody DSHB H4A3-c Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Na+/K+ ATPase antibody Santa Cruz 48345 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Rab7 antibody Abcam 137029 Rabbit antibody, use at 1:1000 dilution
Rab9 antibody Thermo MA3-067 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
RCAS1 antibody Santa Cruz 398052 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
RhoGDI antibody Santa Cruz 360 Rabbit antibody, use at 1:3000 dilution
Ribosomal protein S6 antibody Santa Cruz 74459 Mouse antibody, use at 1:1000 dilution
Sec61a antibody Santa Cruz 12322 Goat antibody, use at 1:1000 dilution
Thickwall Polycarbonate ultracentrifuge tube Beckman Coulter 349622 Sample tube for ultracentrifugation
TLK-100.3 rotor Beckman Coulter 349481 rotor for ultracentrifugation
Optima MAX High-Capacity Personal Ultracentrifuge Beckman Coulter 364300 ultracentrifuge
cOmplete protease inhibitor cocktail tablets Roche 11697498001 protease inhibitors
Cell Scrapers with 25cm Handle and 3.0cm Blade Corning 353089 large cell scraper
Magnetic Stir Bar Fisher Scientific 14-513-57SIX micro stir bar
Ceramic-Top Magnetic Stirrer Fisher Scientific S504501AS magnetic stirrer

References

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Cite This Article
Zhou, M., Philips, M. R. Nitrogen Cavitation and Differential Centrifugation Allows for Monitoring the Distribution of Peripheral Membrane Proteins in Cultured Cells. J. Vis. Exp. (126), e56037, doi:10.3791/56037 (2017).

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