Recording Ca2+ currents at the presynaptic release face membrane is key to a precise understanding of Ca2+ entry and neurotransmitter release. We present an acute dissociation of the lamprey spinal cord that yields functional isolated reticulospinal axons, permitting recording directly from the release face membrane of individual presynaptic terminals.
Synaptischen Übertragung ist ein extrem schnelles Verfahren. Aktionspotential angetrieben Einstrom von Ca 2 + in den präsynaptischen Terminal durch spannungsabhängige Kalziumkanäle (VGCCs) in der Trennfläche Membran befindet, ist der Auslöser für die Fusion von Vesikeln und die Freisetzung von Neurotransmittern. Entscheidend für die Schnelligkeit der synaptischen Übertragung ist die räumliche und zeitliche Synchronität zwischen der Ankunft des Aktionspotentials, VGCCs und der Neurotransmitter-Freisetzung Maschinen. Die Möglichkeit, direkt aufzeichnen Ca2 + Ströme von der Trennfläche Membran der einzelnen präsynaptischen ist zwingend notwendig für eine genaue Verständnis der Beziehung zwischen präsynaptischen Ca2 + und die Freisetzung von Neurotransmittern. Zugang zu der präsynaptischen Membran Trennfläche für elektrophysiologische Aufzeichnung ist nicht verfügbar in den meisten Präparaten und präsynaptischen Ca2 +-Eintrag wurde mit bildgebenden Techniken und makroskopischen Strom MeasureMe gekennzeichnetNTS – Techniken, die nicht über ausreichende zeitliche Auflösung zu Ca 2 +-Eintrag zu visualisieren. Die Charakterisierung der VGCCs direkt an einzelnen präsynaptischen war nicht in zentralen Synapsen möglich und wurde bisher erfolgreich nur in der Kelch-Typ-Synapse des Kükens Ciliarganglion und in Ratten Kelche erreicht. Wir haben erfolgreich in der Riesensynapse retikulospinale der Neunauge Rückenmark durch die Entwicklung einer akut dissoziierten Vorbereitung des Rückenmarks, die isoliert retikulospinale Axone mit funktionellen präsynaptischen frei von postsynaptischen Strukturen ergibt adressiert dieses Problem. Wir können fluoreszenzkennzeichnen und zu identifizieren einzelnen präsynaptischen und Ziel sie für die Aufnahme. Mit dieser Vorbereitung, wir haben VGCCs direkt an der Trennfläche der einzelnen präsynaptischen Enden mittels Immunhistochemie und Elektro Ansätze aus. Ca 2 + Ströme wurden direkt an der Trennfläche Membran o aufgezeichnetf einzelnen präsynaptischen Terminals, die erste derartige Aufnahme an zentralen Synapsen durchgeführt werden.
Synaptischen Übertragung ist eine extrem schnelle und präzise Prozess. Aktionspotential Invasion der präsynaptischen Terminal führt zum Öffnen VGCCs in der Trennfläche Membran, die daraus resultierende Erhöhung der präsynaptischen Ca2 + als Auslöser für die Fusion von Vesikeln und die Freisetzung von Neurotransmittern 1 wirkenden entfernt. Alle diese Schritte werden innerhalb von hundert Mikrosekunden 2, und erfordern daher enge räumliche Kopplung von VGCCs auf die Fusion von Vesikeln Maschinen 3. Präsynaptischen Ca2 + Flüsse wurden in erster Linie durch bildgebende Ansätze mit Ca2 +-sensitiven Farbstoffen 4 gekennzeichnet. Einbau Ca 2 +-Puffer, die Ca 2 + modulieren präsynaptischen Neuronen wurde verwendet, um indirekt zu charakterisieren, die die Beziehung zwischen präsynaptischen Calcium und Neurotransmission 3. Darüber hinaus Modulation der präsynaptischen Ca2 +-Konzentration frei von Uncaging Ca 2 + 5 oder Aufnahme macroscopic Ca 2 + Strömungen in Verbindung mit Maßnahmen der Fusion von Vesikeln und / oder Freisetzung verwendet; wie Kapazitätsmessungen 6 oder postsynaptischen Antworten 2, um die gleiche Frage anzugehen. Allerdings Charakterisierung Ca2 + Ströme direkt an der Trennfläche, die Fachgruppe der präsynaptischen Membran, wo Depolarisation der Membran ist in Ca 2 + übersetzt Ströme Auslösung synaptischen Vesikel Fusion und Freisetzung von Neurotransmittern, ist integraler Bestandteil erhalten eine genaue Messung der Ca 2 + Voraussetzung für die synaptischen Vesikel Fusion. Darüber hinaus ist die Fähigkeit, direkt zu charakterisieren Ca2 + Ströme an einzelnen präsynaptischen Enden, verbunden mit genauen gleichzeitige Messungen Vesikelverschmelzung und Freisetzung ermöglicht eine genaue Erläuterung der zeitlichen Beziehung zwischen dem Zeitverlauf des Aktionspotentials, präsynaptischen Ca 2 + Strom, Fusion von Vesikeln und loslassen. Zugriff auf die Trennfläche Membranist nicht in der Mehrheit der präsynaptischen Enden durch Anlagerung von den postsynaptischen Dendriten zu schließen. Diese Unzugänglichkeit ist ein großes Hindernis bei der Charakterisierung von VGCCs, da es verhindert, dass direkte Messungen von Strom an einzelnen präsynaptischen Terminals. Direkte Charakterisierung der präsynaptischen Ca2 + Ströme bei einzelnen präsynaptischen bisher nicht im Zentrum von Synapsen möglich und wurde nur in zwei Kelchtyp präsynaptischen erreicht worden; Kelch-Typ-Synapse der Küken Ciliarganglion 7-10 und Ratten Kelche 11,12. In allen anderen präsynaptischen einschließlich der riesigen retikulospinale Synapse in der Neunauge Rückenmark 13, hat der Mangel an Zugang zu der präsynaptischen Membran Trennfläche die Verwendung der indirekten Ansätze notwendig, wie Ca 2 +-Bildgebung zu präsynaptischen Ca2 + Flüsse zu studieren.
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Abbildung 1. Neunauge Riesen retikulospinale Synapse. (A) Querschnitt von Neunauge Rückenmark zeigt dorso-ventralen Ausrichtung. Retikulospinale Axone sind mit grünen Stern markiert. (B) 3-D-Rekonstruktion des retikulospinale Synapse im Rückenmark, die Neunauge präsynaptischen Axon retikulospinale machen zahlreiche en passant Kontakte (durch grüne Pfeile markiert) auf der postsynaptischen Neuron 13. Präsynaptischen Terminals wurden mit Alexa Fluor 488 Hydrazid Phalloidin (grün) markiert worden, während der postsynaptischen Neuron mit Alexa Fluor 568 Hydrazid (rot) gefüllt wurde.
Neunauge Riesen retikulospinale Axone, in der ventralen Region des Rückenmarks parallel zur rostral-kaudale Achse 1a, Form mehrerer en passant synaptische Kontakte liegt auf Neuronen desVorderhorn des Rücken 14 1b 13. Makroskopischen Ganzzell Ca2 + Ströme wurden von retikulospinale Axone im Rückenmark intakt 13,15 aufgezeichnet. Allerdings vorherigen Blindversuche direkte Messung von Ca2 + Ströme in retikulospinale Axone im Rückenmark intakt Neunauge mit Cell-Attached-Patch-Clamp-Technik erfolglos 13 aufgrund fehlender Zugang zu der präsynaptischen Membran Trennfläche durch den gegenüberliegenden postsynaptischen Prozesse bewährt Abbildung 1b. Die Trennfläche Membran zuvor zugänglich durch Entfernen der postsynaptischen Neuron 11, mechanische Störung des Synapse vor der Aufzeichnung 12 oder enzymatische Behandlung in Verbindung mit mechanischer Dissoziation 16 hergestellt. Angesichts der komplexen Organisation des Rückenmarks, kann es äußerst schwierig sein würde, die postsynaptischen Neuron identifizieren und zurückgezogen werden mechanisch oder stören the Synapse. Daher haben wir beschlossen, enzymatische Behandlung 17, gefolgt von mechanischen Dissoziation zu verwenden.
Mit diesem Ansatz haben wir eine akut dissoziierten Vorbereitung der Neunauge Rückenmark, das lebensfähig isoliert retikulospinale Axone mit funktionellen präsynaptischen ohne jegliche postsynaptischen Prozesse ergibt entwickelt, wodurch eine uneingeschränkte Zugriff auf die einzelnen präsynaptischen Terminals. In Verbindung mit einem Standard-Umkehrmikroskop und Fluoreszenz-Bildgebung ermöglicht es uns zu erkennen und gezielt einzelne fluoreszenz identifiziert präsynaptischen Terminals, mit einer Patch-Pipette, die eine Aufzeichnungslösung, die Ca 2 + Ströme 4c und 4d-Isolate, für die Aufnahme mit zell angebracht Voltage-Clamp-Technik. Ca 2 + Ströme wurden direkt an der präsynaptischen Membran Trennfläche der einzelnen präsynaptischen 4f aufgezeichnet. Dies ist eine significaNT im Bereich der synaptischen Übertragung Durchbruch, da es die erste derartige Aufnahme bei zentralen Synapsen durchgeführt werden soll.
Unsere Dissoziation Protokoll ist durch Abgabe isoliert retikulospinale Axonen frei von Projektionen postsynaptischen 2f signifikant, aber dennoch funktionellen präsynaptischen 4c und 4d zu behalten. Das Fehlen von postsynaptischen Prozesse gegen die präsynaptischen Terminal ermöglicht den direkten Zugriff auf die Aufnahme der präsynaptischen Membran Trennfläche bei Einzel präsynaptischen Terminals, die zuvor in zentralen Synapsen nicht möglich ist und in nur zwe…
The authors have nothing to disclose.
This work has been supported by NINDS, RO1NS52699 and MH84874 to SA.
We would like to thank Dr. Dave Featherstone (Department of Biological Sciences, University for Illinois at Chicago) for providing us with the suture glue used in the immunohistochemistry work. We thank Michael Alpert for his comments and proofreading of the manuscript.
Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
0.2 µm syringe filter | EMD Millipore | SLGV004SL | |
22×60 mm coverslips | Fisherbrand | 12545J | |
Advasep-7 | Cydex Pharmaceuticals | ADV7 | |
Alexa Fluor 488 Phalloidin | Invitrogen/Life Technologies | A12379 | |
Alexa-633 conjugated goat anti-rabbit secondary antibody | Invitrogen/Life Technologies | A21070 | |
Antifreeze | Prestone | ||
Boric acid | Sigma-Aldrich | B7660 | |
Bovine Serum Albumin | Sigma-Aldrich | A7906 | |
Bright field light source | Dolan-Jenner | Fiberlite 180 | |
Calcium chloride | Sigma Aldrich | C4901 | |
Collagenase Type IA from Cloristridium histolyticum | Sigma-Aldrich | C9891 | |
Cover slip | Fisher-Scientific | 12-545-J | |
Dextrose | Sigma-Aldrich | D9559 | |
Digital CCD Camera | Hamamatsu | C8484-03G01 | |
Dissection fine forceps | Fine Science Tools | 91150-20 | |
Dissection forceps | Fine Science Tools | 11251-20 | |
Dissection microscope | Leica Biosystems | Leica MZ 12 | |
Dissection scissors | Fine Science Tools | 15025-10 | |
Dissection scissors fine | Fine Science Tools | 91500-09 | |
Dissection scissors ultra fine | Fine Science Tools | 15000-08 | |
FM 1-43 | Invitrogen/Life Technologies | T3163 | |
Glycine | Sigma-Aldrich | G7126 | |
HEPES | Sigma-Aldrich | H7523 | |
High vacuum grease | Dow-Corning | ||
Hydrochloric acid | Fisherbrand | SA-56-500 | |
Immersion oil | Fisher-Scientific | M2000 | |
Industrial grade Nitrogen gas tank | Praxair | UN1066 | |
Insect pins | Fine Science Tools | 26002-10 | |
Liquid suture glue | Braun Veterinary Cair Division | 8V0305 | The suture glue we used in our experiments was provided to us by another lab. It is no longer manufactured. We have sourced a Histoacryl Suture Glue for future use from Aesculap (Ts1050071FP) |
Magnesium chloride | Sigma-Aldrich | M2670 | |
Methanol | Sigma-Aldrich | 154903 | |
Non-fat dry milk | Cell Signaling Technology | 9999S | |
P-87 Micropipette puller | Sutter Instruments | ||
Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148 | |
Perfusion pump | Cole-Palmer | Masterflex C/L | |
Petri dish 100×15 mm | Fisher-Scientific | 875712 | |
Petri dish 35×10 mm | Fisher-scientific | 875712 | |
Poly-D-lysine hydrobromide | Sigma-Aldrich | P1024 | MW > 300000 |
Potassium chloride | Sigma-Aldrich | P9333 | |
Potassium phosphate monobasic | Sigma-Aldrich | P5379 | |
Primary antibodiesR-type calcium channel | Alomone Labs | ACC-006 | |
Protease Type XIV from Streptomyces griseus | Sigma-Aldrich | P5147 | |
Scalpel blades | World Precision Instruments | 500240 | |
Schot Duran Preesure Bottle | Fisher-Scientific | 09-841-006 | |
Silicone tubing for glue application | Cole-Palmer | 07625-26 | |
Slicing base plate | Leica Biosystems | 14046327404 | |
Slicing chamber | Leica Biosystems | 1.4046E+10 | |
Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S7653 | |
Sodium hydroxide | S8045 | ||
Sodium phosphate dibasic | Sigma-Aldrich | S9763 | |
Sodium tetraborate | Sigma-Aldrich | B3545 | |
Sylgard 160 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | SYLGARD® 160 | To prepare, mix elastomer A and elastomer B 10:1 by weight |
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | SYLGARD® 184 | To prepare, mix elastomer and curing agent 10:1 by weight |
Teflon coated forceps | Fine Science Tools | 11626-11 | |
Tricaine methanesulphonate | Sigma-Aldrich | A5040 | |
Vibratome blades | World Precision Instruments | BLADES | |
Xenon lamp | Nikon |