Qui presentiamo un metodo TGA modificato per la stima del contenuto di lignina nella biomassa vegetale erbacea. Questo metodo stima il contenuto di lignina formando specifici legami di tioetere con lignina e presenta un vantaggio rispetto al metodo Klason, in quanto richiede un campione relativamente piccolo per la stima del contenuto di lignina.
La lignina è un polimero naturale che è il secondo polimero più abbondante sulla Terra dopo la cellulosa. La lignina è depositata principalmente nelle pareti cellulari secondarie vegetali ed è un eteropolimero aromatico composto principalmente da tre monoligoli di notevole importanza industriale. La lignina svolge un ruolo importante nella crescita e nello sviluppo delle piante, protegge dagli stress biotici e abiotici e nella qualità dei foraggi animali, del legno e dei prodotti industriali di lignina. Una stima accurata del contenuto di lignina è essenziale sia per la comprensione fondamentale della biosintesi della lignina che per le applicazioni industriali della biomassa. Il metodo dell’acido tioglicolico (TGA) è un metodo altamente affidabile per stimare il contenuto totale di lignina nella biomassa vegetale. Questo metodo stima il contenuto di lignina formando tioeteri con i gruppi alcolici benzili della lignina, solubili in condizioni alcaline e insolubili in condizioni acide. Il contenuto totale di lignina è stimato utilizzando una curva standard generata dalla lignina di bambù commerciale.
La lignina è uno dei componenti portanti vitali delle pareti cellulari delle piante e il secondo polimero più abbondante sulla Terra1. Chimicamente, la lignina è un eteropolimero reticolato costituito da composti fenolici complessi ad alto peso molecolare che formano una fonte rinnovabile naturale di polimeri aromatici e sintesi di biomateriali2,3. Questo polimero naturale svolge ruoli significativi nella crescita delle piante, nello sviluppo, nella sopravvivenza, nel supporto meccanico, nella rigidità delle pareti cellulari, nel trasporto dell’acqua, nel trasporto di minerali, nella resistenza all’alloggio, nello sviluppo di tessuti e organi, nella deposizione di energia e nella protezione da stress biotici eabiotici 4,5,6,7. La lignina è composta principalmente da tre diversi monoligoli: coniferile, sinapil e alcoli p-coumarili derivati dalla via fenil propanoide8,9. La quantità di lignina e la composizione dei monomeri variano in base alle specie vegetali, al tipo di tessuto / organo e alle diverse fasi dello sviluppo delle piante10. La lignina è ampiamente classificata in legno tenero, legno duro e lignina d’erba basata sulla composizione della sorgente e del monolignolo. Il legno tenero è composto principalmente dal 95% di alcol di coniferile con il 4% di p-coumaryl e l’1% di alcoli sinapilici. Il legno duro ha alcoli di coniferile e sinapil in proporzioni uguali, mentre la lignina erba è composta da varie proporzioni di alcoli di coniferile, sinapile e p-coumaryl11,12. La composizione dei monomeri è critica in quanto determina la forza della lignina, la decomposizione e la degradazione della parete cellulare, nonché determina la struttura molecolare, la ramificazione e il collegamento incrociato con altri polisaccaridi13,14.
La ricerca sulla lignina sta acquisendo importanza nel foraggiamento, nell’industria tessile, nell’industria della carta e per il bioetanolo, i biocarburanti e i bio-prodotti a causa del suo basso costoe dell’elevata abbondanza 15,16. Vari metodi chimici (ad esempio, bromuro di acetile, detergenti acidi, ossidazione di Klason e permanganato) insieme a metodi strumentali (ad esempio, spettroscopia del vicino infrarosso (NIR), spettroscopia a risonanza magnetica nucleare (NMR) e spettrofotometria ultravioletta (UV) sono stati utilizzati per la quantificazione della lignina9,17. I metodi di analisi della lignina sono generalmente classificati in base alla radiazione elettromagnetica, alla gravimetria e alla solubilità. Il principio alla base della stima della lignina mediante radiazione elettromagnetica era basato sulla proprietà chimica della lignina con cui assorbe la luce a lunghezze d’onda specifiche. Questi risultati sono stati stimati in base al principio che la lignina ha una maggiore assorbanza UV rispetto ai carboidrati. Nel 1962, Bolker e Somerville usavano pellet di cloruro di potassio per stimare il contenuto di lignina nel legno18. Tuttavia, questo metodo presenta inconvenienti nella stima del contenuto di lignina provenienti da campioni erbacei a causa della presenza di composti fenolici non lignina e dell’assenza di un adeguato coefficiente di estinzione. Nel 1970, Fergus e Goring scoprirono che i massimi di assorbimento del composto guaiacyl e siringile erano a 280 nm e 270 nm, il che corresse la questione del coefficiente di estinzione del metodo19di Bolker e Somerville. Successivamente, la spettroscopia infrarossa, una tecnica altamente sensibile per caratterizzare i fenolici, è stata utilizzata anche per la stima della lignina con una piccola quantità di campioni di biomassa vegetale. Un esempio di tale tecnologia era la spettrofotometria di trasformazione di Fourier a riflessione diffusa. Questo metodo, tuttavia, manca di uno standard adeguato simile al metodo UV20. Successivamente, il contenuto di lignina è stato stimato da NIRS (spettroscopia vicino all’infrarosso) e NMR (spettroscopia di risonanza magnetica nucleare). Tuttavia, ci sono svantaggi in questi metodi, non alterano la struttura chimica della lignina, mantenendo la sua purezza20.
Il metodo gravimetrico klason è un metodo analitico diretto e più affidabile per la stima della lignina degli steli legnosi. La base per la stima gravimetrica della lignina è l’idrolisi/solubilizzazione di composti non lignina e la raccolta di lignina insolubile per la gravimetria21. In questo metodo, i carboidrati vengono rimossi per idrolisi della biomassa con H2SO4 concentrato per estrarre il residuo di lignina20,22. Il contenuto di lignina stimato con questo metodo è noto come lignina acida insolubile o lignina di Klason. L’applicazione del metodo Klason dipende dalle specie vegetali, dal tipo di tessuto e dal tipo di parete cellulare. La presenza di quantità variabili di componenti non lignina come tannini, polisaccaridi e proteine, si traduce in differenze proporzionali nella stima del contenuto di lignina acida insolubile/solubile. Pertanto, il metodo Klason è raccomandato solo per la stima della lignina della biomassa ad alto contenuto di lignina come gli steli legnosi17,23. I metodi di solubilità come il bromuro di acetile (AcBr), la lignina insolubile con acido e l’acido tioglicolico (TGA) sono metodi più comunemente usati per stimare il contenuto di lignina da varie fonti di biomassa vegetale. Kim et al. Il primo metodo estrae la lignina come residuo insolubile solubilizzando la cellulosa e l’emicellulosa, mentre il secondo metodo separa la lignina nella frazione solubile, lasciando la cellulosa e l’emicellulosa come residuo insolubile24.
Metodi analoghi utilizzati nella stima della lignina in base alla solubilità sono i metodi dell’acido tioglicolico (TGA) e del bromuro di acetile (AcBr)25. Sia il TGA che il bromuro di acetile stimano il contenuto di lignina misurando l’assorbanza della lignina solubilizzata a 280 nm; Tuttavia, il metodo AcBr degrada gli xilulici durante il processo di solubilizzazione della lignina e mostra un falso aumento del contenuto di lignina26. Il metodo tioglicolato (TGA) è il metodo più affidabile, in quanto dipende da un legame specifico con i gruppi tioether di gruppi di alcole benzile di lignina con TGA. La lignina legata al TGA viene precipitata in condizioni acide utilizzando HCl e il contenuto di lignina è stimato utilizzando la sua assorbanza a 280 nm27. Il metodo TGA presenta ulteriori vantaggi di meno modifiche strutturali, una forma solubile di stima della lignina, meno interferenze da componenti non di lignina e una stima precisa della lignina dovuta a un legame specifico con la TGA.
Questo metodo TGA viene modificato in base al tipo di campione di biomassa vegetale utilizzato per la stima del contenuto di lignina. Qui, abbiamo modificato e adattato il metodo TGA rapido delle cannucce di riso27 ai tessuti di cotone per stimare il contenuto di lignina. In breve, i campioni di piante in polvere essiccati sono stati sottoposti a tampone di solubilizzazione proteica ed estrazione di metanolo per rimuovere le proteine e la frazione solubile in alcool. Il residuo insolubile di alcol è stato trattato con TGA e lignina precipitata in condizioni acide. Una curva standard di lignina è stata generata usando lignina di bambù commerciale ed è stata ottenuta una linea di regressione (y = mx+c). Il valore “x” utilizza valori medi di assorbanza della lignina a 280 nm, mentre i valori “m” e “c” sono stati inseriti dalla linea di regressione per calcolare la concentrazione sconosciuta di lignina in campioni di biomassa delle piante di cotone. Questo metodo è diviso in cinque fasi: 1) preparazione di campioni vegetali; 2) lavare i campioni con acqua e metanolo; 3) trattamento del pellet con TGA e acido per far precipitare la lignina; 4) precipitazione della lignina; 5) la preparazione standard della curva e la stima del contenuto di lignina del campione. Le prime due fasi si concentrano principalmente sulla preparazione del materiale vegetale seguita da acqua, PSB (tampone di solubilizzazione proteica) ed estrazioni di metanolo per ottenere il materiale insolubile alcool. Quindi, è stato trattato con TGA (acido tioglicolico) e HCl per formare un complesso con lignina nella terza fase. Alla fine, l’HCl è stato utilizzato per precipitare la lignina, che è stata sciolta in idrossido di sodio per misurarne l’assorbanza a 280 nm28.
La lignina svolge un ruolo significativo nella crescita e nello sviluppo delle piante e recentemente è stata ampiamente studiata per applicazioni di biocarburanti, bioenergia e bioproduttivi. La lignina è ricca di composti aromatici che vengono conservati in tutte le pareti cellulari secondarie delle piante vascolari. Ha diverse applicazioni industriali come prodotti a pannelli in legno, bio disperdenti, flocculanti, schiume poliuretaline e in resine di circuitistampati 29,<sup class=…
The authors have nothing to disclose.
Ringraziamo il Dipartimento di Plant & Soil Science and Cotton Inc.
BioSpectrophotometer kinetic | Eppendorf kinetic | 6136000010 | For measuring absorbance at 280 nm |
Centrifuge | Eppendorf | 5424 | For centrifuging samples |
Commercial bamboo lignin | Aldrich | 1002171289 | Used in the preparation of the standard curve |
Distilled water | Fischer Scientific | 16690382 | Used in the protocol |
Falcon tubes | VWR | 734-0448 | Containers for solutions |
Freezer mill | Spex Sample Prep | 68-701-15 | For fine grinding of plant tissue samples |
Heat block/ Thermal mixer | Eppendorf | 13527550 | For temperature controlled steps during lignin extraction |
Hotplate stirrer | Walter | WP1007-HS | Used for preparation of solutions |
Hydrochloric acid (HCL) | Sigma | 221677 | Used in the protocol |
Incubator | Fisherbrand | 150152633 | For thorough drying of plant tissue samples |
Measuring scale | Mettler toledo | 30243386 | For measuring plant tissue weight, standards and microfuge tubes |
Methanol (100 %) | Fischer Scientific | 67-56-1 | Used in the protocol |
Microfuge tubes (2 mL) | Microcentrifuge | Z628034-500EA | Containers for extraction of lignin |
Plant biomass gerinder | Hanchen | Amazon | Used for crushing dried samples |
pH meter | Fisher Scientific | AE150 | Measuring pH for solutions prepared for lignin extraction |
Temperature controlled incubator/oven | Fisher Scientific | 15-015-2633 | Used in the protocol |
Thioglycolic acid (TGA) | Sigma Aldrich | 68-11-1 | Used in the protocol |
Vacuum dryer | Eppendorf | 22820001 | Used for drying samples |
Vortex mixer | Eppendorf | 3340001 | For proper mixing of samples |