JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
русский

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Мышиная модель сердечной недостаточности, вызванной гиперлипидемией, с сохраненной фракцией выброса

Published: March 29, 2024
doi:
10.3791/66442
, , , , , , , ,
1Department of Medicine, Division of Cardiology,University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 2Interdisciplinary Stem Cell Institute,University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 3Department of Molecular and Cellular Pharmacology,University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 4Department of Medical Education,University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine

Summary

Этот протокол представляет собой подробный подход к воспроизведению мышиной модели гиперлипидемической сердечной недостаточности с сохраненной фракцией выброса (HFpEF). Дизайн сочетает в себе введение аденоассоциированного вируса 9-сердечного тропонина Т-липопротеинового рецептора низкой плотности (AAV9-cTnT-LDLR) и полоксамера-407 (P-407).

Abstract

Патофизиология сердечной недостаточности с сохраненной фракцией выброса (HFpEF), обусловленной липотоксичностью, изучена не до конца. Учитывая острую потребность в животных моделях, которые точно имитируют кардиометаболическую СНсФВ, была разработана мышиная модель, индуцированная гиперлипидемией, путем обратной инженерии фенотипов, наблюдаемых у пациентов с СНсФВ. Эта модель была направлена на исследование HFpEF, уделяя особое внимание взаимодействию между липотоксичностью и метаболическим синдромом. Гиперлипидемия индуцировалась у мышей дикого типа (WT) на фоне штамма 129J путем двухнедельных внутрибрюшинных инъекций полоксамера-407 (P-407), блок-сополимера, блокирующего липопротеинлипазу, в сочетании с однократной внутривенной инъекцией аденоассоциированного вируса 9-сердечного тропонина Т-рецептора липопротеинов низкой плотности (AAV9-cTnT-LDLR). Обширные оценки были проведены в период от 4 до 8 недель после лечения, включая эхокардиографию, регистрацию артериального давления, плетизмографию всего тела, телеметрию эхокардиографии (ЭКГ), мониторинг колеса активности (AWM), а также биохимический и гистологические анализы. У мышей LDLR/P-407 через четыре недели проявились отличительные особенности, включая диастолическую дисфункцию, сохраненную фракцию выброса и увеличенную толщину стенки левого желудочка. Примечательно, что артериальное давление и функция почек оставались в пределах нормы. Кроме того, ЭКГ и АВМ выявили сердечную блокаду и снижение активности соответственно. Диастолическая функция ухудшилась через восемь недель, что сопровождалось значительным снижением частоты дыхания. Дальнейшее исследование модели двойного лечения выявило повышенный фиброз, соотношение влажных и сухих легких, а также соотношение массы сердца к массе тела. У мышей LDLR/P-407 наблюдались ксантелазмы, асцит и ишемия сердца. Интересно, что внезапная смерть наступила между 6 и 12 неделями после лечения. Мышиная модель HFpEF предлагает ценный и многообещающий экспериментальный ресурс для выяснения тонкостей метаболического синдрома, способствующего диастолической дисфункции в контексте липотоксично-опосредованной HFpEF.

Introduction

Сердечная недостаточность с сохраненной фракцией выброса (СНсФВ) обозначает кардиометаболический синдром, сопровождающийся множественными сопутствующими заболеваниями, и составляет более 50%всех случаев сердечной недостаточности1,2. Более того, частота СНсФВ неуклонно росла в течение последнего десятилетия3. При ограниченных возможностях лечения HFpEF представляет собой наиболее значительную неудовлетворенную медицинскую потребность при сердечно-сосудистых заболеваниях, учитывая ее многогранную патофизиологию4. Таким образом, существует острая потребность в улучшении понимания основных механизмов и патофизиологии HFpEF для разработки эффективных методов лечения.

Несмотря на значительные достижения последних лет, патофизиология HFpEF, связанная с липотоксичностью, остается до конца неизученной. Установлено, что у пациентов с HFpEF наблюдается заметное накопление липидов в миокарде по сравнению с пациентами с сердечной недостаточностью со сниженной фракцией выброса (HFrEF) и здоровыми контрольными группами5. Данные секвенирования РНК из биопсии сердца показали подавление гена липопротеинлипазы (LPL) в группе HFpEF по сравнению с здоровыми пациентами и пациентами с HFrEF6. Полоксамер-407 (P-407) представляет собой блок-сополимер, который индуцирует гиперлипидемию путем блокирования LPL и последующего повышения уровня триглицеридов плазмы и холестерина липопротеинов низкой плотности (ЛПНП)7. Предыдущие исследования продемонстрировали высокую экспрессию рецепторов ЛПНП (ЛПНП) в сердцах мышей с HFpEF8.

Основываясь на этих выводах и признавая насущную потребность в животных моделях, точно имитирующих кардиометаболическую HFpEF, была разработана и представлена мышиная модель, индуцированная гиперлипидемией. Эта модель была адаптирована для изучения HFpEF, явно фокусируясь на участии липотоксичности наряду с метаболическим синдромом. Эта модель, индуцированная гиперлипидемией/блокадой LPL и усилением экспрессии сердечных ЛПНП, была создана у мышей WT-129 на фоне 129J путем внутрибрюшинных (в/в) инъекций P-407 раз в две недели в сочетании с однократной внутривенной (в/в) инъекцией 9-сердечного тропонина T-LDLR (AAV9-cTnT-LDLR) вируса9.

Между 4 и 8 неделями после лечения был проведен обширный спектр обследований, включающий эхокардиографию, регистрацию артериального давления, плетизмографию всего тела (WBP), непрерывную телеметрию электрокардиографии (ЭКГ), мониторинг колеса активности (AWM), а также биохимический и гистологические анализы9. Через четыре недели у мышей LDLR/P407 или «двойного лечения» наблюдались явные признаки HFpEF, включая диастолическую дисфункцию, сохраненную фракцию выброса иувеличенную толщину стенки левого желудочка. Кроме того, телеметрия ЭКГ и AWM выявили сердечную блокаду и снижение активности соответственно. Примечательно, что артериальное давление и функция почек оставались в норме9. К восьми неделям диастолическая функция ухудшилась, а измерения WBP показали снижение частоты дыхания9.

Дальнейшее изучение модели двойного лечения выявило фиброз, повышенное соотношение влажных и сухих легких, а также соотношение массы сердца к массе тела9. При вскрытии выявлены асцит, ишемия сердца и ксантелазмы. Интересно, что внезапные смерти были зарегистрированы между 6 и 12 неделями после лечения9. Эта мышиная модель HFpEF, вызванная гиперлипидемией, представляет собой быстрый, ценный и многообещающий экспериментальный инструмент для разгадки сложностей метаболического синдрома, способствующего диастолической дисфункции с помощью HFpEF, опосредованной липотоксичностью.

Protocol

Протокол для животных был одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Майами в соответствии с рекомендациями Национального института здравоохранения (NIH) (протокол IACUC 23-103-ad03). Для настоящего исследования мыши дикого типа (WT) на фоне 129J были приобретены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов) и выведены собственными силами. Все мыши были однопометниками на фоне 129J. В экспериментах участвовали как самцы, так и самки мышей. Мышь LDLR/P-407 HFpEF была создана путем введения однократной дозы AAV9-cTnT-LDLR на первой неделе и двухнедельной дозы p407 в течение четырех недель. 1. Подготовка и введение AAV9-cTnT-LDLR ПРИМЕЧАНИЕ: Плазмида AAV9-cTNT-hLDLR (см. Таблицу материалов) кодирует полный белок ЛПНП человека (2664.н.) (Рисунок 1). Препарат вирусного вектора AAV-LDLRВ зависимости от количества животных, разморозьте флаконы с запасом AAV9 на льду в течение 20 минут, затем разведите частицы AAV в фосфатно-солевом буфере Дульбекко (DPBS), чтобы получить концентрацию 1 x10 12 векторных геномов на мышь в 100 μл. Поместите вирусный раствор в иглу 28-30 г на шприц объемом 1 мл. Будьте осторожны, чтобы не втянуть пузырьки воздуха в иглу. Процедуры внутривенного введения в хвостовую венуВключите кислород до 0,5 л/мин и установите систему изофлурановой анестезии на 4%-5%. Поместите мышь в индукционную камеру на ~2 минуты, пока животное не перестанет реагировать. Поместите животное на ограничитель подсветки мышиного хвоста (например, Braintree Scientific, Inc. (Braintree, MA)) и положите животное на бок. Используйте изофлурановую анестезию в дозе 2%-3% для поддерживающей терапии.ПРИМЕЧАНИЕ: Нагрев с помощью удерживающего устройства приведет к расширению вены хвоста мыши и, следовательно, значительно облегчит инъекцию. Определите боковую хвостовую жилку. Очистите место инъекции антисептиком с помощью марлевой салфетки. Возьмитесь за конец хвоста, чтобы вытянуть его, и массируйте хвост мыши пальцами, пока вена не будет визуализирована. Введите иглу под низким углом (угол 10-15 градусов) и введите 100 мкл разведенного AAV в хвостовую вену (рисунок 2A). Извлеките иглу и сразу же надавите пальцем, пока кровотечение не остановится. Верните мышь в исходную клетку. 2. Подготовка и администрирование-407 Подготовка-407Раствор готовят путем разбавления реагента Р-407 (см. Таблицу материалов) с DPBS до конечной концентрации 100 мг/мл в вытяжном шкафу. Охладите раствор при температуре 4 °C на ночь на ротаторе, чтобы облегчить растворение P-40710. Процедура внутрибрюшинного инъекционного введения раз в две неделиВзвесьте каждую мышь в первый день внутримышечного введения. Используя формулу 1 г/кг, рассчитайте подходящую дозу для каждой мыши в соответствии с весом и предварительным заполнением шприцев. Под вытяжным шкафом вручную удерживают мышь наклоненной вниз головой и корпусом, чтобы переместить внутренние органы краниально. Эта методика позволяет избежать прокола жизненно важных структур в непосредственной близости. Определите левую брюшинную полость в нижнем квадранте брюшной полости, латерально к средней линии. Очистите место с помощью антисептика. Под углом 45 градусов или менее введите иглу в брюшную полость (рисунок 2В). Аспирируйте шприц, чтобы обеспечить адекватное введение. Если при аспирации присутствует кровь или ткань, извлеките иглу и повторяйте шаги 2.2.2 -2.2.4 до тех пор, пока шприц не станет прозрачным. Выбросьте иглу в соответствующую емкость для острых предметов и верните мышь в исходную клетку. 3. Оценка эхокардиографии ПодготовкаНанесите крем для депиляции на грудь и верхнюю часть живота мыши за день до или за несколько часов до визуализации. Удалите крем влажной марлей через 2 минуты. Обезболивайте мышь 2,5%-3,0% изофлураном со скоростью потока 0,8 л/мин и поддерживайте 1%-1,5% изофлураном. Затем закрепите мышь на соответствующей платформе в положении лежа лапами на электродных подушечках с проводящим гелем и накройте нос и рот носовым конусом, чтобы обеспечить непрерывную анестезию изофлураном. Парастернальный вид по длинной осиРасположив мышь на спине, наклоните правую сторону платформы на 45 градусов. Затем по диагонали выровняйте датчик преобразователя в рельсовой системе, наклонив его на 30-40 градусов по часовой стрелке от правой верхней конечности к левой части живота для получения и хранения изображений в B-режиме. Проанализируйте изображения B-режима с помощью программного обеспечения для ультразвукового анализа (см. Таблицу материалов) для получения фракции выброса (рис. 3A). Парастернальный вид по короткой осиПоверните щуп преобразователя в системе направляющих на 90 градусов по часовой стрелке для получения и сохранения изображений B-режима и M-режима. Апикальный видНаклоните левый верхний угол платформы вниз и вправо. Направьте датчик на правое плечо животного. Визуализируйте митральный клапан в B-режиме и цветном допплеровском режиме. Получение и хранение допплеровских изображений импульсной волны (PW) и тканевого допплера5. Проанализируйте допплеровские и тканевые допплеровские изображения PW с помощью программного обеспечения для ультразвукового анализа, чтобы получить IVRT, E/E’ и E/A (рис. 3B-E). 4. Запись данных контура давления-объема (PV) В конце исследования проводят гемодинамический анализ для оценки систолической и диастолической функции левого желудочка (ЛЖ) в соответствии с ранее описанной процедурой11,12.Начните с индукции мыши изофлураном (3-5%, индукционная камера). Когда начнется обезболивающее действие, переложите животное на операционный стол, и поддерживайте анестезию изофлураном (1-3%, маска для лица). Сделайте небольшой разрез на коже над шеей, чтобы обеспечить эндотрахеальную интубацию (через рот). Проветрите животное смесью кислорода и изофлурана с помощью аппарата искусственной вентиляции легких для грызунов (например, Micro vent model 848, Harvard Apparatus) с объемом ~0,15-0,2 мл и частотой дыхания 120-170 вдохов/мин. Контролируйте температуру тела на уровне ~37 °C ± 1 °C на протяжении всей процедуры с помощью хирургического стола с регулируемой температурой. Обнажите и канюлируйте левую внутреннюю яремную вену с помощью иглы 30 G для введения жидкости. Разрежьте кожу над областью срединной вентральной шеи и обнажите сонную артерию. После окклюзии дистального отдела правой сонной артерии сделайте небольшой разрез в артерии, чтобы можно было ввести катетер с микронаконечником (PV) (см. Таблицу материалов) в левый желудочек (закрытый доступ к грудной клетке). Запись петли PV во время установившегося состояния и окклюзии нижней полой вены. В конце эксперимента гуманно усыпить животное (под глубокой анестезией) с использованием одобренного метода AVMA (например, изофлурана с последующим вывихом шейки матки). Анализируйте данные ЛВ с помощью программного обеспечения LabChart (см. Таблицу материалов) и калибруйте объемы с помощью эхокардиографических измерений.

Representative Results

После 4 недель комбинированного однократного в/в AAV9-cTnT-ЛПНП и двухнедельного в/ При инъекциях Р-407, эхокардиографии выявлена СНсФВ, о чем свидетельствует сохраненная фракция выброса, увеличенное время внутрижелудочковой релаксации (ИВРТ) и Э/Е’, а также снижение Э/А (рис. 3А-Е). Ухудшение диастолической дисфункции наблюдалось через 8 недель по сравнению с данными через 4 недели. Анализ петли давления и объема (ВП) после 8 недель лечения показал увеличенный наклон зависимости конечного диастолического давления от объема, что подтверждает результаты эхокардиографии о диастолической дисфункции (Рисунок 3F). Примечательно, что внезапная смерть наступила у значительного числа мышей, получавших ЛПНП/Р-407 между 6 и 12 неделями после лечения ЛПНП/Р-407 (Рисунок 3G). Эти результаты указывают на кардиометаболическую СНсФВ, подтверждая эффективность данного протокола и экспериментального дизайна. Гиперлипидемия была отмечена у мышей, получавших ЛПНП/P407 через 4 и 8 недель, о чем свидетельствовал повышенный уровень общего холестерина, триглицеридов, липопротеинов очень низкой плотности (ЛПОНП), холестерина липопротеинов низкой плотности (ЛПНП) и нормальный уровень холестерина липопротеинов высокой плотности, что подтверждает наши выводы о гиперлипидемии (рисунок 3H). Рисунок 1: Плазмидная карта для AAV9-cTnT-LDLR. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 2: Процедуры инъекции. (A) Репрезентативное изображение, демонстрирующее внутривенное (в/в) введение AAV9-cTnT-LDLR в хвостовую вену мыши WT на фоне штамма 129J. (B) Иллюстрация внутрибрюшинного введения P-407 мышам WT на фоне штамма 129J, ранее получавших однократную внутривенную дозу AAV9-cTnT-LDLR. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Кардио-метаболическая HFpEF. (A-E) Параметры эхокардиографии, указывающие на сердечную недостаточность с сохраненной фракцией выброса (HFpEF) после 4 (n = 17) и 8 недель (n = 11) лечения LDLR/P-407 по сравнению с необработанными мышами (n = 15). Об этом свидетельствуют сохраненная фракция выброса, увеличенное время изоволумической релаксации (ИВРТ), повышенное Е/Е’ и сниженное Е/А, все показатели диастолической дисфункции. (F) Регистрация и анализ контура давления-объема выявили увеличение наклона зависимости давления от объема в конце диастолии (EDPVR) после 8 недель лечения. (G) Внезапная смерть наступила между 6 и 12 неделями после лечения LDLR/P-407. (H) Липидная панель подтвердила результаты гиперлипидемии у мышей, получавших LDLR/P407 через 4 (n = 4) и 8 недель (n = 3), о чем свидетельствует повышенный уровень общего холестерина, триглицеридов, липопротеинов очень низкой плотности (ЛПОНП), холестерина липопротеинов низкой плотности (ЛПНП) и нормальный уровень холестерина липопротеинов высокой плотности по сравнению с нелеченными мышами (n = 5). Данные представлены в виде среднего ± SD. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Discussion

Несмотря на неуклонный рост распространенности СНсФВ в течение последнего десятилетия, конкретное понимание лежащей в ее основе патофизиологии остается неясным13. Более того, на сегодняшний день существует ограниченная доказательная терапия13. Необходимо более глубокое понимание механизмов, участвующих в кардиометаболической СНсФВ. Ранее была представлена гиперлипидемическая мышиная модель, которая имитирует HFpEF без хронической болезни почек (ХБП) или гипертензии, вызванной сердечными инъекциями ЛПНП OE и p4079.

Результаты показали, что комбинация сердечной ОЭ ЛПНП и гиперлипидемии приводит к диастолической дисфункции, аритмии, гипертрофии левого желудочка (ЛЖ), непереносимости физических нагрузок, накоплению сердечных липидов и фиброзу у мышей через четыре недели, как было опубликовано ранее9. Также наблюдалось увеличение поглощения холестерина ЛПНП в сердце, печени и скелетных мышцах и снижение уровня триглицеридов в сердце и печени у этих мышей9. Преимущество этого метода заключается в его быстроте исследования путей кардиометаболического синдрома, которые не очень хорошо изучены по сравнению с другими гиперлипидемическими моделями HFpEF у мышей, такими как диета с высоким содержанием жиров (HFD),для развития которой требуется до 16 и 20 недель. Эта модель разрабатывается за четыре недели и имитирует метаболические аномалии у людей. Поэтому воспроизводимость этой модели имеет существенное значение.

Крайне важно обеспечить тщательную подготовку и введение AAV9-cTnT-LDLR и P-407. Воспроизводимость этой модели в значительной степени зависит от точных расчетов концентраций и доз P-407 и AAV9-cTnT-LDLR, а также от измерений веса. Не менее важны препараты растворов и правильные техники внутривенных и внутрибрюшинных инъекций. Отклонения в этих методах могут привести к значительным изменениям и нежелательным результатам.

Несмотря на эффективность и результативность данной модели, существует ряд ограничений. Для выполнения внутривенных и внутрибрюшинных инъекций необходима серьезная подготовка. Кроме того, существует потенциальный риск заболеваемости и смертности, связанный с внутривенными и частыми внутрибрюшинными инъекциями. При выполнении внутривенных инъекций могут возникнуть травмы хвоста мыши, в то время как при внутрибрюшинных инъекциях может произойти пункция слепой кишки, что приводит к перитониту15. Эти травмы, как правило, возникают из-за неправильной техники и могут привести к потере испытуемых и лечения. Поэтому перед выполнением этих процедур необходимо пройти обширную подготовку. Еще одним ограничением является ориентация этой модели на штамм 129J. Обоснование выбора штамма 129J вытекает из предварительных исследований, которые дали более быстрые результаты диастолической дисфункции и HFpEF у этого штамма по сравнению с мышами C57BL/6, которых мы первоначально изучали в неопубликованных исследованиях.

Несмотря на эти ограничения, эта модель позволит более быстро исследовать основные механизмы, участвующие в HFpEF, и потенциальные эффективные варианты лечения. Предыдущие исследования привели к разработке патофизиологической модели кардиометаболического HFpEF-индуцированного HFD и N[w]-нитро-l-аргинин-метилового эфира (L-NAME) в течение 5-15 недель13. Однако, в связи с неуклонным ростом распространенности СНсФВ, существует острая необходимость в дальнейшем понимании патофизиологии кардиометаболической СНсФВ и разработке эффективной терапии. Эта мышиная модель сердечной ОЭ ЛПНП и гиперлипидемии, вызванной p407, является быстрым и осуществимым методом индуцирования кардиометаболической HFpEF для будущих исследований.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Penncore и NHLBI Gene Therapy Resource Program (GTRP) за финансирование создания аденоассоциированного вируса, используемого в этом проекте. Это исследование финансировалось за счет грантов Национального института здравоохранения (NIH) (1R01HL140468) и Научно-исследовательского института сердца в Майами. MW была лауреатом премии NIH Diversity Supplement Award с 2020 по 2022 год (R01HL140468-03S1). JH финансируется 1R01 HL13735, 1R01 HL107110, 5UM1 HL113460, 1R01 HL134558, 5R01 CA136387 (от NIH), W81XWH-19-PRMRPCTA (от Министерства обороны) и семейными фондами Старра, Липсона и Своффера.

Materials

Adeno-associated virus 9-cardiac troponin T-LDLR (AAV9-cTnT-LDLR) U. Penn Vector Core, funded by the NHLBI Gene Therapy Program (GTRP) Transgene plasmids and AAVs particles were generated by the U. Penn Vector Core, funded by the NHLBI Gene Therapy Program (GTRP). AAV were provided in Dulbecco’s phosphate-buffered saline (PBS) with 0.001% Pluronic F68. The Core determined AAV titers by digital droplet polymerase chain reaction (ddPCR) and assessed all preparations for capsid protein ratio by SDS-PAGE and for the presence of endotoxin. Constructs include the human (h) transcripts tagged by 3X HA, Penn Vector Core (RRID: SCR_022432). AAV9-cTNT-hLDLR plasmid encodes the full human LDLR protein (2664bp).
Imaging systems with a high frequency transducer probe MS400  (VisualSonics, Toronto, ON, Canada) Vevo 2100 or 3100
Isoflurane Akorn Animal Health, Inc. NDC: 59399-106-01
LabChart  software ADInstruments Pro version 8.1.5
Poloxamer 407 Sigma-Aldrich 16758
PV catheter Millar Instrument PVR 1035
Ultrasound analysis software  Vevo Lab
Wild-type (WT) mice on 129J background  Jackson Laboratory 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Roger, V. L. Epidemiology of heart failure: A contemporary perspective. Circ Res. 128 (10), 1421-1434 (2021).
  2. Kosiborod, M. N., et al. Design and baseline characteristics of step-HFpEF program evaluating semaglutide in patients with obesity hfpef phenotype. JACC Heart Fail. 11 (8), 1000-1010 (2023).
  3. Borlaug, B. A. Evaluation and management of heart failure with preserved ejection fraction. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 559-573 (2020).
  4. Badrov, M. B., Mak, S., Floras, J. S. Cardiovascular autonomic disturbances in heart failure with preserved ejection fraction. Can J Cardiol. 37 (4), 609-620 (2021).
  5. Wu, C. K., et al. Myocardial adipose deposition and the development of heart failure with preserved ejection fraction. Eur J Heart Fail. 22 (3), 445-454 (2020).
  6. Hahn, V. S., et al. Myocardial gene expression signatures in human heart failure with preserved ejection fraction. Circulation. 143 (2), 120-134 (2021).
  7. Korolenko, T. A., et al. Early-stage atherosclerosis in poloxamer 407-induced hyperlipidemic mice: Pathological features and changes in the lipid composition of serum lipoprotein fractions and subfractions. Lipids Health Dis. 15, 16 (2016).
  8. Patel, M., et al. Osteopontin and ldlr are upregulated in hearts of sudden cardiac death victims with heart failure with preserved ejection fraction and diabetes mellitus. Front Cardiovasc Med. 7, 610282 (2020).
  9. Williams, M., et al. Mouse model of heart failure with preserved ejection fraction driven by hyperlipidemia and enhanced cardiac low-density lipoprotein receptor expression. J Am Heart Assoc. 11 (17), e027216 (2022).
  10. Colly, A., Marquette, C., Courtial, E. J. Poloxamer/poly(ethylene glycol) self-healing hydrogel for high-precision freeform reversible embedding of suspended hydrogel. Langmuir. 37 (14), 4154-4162 (2021).
  11. Kanashiro-Takeuchi, R. M., et al. Efficacy of a growth hormone-releasing hormone agonist in a murine model of cardiometabolic heart failure with preserved ejection fraction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 324 (6), H739-H750 (2023).
  12. Dulce, R. A., et al. Synthetic growth hormone-releasing hormone agonist ameliorates the myocardial pathophysiology characteristic of heart failure with preserved ejection fraction. Cardiovasc Res. 118 (18), 3586-3601 (2023).
  13. Borlaug, B. A., et al. Obesity and heart failure with preserved ejection fraction: New insights and pathophysiological targets. Cardiovasc Res. 118 (18), 3434-3450 (2023).
  14. Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. Am J Pathol. 190 (8), 1596-1608 (2020).
  15. Guarnieri, M. Considering the risks and safety of intraperitoneal injections. Lab Anim (NY). 45 (4), 131 (2016).

Tags

HyperlipidemiaHeart Failure With Preserved Ejection Fraction (HFpEF)Murine ModelPoloxamer-407 (P-407)Adeno-associated Virus 9-cardiac Troponin T-low-density Lipoprotein Receptor (AAV9-cTnT-LDLR)Diastolic DysfunctionCardiac IschemiaMetabolic SyndromeLipotoxicity

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Williams, M., Kamiar, A., Condor Capcha, J. M., Rasmussen, M. A., Alitter, Q., Kanashiro Takeuchi, R., Mitsuru Takeuchi, L., Hare, J. M., Shehadeh, L. A. A Murine Model of Hyperlipidemia-Induced Heart Failure with Preserved Ejection Fraction. J. Vis. Exp. (205), e66442, doi:10.3791/66442 (2024).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image