Summary

החריפה דיסוציאציה של האקסונים Reticulospinal צמד ים כדי לאפשר הקלטה משחרור הפנים ממברנה של מסופי Presynaptic פונקציונליים פרט

Published: October 01, 2014
doi:

Summary

Recording Ca2+ currents at the presynaptic release face membrane is key to a precise understanding of Ca2+ entry and neurotransmitter release. We present an acute dissociation of the lamprey spinal cord that yields functional isolated reticulospinal axons, permitting recording directly from the release face membrane of individual presynaptic terminals.

Abstract

שידור סינפטי הוא תהליך מהיר מאוד. פוטנציאל פעולה מונע זרם של Ca 2 + למסוף presynaptic, באמצעות ערוצי מתח מגודרת סידן (VGCCs) ממוקמים בפני קרום שחרור, הוא הטריגר לאיחוי שלפוחית ​​ושחרור הנוירוטרנסמיטר. חיוני למהירות של העברת הסינפטית הוא תיאום המרחב ובזמן בין הגעתו של פוטנציאל הפעולה, VGCCs ומכונות שחרור הנוירוטרנסמיטר. היכולת להקליט ישירות Ca 2 + זרמים מעל פני שחרור הקרום של מסופי presynaptic פרט הכרחית להבנה מדויקת של מערכת היחסים בין Ca presynaptic 2 + ושחרור הנוירוטרנסמיטר. גישה לפרצוף שחרור קרום presynaptic להקלטת אלקטרו אינה זמינה ברוב ההכנות וCa presynaptic 2 + כניסה התאפיינה תוך שימוש בטכניקות הדמיה וmeasureme הנוכחי מקרוסקופיתNTS – טכניקות שאין לי החלטה זמנית מספיק כדי לדמיין כניסת Ca 2 +. האפיון של VGCCs ישירות במסופי presynaptic אחת לא היה אפשרי בסינפסות מרכזיות ועד כה הושג בהצלחה רק בסינפסה גביע הסוג של גנגליון ריסי חומוס ובcalyces חולדה. יש לנו לטפל בהצלחה בבעיה זו בסינפסה reticulospinal הענק של חוט השדרה צמד ים על ידי פיתוח הכנה בחריפות ניתקת של חוט השדרה שמניב האקסונים reticulospinal מבודדים עם מסופי presynaptic פונקציונליים נטולי מבני postsynaptic. אנו fluorescently יכולים לתייג ולזהות מסופי presynaptic פרט ולמקד אותם להקלטה. שימוש בתכשיר זה, יש לנו מאופיין VGCCs ישירות בפרצוף שחרורו של מסופי presynaptic בודדים באמצעות אימונוהיסטוכימיה ואלקטרופיזיולוגיה גישות. Ca 2 + זרמים נרשמו ישירות בo קרום הפנים שחרורמסופי presynaptic פרט f, ההקלטה הראשונה מסוגו שבוצעו בסינפסות מרכזיות.

Introduction

שידור סינפטי הוא תהליך מאוד מהיר ומדויק. פלישת פוטנציאל פעולה של מסוף presynaptic מובילה לפתיחת VGCCs ממוקם בקרום הפנים שחרור, העלייה וכתוצאה מכך Ca presynaptic 2 + מתנהגת כמו ההדק לשחרור איחוי שלפוחית ​​ומוליך עצבי 1. כל הצעדים האלה להתרחש בתוך מאות מיקרו 2, ולכן דורש צימוד המרחבית הדוק של VGCCs למכונות איחוי שלפוחית ​​3. Ca 2 + והנתיבים Presynaptic מתאפיינים בעיקר באמצעות הדמיה גישות באמצעות הצבעים הרגישים Ca 2 + 4. Ca 2 + מאגרי שילוב המווסתים Ca 2 + בתאי עצב presynaptic נעשה שימוש כדי לאפיין את מערכת היחסים בין סידן ועצבי 3 presynaptic בעקיפין. בנוסף, ויסות Ca 2 + הריכוז החופשי presynaptic ידי משחרר רפרוף Ca 2 + 5 או הקלטת macroscopiג Ca 2 + זרמים היו בשימוש בשילוב עם אמצעים של איחוי שלפוחית ​​ו / או שחרור; כגון מדידות קיבול 6 או postsynaptic תגובות 2 להתייחס לאותה השאלה. עם זאת, המאפיין את Ca 2 + זרמים ישירות בפרצוף השחרור, הסעיף מיוחד של קרום presynaptic בי שלילת קוטביות קרום מתורגמת לCa 2 + זרמים מפעילות איחוי שלפוחית ​​הסינפטית ושחרור הנוירוטרנסמיטר, הוא חלק בלתי נפרד מהשגת מידה מדויקת של Ca 2 + דרישה לאיחוי שלפוחית ​​הסינפטית. בנוסף, היכולת לאפיין באופן ישיר 2 + זרמי Ca במסופי presynaptic בודדים, בשילוב עם מדידות בו זמנית מדויקות של איחוי שלפוחית ​​ושחרור מאפשר הבהרה מדויקת של מערכת היחסים בין עיתוי מהלך פוטנציאל פעולת הזמן, Ca 2 + נוכחי presynaptic, איחוי שלפוחית ​​ושחרור. גישה לקרום הפנים שחרוראינו זמין ברוב המכריע של מסופי presynaptic בשל סגירת פרד על ידי דנדריטים postsynaptic. חוסר נגישות זה היה מכשול עיקרי באפיון של VGCCs שכן הוא מונע מדידות ישירות של זרם במסופי presynaptic פרט. אפיון ישיר של 2 + זרמי presynaptic Ca במסופי presynaptic בודדים עד כה לא היה אפשרי בסינפסות מרכזיות והושג רק בשני מסופי presynaptic סוג calyceal; סינפסה גביע הסוג של calyces גנגליון ריסי חומוס 7-10 וחולדת 11,12. בכל מסופי presynaptic האחרים, כולל סינפסה reticulospinal הענק בחוט השדרה צמד ים 13, היעדר הגישה לקרום הפנים שחרור סינפטי יש חייבת השימוש בגישות עקיפות כגון ההדמיה Ca 2 + ללמוד Ca 2 + והנתיבים presynaptic.

<img alt="איור 1" fo: תוכן רוחב = "src" "5in" = "/ קבצים / ftp_upload / 51925 / 51925fig1highres.jpg" width = "500" />
איור 1 צמד ים סינפסה reticulospinal הענק. (א) חתך של חוט השדרה צמד ים המצביע על הנטייה dorso- הגחון. האקסונים Reticulospinal מסומנים בכוכבית ירוקה. (ב) שיקום 3-D של סינפסה reticulospinal בחוט השדרה צמד ים מראה האקסון presynaptic reticulospinal עושה רב en קשר אגב (מסומנים בחצים ירוקים) אל הנוירון postsynaptic 13. מסופי Presynaptic סומנו בתווית עם אלקסה פלואוריד 488 hydrazide phalloidin מצומדות (ירוק), בזמן שהנוירון postsynaptic כבר מלא בhydrazide אלקסה פלואוריד 568 (אדום).

האקסונים reticulospinal ענק צמד ים, הממוקמים באזור הגחון של מקביל בחוט השדרה לאיור 1 א ציר מקורי, זנב, מרובה טופס es קשר אגב הסינפטי על תאי עצב שלקרן השדרה הגחון 14 איור 1b 13. כל תא מקרוסקופית זרמי Ca 2 + נרשמו מהאקסונים reticulospinal בחוט השדרה שלם 13,15. עם זאת, ניסיונות עיוורים קודמים במדידה ישירה של Ca 2 + זרמים באקסונים reticulospinal בכבל צמד ים שלם השדרה באמצעות טכניקת מהדק תיקון מצורף תא הוכיחו לא מוצלחים 13 בשל חוסר הגישה לקרום הפנים שחרור סינפטי בשל תהליכי postsynaptic מתנגדים איור 1b. פני שחרור הקרום נעשה בעבר נגיש על ידי ההסרה של הנוירון postsynaptic 11, ההפרעות מכאניות של סינפסה לפני הקלטת 12 או טיפול אנזימטי בשילוב עם ניתוק מכאני 16. בהתחשב בארגון המורכב של חוט השדרה, זה יהיה קשה מאוד להוכיח לזהות נוירון postsynaptic ולחזור בו באופן מכאני או להפריע הסינפסה דואר. לפיכך, החלטנו להשתמש בטיפול אנזימטי 17 אחרי ניתוק מכאני.

שימוש בגישה זו, פיתחנו הכנה בחריפות ניתקת של חוט השדרה צמד שמניב האקסונים reticulospinal מבודדים קיימא עם מסופי presynaptic פונקציונליים נטול כל תהליכי postsynaptic, ובכך לספק גישה חופשית למסופי presynaptic פרט. בשיתוף עם מיקרוסקופ רגיל הפוך ודימות פלואורסצנטי, זה מאפשר לנו לזהות ולמקד את מסופי presynaptic מזוהה fluorescently בודדים, עם טפטפת תיקון המכיל פתרון הקלטה שמבודד 4d איור 4C ואיור 2 + זרמי Ca, להקלטה באמצעות תאי ד' טכניקת מתח מהדק מצורף. Ca 2 + זרמים נרשמו ישירות בקרום הפנים שחרור presynaptic של 4F איור מסופי presynaptic פרט. זה significant פריצת הדרך בתחום של שידור סינפטי שכן הוא ההקלטה הראשונה מסוג זה בוצע בסינפסות מרכזיות.

Protocol

.1 הכנת hydrobromide פולי-D-ליזין הכן hydrobromide פולי-D-ליזין 1 מ"ג / מ"ל ​​במאגר M 0.1 borate (pH 8.5). Aliquot ולאחסן ב -20 מעלות צלזיוס. ציפוי 2 פולי-ליזין של Coverslips <p class="…

Representative Results

האקסונים זה תשואות פרוטוקול ניתוק בריאים ופונקציונליים מבודדים reticulospinal נטול 2f איור תחזיות postsynaptic, אך בכל זאת לשמור על מסופי presynaptic פונקציונליים מסוגלים 4c עורר שלפוחית ​​הסינפטית Exo-ואנדוציטוזה איור ו4d איור. סעיפים של האזורים המבודדי?…

Discussion

פרוטוקול הניתוק שלנו הוא משמעותי על ידי מניב האקסונים reticulospinal מבודדים נטולי 2f איור תחזיות postsynaptic, אך בכל זאת לשמור על 4d איור 4C מסופים ואיור presynaptic הפונקציונלי. היעדר תהליכי postsynaptic המנוגדים מסוף presynaptic מאפשר גישה ישירה להקלטת קרום הפנים שחר…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work has been supported by NINDS, RO1NS52699 and MH84874 to SA.

We would like to thank Dr. Dave Featherstone (Department of Biological Sciences, University for Illinois at Chicago) for providing us with the suture glue used in the immunohistochemistry work. We thank Michael Alpert for his comments and proofreading of the manuscript.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
0.2 µm syringe filter EMD Millipore SLGV004SL
22×60 mm coverslips Fisherbrand 12545J
Advasep-7 Cydex Pharmaceuticals ADV7
Alexa Fluor 488 Phalloidin Invitrogen/Life Technologies A12379
Alexa-633 conjugated goat anti-rabbit secondary antibody Invitrogen/Life Technologies A21070
Antifreeze Prestone
Boric acid Sigma-Aldrich B7660
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7906
Bright field light source Dolan-Jenner Fiberlite 180
Calcium chloride Sigma Aldrich C4901
Collagenase Type IA from Cloristridium histolyticum Sigma-Aldrich C9891
Cover slip Fisher-Scientific 12-545-J
Dextrose Sigma-Aldrich D9559
Digital CCD Camera Hamamatsu C8484-03G01
Dissection fine forceps Fine Science Tools 91150-20
Dissection forceps Fine Science Tools 11251-20
Dissection microscope Leica Biosystems Leica MZ 12
Dissection scissors Fine Science Tools 15025-10
Dissection scissors fine Fine Science Tools 91500-09
Dissection scissors ultra fine Fine Science Tools 15000-08
FM 1-43 Invitrogen/Life Technologies T3163
Glycine Sigma-Aldrich G7126
HEPES Sigma-Aldrich H7523
High vacuum grease Dow-Corning
Hydrochloric acid Fisherbrand SA-56-500
Immersion oil Fisher-Scientific M2000
Industrial grade Nitrogen gas tank Praxair UN1066
Insect pins Fine Science Tools 26002-10
Liquid suture glue Braun Veterinary Cair Division 8V0305 The suture glue we used in our experiments was provided to us by another lab. It is no longer manufactured. We have sourced a Histoacryl Suture Glue for future use from Aesculap (Ts1050071FP)
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M2670
Methanol Sigma-Aldrich 154903
Non-fat dry milk Cell Signaling Technology 9999S
P-87 Micropipette puller Sutter Instruments
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
Perfusion pump Cole-Palmer Masterflex C/L
Petri dish 100×15 mm Fisher-Scientific 875712
Petri dish 35×10 mm Fisher-scientific 875712
Poly-D-lysine hydrobromide Sigma-Aldrich P1024 MW > 300000
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9333
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P5379
Primary antibodiesR-type calcium channel Alomone Labs ACC-006
Protease Type XIV from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147
Scalpel blades World Precision Instruments  500240
Schot Duran Preesure Bottle Fisher-Scientific 09-841-006
Silicone tubing for glue application Cole-Palmer 07625-26
Slicing base plate Leica Biosystems 14046327404
Slicing chamber Leica Biosystems 1.4046E+10
Sodium chloride Sigma-Aldrich S7653
Sodium hydroxide S8045
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S9763
Sodium tetraborate Sigma-Aldrich B3545
Sylgard 160 Silicone Elastomer Kit Dow Corning  SYLGARD® 160 To prepare, mix elastomer A and elastomer B 10:1 by weight
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning SYLGARD® 184  To prepare, mix elastomer and curing agent 10:1 by weight
Teflon coated forceps Fine Science Tools 11626-11
Tricaine methanesulphonate Sigma-Aldrich A5040
Vibratome blades World Precision Instruments  BLADES
Xenon lamp Nikon

Referencias

  1. Katz, B., Miledi, R. The timing of calcium action during neuromuscular transmission. Journal of Physiology. 189 (3), 535-544 (1967).
  2. Sabatini, B. L., Regehr, W. G. Timing of neurotransmission at fast synapses in the mammalian brain. Nature. 384 (6605), 170-172 (1996).
  3. Augustine, G. J., Adler, E. M., Charlton, M. P. The calcium signal for transmitter secretion from presynaptic nerve terminals. Annals of the New York Academy of Sciences. 635, 365-381 (1991).
  4. Zucker, R. S. Calcium and transmitter release. Journal of Physiology Paris. 87 (1), 25-36 (1993).
  5. Delaney, K. R., Shahrezaei, V. Uncaging Calcium in Neurons. Cold Spring Harbor protocols. (12), (2013).
  6. Paradiso, K., Wu, W., Wu, L. G. Methods for patch clamp capacitance recordings from the calyx. Journal of Visualized Experiments. (6), 244 (2007).
  7. Stanley, E. F. The calyx-type synapse of the chick ciliary ganglion as a model of fast cholinergic transmission. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 70, S73-S77 (1992).
  8. Church, P. J., Stanley, E. F. Single L type calcium channel conductance with physiological levels of calcium in chick ciliary ganglion neurons. The Journal of Physiology. 496 (Pt 1), 59-68 (1996).
  9. Stanley, E. F. Single calcium channels and acetylcholine release at a presynaptic nerve terminal. Neuron. 11 (6), 1007-1011 (1993).
  10. Weber, A. M., Wong, F. K., Tufford, A. R., Schlichter, L. C., Matveev, V., Stanley, E. F. N-type Ca(2+) channels carry the largest current implications for nanodomains and transmitter release. Nature Neuroscience. 13 (11), 1348-1350 (2010).
  11. He, L., Wu, X. S., Mohan, R., Wu, L. G. Two modes of fusion pore opening revealed by cell attached recordings at a synapse. Nature. 444 (7115), 102-105 (2006).
  12. Sheng, J., He, L., et al. Calcium channel number critically influences synaptic strength and plasticity at the active zone. Nature Neuroscience. 15 (7), 998-1006 (2012).
  13. Photowala, H., Freed, R., Alford, S. Location and function of vesicle clusters, active zones and Ca2+ channels in the lamprey presynaptic terminal. The Journal of Physiology. 569. 569 (Pt 1), 119-135 (2005).
  14. Rovainen, C. M. Synaptic interactions of reticulospinal neurons and nerve cells in the spinal cord of the sea lamprey. Journal of Comparative Neurology. 154 (2), 207-223 (1974).
  15. Takahashi, M., Freed, R., Blackmer, T., Alford, S. Calcium influx independent depression of transmitter release by 5 HT at lamprey spinal cord synapses. The Journal of Physiology. 532 (2), 323-336 (2001).
  16. Stanley, E. F., Goping, G. Characterization of a calcium current in a vertebrate cholinergic presynaptic nerve terminal. The Journal of Neuroscience. 11 (4), 985-993 (1991).
  17. El Manira, A., Bussières, N. Calcium channel subtypes in lamprey sensory and motor neurons. Journal of Neurophysiology. 78 (3), 1334-1340 (1997).
  18. Kay, A. R., Alfonso, A., et al. Imaging synaptic activity in intact brain and slices with FM1 43 in C elegans lamprey and rat. 24 (4), 809-817 (1999).
  19. Betz, W. J., Bewick, G. S. Optical analysis of synaptic vesicle recycling at the frog neuromuscular junction. Science. 255 (5041), 200-203 (1992).
  20. Bleckert, A., Photowala, H., Alford, S. Dual pools of actin at presynaptic terminals. Journal of Neurophysiology. 107 (12), 3479-3492 (2012).
  21. Gustafsson, J. S., Birinyi, A., Crum, J., Ellisman, M., Brodin, L., Shupliakov, O. Ultrastructural organization of lamprey reticulospinal synapses in three dimensions. The Journal of Comparative Neurology. 450 (2), 167-182 (2002).
  22. Broadie, K., Featherstone, D. E., Chen, K. Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo. Journal of Visualized Experiments. (27), (2009).
  23. Rae, J. L., Levis, R. A. A method for exceptionally low noise single channel recordings. Pflügers Archiv European Journal of Physiology. 420 (5-6), 618-620 (1992).

Play Video

Citar este artículo
Ramachandran, S., Alford, S. Acute Dissociation of Lamprey Reticulospinal Axons to Enable Recording from the Release Face Membrane of Individual Functional Presynaptic Terminals. J. Vis. Exp. (92), e51925, doi:10.3791/51925 (2014).

View Video