Summary

Stima del contenuto di Lignina da biomassa vegetale mediante acido tioglicolico (TGA)

Published: July 24, 2021
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Summary

Qui presentiamo un metodo TGA modificato per la stima del contenuto di lignina nella biomassa vegetale erbacea. Questo metodo stima il contenuto di lignina formando specifici legami di tioetere con lignina e presenta un vantaggio rispetto al metodo Klason, in quanto richiede un campione relativamente piccolo per la stima del contenuto di lignina.

Abstract

La lignina è un polimero naturale che è il secondo polimero più abbondante sulla Terra dopo la cellulosa. La lignina è depositata principalmente nelle pareti cellulari secondarie vegetali ed è un eteropolimero aromatico composto principalmente da tre monoligoli di notevole importanza industriale. La lignina svolge un ruolo importante nella crescita e nello sviluppo delle piante, protegge dagli stress biotici e abiotici e nella qualità dei foraggi animali, del legno e dei prodotti industriali di lignina. Una stima accurata del contenuto di lignina è essenziale sia per la comprensione fondamentale della biosintesi della lignina che per le applicazioni industriali della biomassa. Il metodo dell’acido tioglicolico (TGA) è un metodo altamente affidabile per stimare il contenuto totale di lignina nella biomassa vegetale. Questo metodo stima il contenuto di lignina formando tioeteri con i gruppi alcolici benzili della lignina, solubili in condizioni alcaline e insolubili in condizioni acide. Il contenuto totale di lignina è stimato utilizzando una curva standard generata dalla lignina di bambù commerciale.

Introduction

La lignina è uno dei componenti portanti vitali delle pareti cellulari delle piante e il secondo polimero più abbondante sulla Terra1. Chimicamente, la lignina è un eteropolimero reticolato costituito da composti fenolici complessi ad alto peso molecolare che formano una fonte rinnovabile naturale di polimeri aromatici e sintesi di biomateriali2,3. Questo polimero naturale svolge ruoli significativi nella crescita delle piante, nello sviluppo, nella sopravvivenza, nel supporto meccanico, nella rigidità delle pareti cellulari, nel trasporto dell’acqua, nel trasporto di minerali, nella resistenza all’alloggio, nello sviluppo di tessuti e organi, nella deposizione di energia e nella protezione da stress biotici eabiotici 4,5,6,7. La lignina è composta principalmente da tre diversi monoligoli: coniferile, sinapil e alcoli p-coumarili derivati dalla via fenil propanoide8,9. La quantità di lignina e la composizione dei monomeri variano in base alle specie vegetali, al tipo di tessuto / organo e alle diverse fasi dello sviluppo delle piante10. La lignina è ampiamente classificata in legno tenero, legno duro e lignina d’erba basata sulla composizione della sorgente e del monolignolo. Il legno tenero è composto principalmente dal 95% di alcol di coniferile con il 4% di p-coumaryl e l’1% di alcoli sinapilici. Il legno duro ha alcoli di coniferile e sinapil in proporzioni uguali, mentre la lignina erba è composta da varie proporzioni di alcoli di coniferile, sinapile e p-coumaryl11,12. La composizione dei monomeri è critica in quanto determina la forza della lignina, la decomposizione e la degradazione della parete cellulare, nonché determina la struttura molecolare, la ramificazione e il collegamento incrociato con altri polisaccaridi13,14.

La ricerca sulla lignina sta acquisendo importanza nel foraggiamento, nell’industria tessile, nell’industria della carta e per il bioetanolo, i biocarburanti e i bio-prodotti a causa del suo basso costoe dell’elevata abbondanza 15,16. Vari metodi chimici (ad esempio, bromuro di acetile, detergenti acidi, ossidazione di Klason e permanganato) insieme a metodi strumentali (ad esempio, spettroscopia del vicino infrarosso (NIR), spettroscopia a risonanza magnetica nucleare (NMR) e spettrofotometria ultravioletta (UV) sono stati utilizzati per la quantificazione della lignina9,17. I metodi di analisi della lignina sono generalmente classificati in base alla radiazione elettromagnetica, alla gravimetria e alla solubilità. Il principio alla base della stima della lignina mediante radiazione elettromagnetica era basato sulla proprietà chimica della lignina con cui assorbe la luce a lunghezze d’onda specifiche. Questi risultati sono stati stimati in base al principio che la lignina ha una maggiore assorbanza UV rispetto ai carboidrati. Nel 1962, Bolker e Somerville usavano pellet di cloruro di potassio per stimare il contenuto di lignina nel legno18. Tuttavia, questo metodo presenta inconvenienti nella stima del contenuto di lignina provenienti da campioni erbacei a causa della presenza di composti fenolici non lignina e dell’assenza di un adeguato coefficiente di estinzione. Nel 1970, Fergus e Goring scoprirono che i massimi di assorbimento del composto guaiacyl e siringile erano a 280 nm e 270 nm, il che corresse la questione del coefficiente di estinzione del metodo19di Bolker e Somerville. Successivamente, la spettroscopia infrarossa, una tecnica altamente sensibile per caratterizzare i fenolici, è stata utilizzata anche per la stima della lignina con una piccola quantità di campioni di biomassa vegetale. Un esempio di tale tecnologia era la spettrofotometria di trasformazione di Fourier a riflessione diffusa. Questo metodo, tuttavia, manca di uno standard adeguato simile al metodo UV20. Successivamente, il contenuto di lignina è stato stimato da NIRS (spettroscopia vicino all’infrarosso) e NMR (spettroscopia di risonanza magnetica nucleare). Tuttavia, ci sono svantaggi in questi metodi, non alterano la struttura chimica della lignina, mantenendo la sua purezza20.

Il metodo gravimetrico klason è un metodo analitico diretto e più affidabile per la stima della lignina degli steli legnosi. La base per la stima gravimetrica della lignina è l’idrolisi/solubilizzazione di composti non lignina e la raccolta di lignina insolubile per la gravimetria21. In questo metodo, i carboidrati vengono rimossi per idrolisi della biomassa con H2SO4 concentrato per estrarre il residuo di lignina20,22. Il contenuto di lignina stimato con questo metodo è noto come lignina acida insolubile o lignina di Klason. L’applicazione del metodo Klason dipende dalle specie vegetali, dal tipo di tessuto e dal tipo di parete cellulare. La presenza di quantità variabili di componenti non lignina come tannini, polisaccaridi e proteine, si traduce in differenze proporzionali nella stima del contenuto di lignina acida insolubile/solubile. Pertanto, il metodo Klason è raccomandato solo per la stima della lignina della biomassa ad alto contenuto di lignina come gli steli legnosi17,23. I metodi di solubilità come il bromuro di acetile (AcBr), la lignina insolubile con acido e l’acido tioglicolico (TGA) sono metodi più comunemente usati per stimare il contenuto di lignina da varie fonti di biomassa vegetale. Kim et al. Il primo metodo estrae la lignina come residuo insolubile solubilizzando la cellulosa e l’emicellulosa, mentre il secondo metodo separa la lignina nella frazione solubile, lasciando la cellulosa e l’emicellulosa come residuo insolubile24.

Metodi analoghi utilizzati nella stima della lignina in base alla solubilità sono i metodi dell’acido tioglicolico (TGA) e del bromuro di acetile (AcBr)25. Sia il TGA che il bromuro di acetile stimano il contenuto di lignina misurando l’assorbanza della lignina solubilizzata a 280 nm; Tuttavia, il metodo AcBr degrada gli xilulici durante il processo di solubilizzazione della lignina e mostra un falso aumento del contenuto di lignina26. Il metodo tioglicolato (TGA) è il metodo più affidabile, in quanto dipende da un legame specifico con i gruppi tioether di gruppi di alcole benzile di lignina con TGA. La lignina legata al TGA viene precipitata in condizioni acide utilizzando HCl e il contenuto di lignina è stimato utilizzando la sua assorbanza a 280 nm27. Il metodo TGA presenta ulteriori vantaggi di meno modifiche strutturali, una forma solubile di stima della lignina, meno interferenze da componenti non di lignina e una stima precisa della lignina dovuta a un legame specifico con la TGA.

Questo metodo TGA viene modificato in base al tipo di campione di biomassa vegetale utilizzato per la stima del contenuto di lignina. Qui, abbiamo modificato e adattato il metodo TGA rapido delle cannucce di riso27 ai tessuti di cotone per stimare il contenuto di lignina. In breve, i campioni di piante in polvere essiccati sono stati sottoposti a tampone di solubilizzazione proteica ed estrazione di metanolo per rimuovere le proteine e la frazione solubile in alcool. Il residuo insolubile di alcol è stato trattato con TGA e lignina precipitata in condizioni acide. Una curva standard di lignina è stata generata usando lignina di bambù commerciale ed è stata ottenuta una linea di regressione (y = mx+c). Il valore “x” utilizza valori medi di assorbanza della lignina a 280 nm, mentre i valori “m” e “c” sono stati inseriti dalla linea di regressione per calcolare la concentrazione sconosciuta di lignina in campioni di biomassa delle piante di cotone. Questo metodo è diviso in cinque fasi: 1) preparazione di campioni vegetali; 2) lavare i campioni con acqua e metanolo; 3) trattamento del pellet con TGA e acido per far precipitare la lignina; 4) precipitazione della lignina; 5) la preparazione standard della curva e la stima del contenuto di lignina del campione. Le prime due fasi si concentrano principalmente sulla preparazione del materiale vegetale seguita da acqua, PSB (tampone di solubilizzazione proteica) ed estrazioni di metanolo per ottenere il materiale insolubile alcool. Quindi, è stato trattato con TGA (acido tioglicolico) e HCl per formare un complesso con lignina nella terza fase. Alla fine, l’HCl è stato utilizzato per precipitare la lignina, che è stata sciolta in idrossido di sodio per misurarne l’assorbanza a 280 nm28.

Protocol

1. Preparazione di campioni vegetali Raccogliere piante di cotone di due mesi dalla serra(figura 1A). Capovolgere delicatamente vasi vegetali per separare terreno e radici con radici laterale intatte allentando il terreno intorno alla pianta(Figura 1B). Lavare accuratamente le piante raccolte in vassoi riempiti d’acqua per rimuovere tutto lo sporco (per campioni di radici)(Figura 1C). Utilizza…

Representative Results

Due diverse linee sperimentali di cotone sono state confrontate per differenze nel loro contenuto di lignina in tessuti diversi. Il contenuto di lignina estratta di ciascun campione è stato misurato a 280 nm e ha registrato i rispettivi valori di assorbanza. I valori medi di assorbanza di ciascuna replica biologica sono stati confrontati con la linea di regressione della curva standard di lignina(tabella 2, figura 3C). La linea di regressione, y = mx + c, viene utilizzata p…

Discussion

La lignina svolge un ruolo significativo nella crescita e nello sviluppo delle piante e recentemente è stata ampiamente studiata per applicazioni di biocarburanti, bioenergia e bioproduttivi. La lignina è ricca di composti aromatici che vengono conservati in tutte le pareti cellulari secondarie delle piante vascolari. Ha diverse applicazioni industriali come prodotti a pannelli in legno, bio disperdenti, flocculanti, schiume poliuretaline e in resine di circuitistampati 29,<sup class=…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo il Dipartimento di Plant & Soil Science and Cotton Inc.

Materials

BioSpectrophotometer kinetic Eppendorf kinetic 6136000010 For measuring absorbance at 280 nm
Centrifuge Eppendorf 5424 For centrifuging  samples
Commercial bamboo lignin Aldrich 1002171289 Used in the preparation of the standard curve
Distilled water Fischer Scientific 16690382 Used in the protocol
Falcon tubes VWR 734-0448 Containers for solutions
Freezer mill Spex Sample Prep 68-701-15 For fine grinding of plant tissue samples
Heat block/ Thermal mixer Eppendorf 13527550 For temperature controlled steps during lignin extraction
Hotplate stirrer Walter WP1007-HS Used for preparation of solutions
Hydrochloric acid (HCL) Sigma 221677 Used in the protocol
Incubator Fisherbrand 150152633 For thorough drying of plant tissue samples
Measuring scale Mettler toledo 30243386 For measuring plant tissue weight, standards and microfuge tubes
Methanol (100 %) Fischer Scientific 67-56-1 Used in the protocol
Microfuge tubes (2 mL) Microcentrifuge Z628034-500EA Containers for extraction of lignin
Plant biomass gerinder Hanchen Amazon Used for crushing dried samples
pH meter Fisher Scientific AE150 Measuring pH for solutions prepared for lignin extraction
Temperature controlled incubator/oven Fisher Scientific 15-015-2633 Used in the protocol
Thioglycolic acid (TGA) Sigma Aldrich 68-11-1 Used in the protocol
Vacuum dryer Eppendorf 22820001 Used for drying samples
Vortex mixer Eppendorf 3340001 For proper mixing of samples

References

  1. Freudenberg, K., Neish, A. C. . Constitutionand Biosynthesis of Lignin. , 129 (1968).
  2. Chio, C., Sain, M., Qin, W. Lignin utilization: A review of lignin depolymerization from various aspects. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 107, 232-249 (2019).
  3. Sun, Z., Fridrich, B., de Santi, A., Elangovan, S., Barta, K. Bright Side of Lignin Depolymerization: Toward New Platform Chemicals. Chemical Reviews. 118, 614-678 (2018).
  4. Xu, F., Sun, R. C. . Cereal Straw as a Resource for Sustainable Biomaterials and Biofuels. , 9-47 (2010).
  5. Liu, Q., Luo, L., Zheng, L. Lignins: Biosynthesis and Biological Functions in Plants. International Journal of Molecular Sciences. 19, 335 (2018).
  6. Ithal, N., et al. Developmental transcript profiling of cyst nematode feeding cells in soybean roots. Molecular Plant-Microbe Interactions. 20, 510-525 (2007).
  7. Moura, J. C. M. S., et al. Abiotic and Biotic Stresses and Changes in the Lignin Content and Composition in Plants. Journal of Integrative Plant Biology. 52, 360-376 (2010).
  8. Vanholme, R., Morreel, K., Ralph, J., Boerjan, W. Lignin engineering. Current Opinion In Plant Biology. 11, 278-285 (2008).
  9. Lupoi, J. S., Singh, S., Parthasarathi, R., Simmons, B. A., Henry, R. J. Recent innovations in analytical methods for the qualitative and quantitative assessment of lignin. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 49, 871-906 (2015).
  10. Mendu, V., et al. Identification and thermochemical analysis of high-lignin feedstocks for biofuel and biochemical production. Biotechnology for Biofuels. 4, 43 (2011).
  11. Shrotri, A., Kobayashi, H., Fukuoka, A., Song, C. . Advances in Catalysis. 60, 59-123 (2017).
  12. Brunow, G. . Biorefineries-Industrial Processes and Products: Status Quo and Future Directions. 2, 151-163 (2008).
  13. Constant, S., et al. New insights into the structure and composition of technical lignins: a comparative characterisation study. Green Chemistry. , (2016).
  14. Shimada, N., Tsuyama, T., Kamei, I. Rapid Determination of Thioglycolic Acid Lignin for Various Biomass Samples. Mokuzai Gakkaishi. 65, 25-32 (2019).
  15. Li, X., Weng, J. K., Chapple, C. Improvement of biomass through lignin modification. The Plant Journal: For Cell and Molecular Biology. 54, 569-581 (2008).
  16. Ponnusamy, V. K., et al. A review on lignin structure, pretreatments, fermentation reactions and biorefinery potential. Bioresource Technology. 271, 462-472 (2019).
  17. Hatfield, R., Fukushima, R. S. Can Lignin Be Accurately Measured. Crop Science. 45, 832-839 (2005).
  18. Bolker, H., Somerville, N. Ultraviolet spectroscopicstudies of lignin in solid state. I. Isolated lignin preparations. Tappi Journal. 72, 826-829 (1962).
  19. Fergus, B. J., Goring, D. A. I. The distribution of lignin in birchwood as determined by ultraviolet microscopy. Holzforschung. 24, 118-124 (1970).
  20. Schultz, T. P., Templeton, M. C., McGinnis, G. D. Rapid determination of lignocellulose by diffuse reflectance Fourier transform infrared spectrometry. Analytical Chemistry. 57, 2867-2869 (1985).
  21. Dence, C. W., Lin, S. Y., Dence, C. W. The Determination of Lignin. Methods in Lignin Chemistry. , (1992).
  22. Adler, E. Lignin chemistry-past, present and future. Wood Science and Technology. 11, 169-218 (1977).
  23. Brinkmann, K., Blaschke, L., Polle, A. Comparison of different methods for lignin determination as a basis for calibration of near-infrared reflectance spectroscopy and implications of lignoproteins. Journal of Chemical Ecology. 28, 2483-2501 (2002).
  24. Pandey, M. P., Kim, C. S. Lignin Depolymerization and Conversion: A Review of Thermochemical Methods. Chemical Engineering & Technology. 34, 29-41 (2011).
  25. Moreira-Vilar, F. C., et al. The acetyl bromide method is faster, simpler and presents best recovery of lignin in different herbaceous tissues than Klason and thioglycolic acid methods. PLoS One. 9, 110000 (2014).
  26. Hatfield, R. D., Grabber, J., Ralph, J., Brei, K. Using the Acetyl Bromide Assay To Determine Lignin Concentrations in Herbaceous Plants: Some Cautionary Notes. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 47, 628-632 (1999).
  27. Suzuki, S., et al. High-throughput determination of thioglycolic acid lignin from rice. Plant Biotechnology. 26, 337-340 (2009).
  28. Nakatsubo, F., Tanahashi, M., Higuchi, T. Acidolysis of Bamboo Lignin II : Isolation and Identification of Acidolysis Products. Wood research. 53, 9-18 (1972).
  29. Aro, T., Fatehi, P. Production and Application of Lignosulfonates and Sulfonated Lignin. ChemSusChem. 10, 1861-1877 (2017).
  30. Frei, M. Lignin: Characterization of a Multifaceted Crop Component. The Scientific World Journal. 2013, 436517 (2013).
  31. Lora, J. H., Glasser, W. G. Recent Industrial Applications of Lignin: A Sustainable Alternative to Nonrenewable Materials. Journal of Polymers and the Environment. 10, 39-48 (2002).
  32. Wang, R., Zhou, B., Wang, Z. Study on the Preparation and Application of Lignin-Derived Polycarboxylic Acids. Journal of Chemistry. 2019, 5493745 (2019).
  33. Welker, C. M., et al. Engineering Plant Biomass Lignin Content and Composition for Biofuels and Bioproducts. Energies. 8, 7654-7676 (2015).
  34. Mendu, V., et al. Global bioenergy potential from high-lignin agricultural residue. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109, 4014-4019 (2012).
  35. Brinkmann, K., Blaschke, L., Polle, A. Comparison of Different Methods for Lignin Determination as a Basis for Calibration of Near-Infrared Reflectance Spectroscopy and Implications of Lignoproteins. Journal of Chemical Ecology. 28, 2483-2501 (2002).
  36. Moreira-Vilar, F. C., et al. The Acetyl Bromide Method Is Faster, Simpler and Presents Best Recovery of Lignin in Different Herbaceous Tissues than Klason and Thioglycolic Acid Methods. PLoS One. 9, 110000 (2014).
  37. Iwaasa, A. D., Beauchemin, K. A., Acharya, S. N., Buchanan-Smith, J. G. Effect of stage of maturity and growth cycle on shearing force and cell wall chemical constituents of alfalfa stems. Canadian Journal of Animal Science. 76, 321-328 (1996).
  38. Arai-Sanoh, Y., et al. Genotypic Variations in Non-Structural Carbohydrate and Cell-Wall Components of the Stem in Rice, Sorghum, and Sugar Vane. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. , 1105072478 (2011).

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Cite This Article
Dampanaboina, L., Yuan, N., Mendu, V. Estimation of Plant Biomass Lignin Content using Thioglycolic Acid (TGA). J. Vis. Exp. (173), e62055, doi:10.3791/62055 (2021).

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