Summary

Modelo de Sistema Autônomo Translaminar para a Modulação da Pressão Intraocular e Intracraniana em Segmentos Posteriores de Doadores Humanos

Published: April 24, 2020
doi:

Summary

Descrevemos e detalhamos o uso do sistema autônomo translaminar. Este sistema utiliza o segmento posterior humano para regular independentemente a pressão dentro do segmento (intraocular) e ao redor do nervo óptico (intracraniano) para gerar um gradiente de pressão translaminar que imita características de neuropatia óptica glaucomatosa.

Abstract

Há uma necessidade atual não atendida de um novo modelo humano pré-clínico que possa atingir a etiologia da doença ex vivo usando pressão intracraniana (ICP) e pressão intraocular (IOP) que pode identificar vários paradigmas patogênicos relacionados à patogênese de glaucoma. Modelos de cultura de órgãos de perfusão do segmento anterior ex vivo têm sido previamente utilizados e aplicados como tecnologias eficazes para a descoberta de patogênese de glaucoma e testes de terapêutica. A triagem pré-clínica de medicamentos e pesquisas realizadas em sistemas de órgãos humanos ex vivo podem ser mais traduzíveis para a pesquisa clínica. Este artigo descreve em detalhes a geração e o funcionamento de um novo modelo de pressão translaminar humano ex vivo chamado sistema autônomo translaminar (TAS). O modelo TAS pode regular independentemente o ICP e o IOP utilizando segmentos posteriores de doadores humanos. O modelo permite estudar a patogênese de forma pré-clínica. Pode reduzir o uso de animais vivos em pesquisas oftálmicas. Em contraste com modelos experimentais in vitro, a estrutura tecidual da cabeça do nervo óptico (ONH) a complexidade e a integridade também podem ser mantidas dentro do modelo ex vivo TAS.

Introduction

Estimativas globais em pesquisas recentes sugerem que 285 milhões de pessoas vivem com deficiência visual, incluindo 39 milhões que são cegos1. Em 2010, a Organização Mundial da Saúde documentou que três das nove principais causas de cegueira listadas ocorrem no segmento posterior do olho1. As doenças oculares posteriores do segmento envolvem a retina, o coroide e o nervo óptico2. A retina e o nervo óptico são extensões do sistema nervoso central (SNC) do cérebro. Os axônios da célula gânglio da retina (RGC) são vulneráveis a danos porque saem do olho através da cabeça do nervo óptico (ONH) para formar o nervo óptico3. O ONH continua sendo o ponto mais vulnerável para os axônios RGC devido ao trabalho de malha 3D de feixes de tecido conjuntivo chamado lamina cribrosa (LC)4. O ONH é o local inicial de insulto aos axônios RGC em glaucoma5,6,7, e alterações na expressão genética dentro do ONH têm sido estudadas nos modelos de hipertensão ocular e glaucoma8,9,10. Os axônios RGC são suscetíveis no ONH devido a diferenciais de pressão entre o compartimento intraocular, chamado de pressão intraocular (IOP), e dentro do espaço subaracnóide perióptico externo, chamado de pressão intracraniana (ICP)11. A região da LC separa ambas as áreas, mantendo diferenciais normais de pressão, com IOP variando de 10 a 21 mmHg e ICP de 5 a 15 mmHg12. A diferença de pressão através da lâmina entre as duas câmaras é chamada de gradiente de pressão translaminar (TLPG)13. Um dos principais fatores de risco de glaucoma é o IOP14 elevado.

O aumento do IOP aumenta a tensão dentro e em toda a região laminar6,15,16. Observações experimentais em humanos e modelos animais apresentam o ONH como sendo o local inicial de danos axonais17,18. O paradigma biomecânico do estresse e da tensão relacionada ao IOP que causam danos glaucososos no ONH também influencia a fisiopatologia do glaucoma19,20,21. Embora em humanos alterações induzidas por pressão dano mecanicamente Axônios 22, roedores sem placas colágenas dentro da lâmina também podem desenvolver glaucoma7,23. Além disso, o IOP elevado continua sendo o fator de risco mais proeminente em pacientes com glaucoma de ângulo aberto primário, enquanto pacientes com glaucoma de tensão normal desenvolvem neuropatia óptica glaucoma mesmo sem IOP elevado. Além disso, há também um subconjunto de hipertensos oculares que não apresentam danos nos nervos ópticos. Também foi sugerido que a pressão do fluido cefalorraquidiano (CSFp) pode desempenhar um papel na patogênese do glaucoma. Evidências indicam que a ICP é reduzida para ~5 mmHg em pacientes com glaucoma em comparação com indivíduos normais, causando assim aumento da pressão translaminar e desempenhando um papel crucial na doença24,25. Anteriormente, foi demonstrado em um modelo canino, que ao controlar as alterações de IOP e CSFp, pode haver grandes deslocamentos do disco óptico26. A elevação do CSFP nos olhos suínos também mostrou aumento da tensão principal dentro da região da LC e do tecido neural retrolaminar. O aumento da tensão nos RGCs e na região da LC contribui para o bloqueio do transporte axonal e perda de RGCs27. A degeneração progressiva dos RGCs tem sido associada à perda de suporte trófico28,29, estimulação de processos inflamatórios/regulação imunológica30,31 e efeitos apoptóticos29,32,33,34,35. Além disso, a lesão axal (Figura 3) causa efeitos prejudiciais sobre os RGCs, desencadeando falhas regenerativas36,37,38,39. Embora os efeitos do IOP tenham sido bem estudados, pesquisas mínimas foram realizadas sobre alterações anormais de pressão translaminar. A maioria dos tratamentos para glaucoma se concentra na estabilização do IOP. No entanto, embora a redução do IOP desacelere a progressão da doença, ela não reverte a perda visual do campo e previne a perda completa de RGCs. A compreensão de alterações neurodegenerativas relacionadas à pressão no glaucoma será crucial para prevenir a morte do RGC.

As evidências atuais indicam que modulações de pressão translaminar devido a várias alterações mecânicas, biológicas ou fisiológicas em pacientes que sofrem de deficiências visuais traumáticas ou neurodegenerativas podem causar perda significativa de visão. Atualmente, não existe um verdadeiro modelo de segmento posterior humano pré-clínico que possa permitir o estudo de danos biomecânicos glaucomatosos dentro do ONH humano ex vivo. A observação e o tratamento do segmento posterior do olho é um grande desafio na oftalmologia27. Existem barreiras físicas e biológicas para atingir o olho posterior, incluindo altas taxas de eliminação, barreira hemorrística e respostas imunológicas potenciais40. A maioria dos testes de eficácia e segurança para novos alvos de drogas são realizados utilizando modelos celulares in vitro e in vivo animal41. A anatomia ocular é complexa, e estudos in vitro não imitam com precisão as barreiras anatômicas e fisiológicas apresentadas pelos sistemas de modelos teciduais. Embora os modelos animais sejam uma necessidade para estudos farmacocinéticos, a fisiologia ocular do olho posterior humano pode variar entre várias espécies animais, incluindo anatomia celular da retina, vasculatura e ONH41,42.

O uso de animais vivos requer regulamentações éticas intensivas e detalhadas, alto compromisso financeiro e reprodutibilidade efetiva43. Recentemente, várias outras diretrizes se seguiram para o uso ético de animais em pesquisas experimentais44,45,46. Uma alternativa ao teste em animais é o uso de modelos de olhos humanos ex vivo para investigar a patogênese da doença e a análise potencial de medicamentos para proteger os danos do ONH. O tecido pós-morte humano é um recurso valioso para estudar paradigmas da doença humana, especialmente no caso de doenças neurodegenerativas humanas, pois a identificação de potenciais drogas desenvolvidas em modelos animais requer a necessidade de ser traduzível para os seres humanos47. O tecido doador humano ex vivo tem sido amplamente utilizado para o estudo de distúrbios humanos47,48,49, e os sistemas de cultura de órgãos de perfusão do segmento anterior humano já forneceram um modelo único ex vivo para estudar a fisiopatologia de IOP50,51,52 elevados.

Para estudar a pressão translaminar relacionada ao IOP e iCP aos olhos humanos, projetamos e desenvolvemos com sucesso um sistema autônomo translaminar de duas câmaras (TAS) que pode regular independentemente o IOP e o ICP usando segmentos posteriores a partir de olhos de doadores humanos. É o primeiro modelo humano ex vivo a estudar a pressão translaminar e explorar os efeitos biomecânicos do TLPG no ONH.

Este modelo TAS humano ex vivo pode ser usado para descobrir e classificar modificações celulares e funcionais que ocorrem devido à elevação crônica de IOP ou ICP. Neste relatório, detalhamos o protocolo passo a passo de dissecar, configurar e monitorar o modelo de segmento posterior humano do TAS. O protocolo permitirá que outros pesquisadores reproduzam efetivamente esse novo modelo de segmento posterior humano pressurizado ex vivo para estudar a patogênese da doença biomecânica.

Protocol

Os olhos foram obtidos de acordo com as disposições da Declaração de Helsinque para pesquisas envolvendo tecido humano. NOTA: Olhos de bancos oculares respeitáveis (por exemplo, Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) foram colhidos dentro de 6-12 h de morte e o soro de doadores foi testado para hepatite B, hepatite C e vírus da imunodeficiência humana 1 e 2. Uma vez recebidos, os olhos foram dissecados e configurados no modelo TAS dentro de 24 horas. Os critérios de ex…

Representative Results

Projeto e criação do sistema autônomo translaminarO diferencial de pressão translaminar é um mecanismo-chave potencial na patogênese de várias doenças, incluindo o glaucoma. Os usos para o modelo descrito incluem, mas não se limitam a, o estudo do glaucoma (IOP elevado, talvez diminuição da ICP), lesão cerebral traumática (ICP elevada) e exposição a longo prazo à deficiência visual associada à microgravidade (ICP elevada, IOP elevada). Para ajudar a descobrir a patogênese molecular…

Discussion

Os tecidos pós-morte humanos são um recurso especialmente valioso para estudar doenças neurodegenerativas humanas porque a identificação de potenciais drogas desenvolvidas em modelos animais precisa ser traduzível para humanos47. Os efeitos da elevação do IOP humano são bem estabelecidos, mas pesquisas mínimas foram realizadas sobre alterações anormais de pressão translaminar ONH. Embora existam múltiplos modelos animais e modelagem finita do ONH humano, não existem modelos humanos …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O financiamento para este projeto foi através de fundos discricionários da Dra. Este trabalho foi apoiado em parte por uma subvenção irrestrita da Research to Prevent Blindness, Inc. ao UW Madison Department of Oftalmology and Visual Sciences. Agradecemos aos Drs. Abbot F. Clark e Weiming Mao por sua assistência técnica com o modelo de cultura de órgãos de perfusão. Agradecemos ao Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) por fornecer os olhos dos doadores humanos.

Materials

#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick,
755 Durometer 50 Pack
Amazon B07DRGPPZJ
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100) Amazon B000FMYRHK
30 mL Syringes without Needle Vitality Medical 302832
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap QOSINA 2C6201
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver Brikksen Stainless Steel Fastners PPMSSSCH4C.5  
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE Fisher Scientific NC9085343  
Betadine Purdue PUR1815001EACH  
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes Sigma-Aldrich CLS430167-100EA  
Corning L-glutamine Solution Fisher Scientific MT25005CI
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS Med Plus Medical Supply COV-3033-CS
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated) Katena K5-4010
Dumont #5 – Fine Forceps F.S.T. 11254-20
Eye Scissors Standard Curved Katena K4-7410
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes Capitol Scientific 351058
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers Fisher Scientific 16-320-730
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-54
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-55
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-58
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium Fisher Scientific SH3024302
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution Fisher Scientific SV30010
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear Qosina 28217
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate AD instruments DPT-200
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box Jenson Global JG15-0.5HPX 15
Keyence B2‐X710 microscope Keyence B2-X710
LabChart 8 AD instruments LabChart 8
Leica ST5020 Multi-stainer Leica ST5020
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White QOSINA 65811
Octal Bridge Amp (Model # FE228) AD instruments FE228
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF Fisher Scientific NC1675398
Phosphate Buffered Solution (PBS) Sigma-Aldrich D8537-500ML
PowerLab 8/35 (Model # PL3508) AD instruments PL3508
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI ThermoFisher P36935
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male McMAster-Carr 7880T113
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe McMAster-Carr 51235K101
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft. Fisher Scientific 14-171-268
Superblock T20 Fisher Scientific PI37536
Surgical Scissors – Sharp-Blunt F.S.T. 14001-14
Tissue Forceps Delicate 1×2 Teeth Curved Katena K5-4110
Translaminar Autonomous System (TAS) University of North Texas Health Science Center N/A
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N
(NBR, Nitrile, Buna)
Marco Rubber & Plastics B1000-030

References

  1. Pascolini, D., Mariotti, S. P. Global estimates of visual impairment: 2010. The British Journal of Ophthalmology. 96 (5), 614-618 (2012).
  2. Bastawrous, A., et al. Posterior segment eye disease in sub-Saharan Africa: review of recent population-based studies. Tropical Medicine & International Health. 19 (5), 600-609 (2014).
  3. Morgan, J. E. Circulation and axonal transport in the optic nerve. Eye. 18 (11), 1089-1095 (2004).
  4. Burgoyne, C. F. A biomechanical paradigm for axonal insult within the optic nerve head in aging and glaucoma. Experimental Eye Research. 93 (2), 120-132 (2011).
  5. Quigley, H. A., Addicks, E. M. Chronic experimental glaucoma in primates. II. Effect of extended intraocular pressure elevation on optic nerve head and axonal transport. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 19 (2), 137-152 (1980).
  6. Quigley, H. A., Addicks, E. M., Green, W. R., Maumenee, A. E. Optic nerve damage in human glaucoma. II. The site of injury and susceptibility to damage. Archives of Ophthalmology. 99 (4), 635-649 (1981).
  7. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. The Journal of Cell Biology. 179 (7), 1523-1537 (2007).
  8. Johnson, E. C., Jia, L., Cepurna, W. O., Doser, T. A., Morrison, J. C. Global changes in optic nerve head gene expression after exposure to elevated intraocular pressure in a rat glaucoma model. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 48 (7), 3161-3177 (2007).
  9. Howell, G. R., et al. Molecular clustering identifies complement and endothelin induction as early events in a mouse model of glaucoma. Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1429-1444 (2011).
  10. Qu, J., Jakobs, T. C. The Time Course of Gene Expression during Reactive Gliosis in the Optic Nerve. PloS one. 8 (6), 67094 (2013).
  11. Berdahl, J. P., Fautsch, M. P., Stinnett, S. S., Allingham, R. R. Intracranial pressure in primary open angle glaucoma, normal tension glaucoma, and ocular hypertension: a case-control study. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 49 (12), 5412-5418 (2008).
  12. Berdahl, J. P., Allingham, R. R. Intracranial pressure and glaucoma. Current Opinion in Ophthalmology. 21 (2), 106-111 (2010).
  13. Morgan, W. H., et al. The correlation between cerebrospinal fluid pressure and retrolaminar tissue pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 39 (8), 1419-1428 (1998).
  14. Leske, M. C., Connell, A. M., Wu, S. Y., Hyman, L. G., Schachat, A. P. Risk factors for open-angle glaucoma. The Barbados Eye Study. Archives of Ophthalmology. 113 (7), 918-924 (1995).
  15. Quigley, H. A., Green, W. R. The histology of human glaucoma cupping and optic nerve damage: clinicopathologic correlation in 21 eyes. Ophthalmology. 86 (10), 1803-1830 (1979).
  16. Burgoyne, C. F., Downs, J. C., Bellezza, A. J., Hart, R. T. Three-dimensional reconstruction of normal and early glaucoma monkey optic nerve head connective tissues. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (12), 4388-4399 (2004).
  17. Diekmann, H., Fischer, D. Glaucoma and optic nerve repair. Cell and Tissue Research. 353 (2), 327-337 (2013).
  18. Nickells, R. W., Howell, G. R., Soto, I., John, S. W. Under pressure: cellular and molecular responses during glaucoma, a common neurodegeneration with axonopathy. Annual Review of Neuroscience. 35, 153-179 (2012).
  19. Burgoyne, C. F., Downs, J. C. Premise and prediction-how optic nerve head biomechanics underlies the susceptibility and clinical behavior of the aged optic nerve head. Journal of Glaucoma. 17 (4), 318-328 (2008).
  20. Sigal, I. A., Ethier, C. R. Biomechanics of the optic nerve head. Experimental Eye Research. 88 (4), 799-807 (2009).
  21. Sigal, I. A., Flanagan, J. G., Tertinegg, I., Ethier, C. R. Modeling individual-specific human optic nerve head biomechanics. Part I: IOP-induced deformations and influence of geometry. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 8 (2), 85-98 (2009).
  22. Morgan, J. E., Jeffery, G., Foss, A. J. Axon deviation in the human lamina cribrosa. The British Journal of Ophthalmology. 82 (6), 680-683 (1998).
  23. Danias, J., et al. Quantitative analysis of retinal ganglion cell (RGC) loss in aging DBA/2NNia glaucomatous mice: comparison with RGC loss in aging C57/BL6 mice. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 44 (12), 5151-5162 (2003).
  24. Berdahl, J. P., Allingham, R. R., Johnson, D. H. Cerebrospinal fluid pressure is decreased in primary open-angle glaucoma. Ophthalmology. 115 (5), 763-768 (2008).
  25. Fleischman, D., Allingham, R. R. The role of cerebrospinal fluid pressure in glaucoma and other ophthalmic diseases: A review. Saudi Journal of Ophthalmology. 27 (2), 97-106 (2013).
  26. Morgan, W. H., et al. Optic disc movement with variations in intraocular and cerebrospinal fluid pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 43 (10), 3236-3242 (2002).
  27. Feola, A. J., et al. Deformation of the Lamina Cribrosa and Optic Nerve Due to Changes in Cerebrospinal Fluid Pressure. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (4), 2070-2078 (2017).
  28. Koeberle, P. D., Bahr, M. Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone. Journal of Neurobiology. 59 (1), 162-180 (2004).
  29. Kermer, P., Klocker, N., Bahr, M. Neuronal death after brain injury. Models, mechanisms, and therapeutic strategies in vivo. Cell and Tissue Research. 298 (3), 383-395 (1999).
  30. Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells. Neuroscience. 125 (4), 903-920 (2004).
  31. Kipnis, J., et al. Neuronal survival after CNS insult is determined by a genetically encoded autoimmune response. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21 (13), 4564-4571 (2001).
  32. Isenmann, S., Wahl, C., Krajewski, S., Reed, J. C., Bahr, M. Up-regulation of Bax protein in degenerating retinal ganglion cells precedes apoptotic cell death after optic nerve lesion in the rat. The European Journal of Neuroscience. 9 (8), 1763-1772 (1997).
  33. Kermer, P., et al. Caspase-9: involvement in secondary death of axotomized rat retinal ganglion cells in vivo. Brain research. Molecular Brain Research. 85 (1-2), 144-150 (2000).
  34. Kermer, P., Klocker, N., Labes, M., Bahr, M. Inhibition of CPP32-like proteases rescues axotomized retinal ganglion cells from secondary cell death in vivo. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 18 (12), 4656-4662 (1998).
  35. Kikuchi, M., Tenneti, L., Lipton, S. A. Role of p38 mitogen-activated protein kinase in axotomy-induced apoptosis of rat retinal ganglion cells. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 20 (13), 5037-5044 (2000).
  36. Barron, K. D., Dentinger, M. P., Krohel, G., Easton, S. K., Mankes, R. Qualitative and quantitative ultrastructural observations on retinal ganglion cell layer of rat after intraorbital optic nerve crush. Journal of Neurocytology. 15 (3), 345-362 (1986).
  37. Misantone, L. J., Gershenbaum, M., Murray, M. Viability of retinal ganglion cells after optic nerve crush in adult rats. Journal of Neurocytology. 13 (3), 449-465 (1984).
  38. Bahr, M. Live or let die – retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS. Trends in Neurosciences. 23 (10), 483-490 (2000).
  39. Klocker, N., Zerfowski, M., Gellrich, N. C., Bahr, M. Morphological and functional analysis of an incomplete CNS fiber tract lesion: graded crush of the rat optic nerve. Journal of Neuroscience Methods. 110 (12), 147-153 (2001).
  40. Del Amo, E. M., et al. Pharmacokinetic aspects of retinal drug delivery. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 134-185 (2017).
  41. Rousou, C., et al. A technical protocol for an experimental ex vivo model using arterially perfused porcine eyes. Experimental Eye Research. 181, 171-177 (2019).
  42. Vézina, M. . Assessing Ocular Toxicology in Laboratory Animals. , 1-21 (2012).
  43. de Boo, J., Hendriksen, C. Reduction strategies in animal research: a review of scientific approaches at the intra-experimental, supra-experimental and extra-experimental levels. Alternatives to Laboratory Animals. 33 (4), 369-377 (2005).
  44. Kirk, R. G. W. Recovering The Principles of Humane Experimental Technique: The 3Rs and the Human Essence of Animal Research. Science, Technology, & Human Values. 43 (4), 622-648 (2018).
  45. Burden, N., Chapman, K., Sewell, F., Robinson, V. Pioneering better science through the 3Rs: an introduction to the national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research (NC3Rs). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (2), 198-208 (2015).
  46. Singh, J. The national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 3 (1), 87-89 (2012).
  47. White, K., et al. Effect of Postmortem Interval and Years in Storage on RNA Quality of Tissue at a Repository of the NIH NeuroBioBank. Biopreservation and Biobanking. 16 (2), 148-157 (2018).
  48. Ervin, J. F., et al. Postmortem delay has minimal effect on brain RNA integrity. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 66 (12), 1093-1099 (2007).
  49. Heinrich, M., Matt, K., Lutz-Bonengel, S., Schmidt, U. Successful RNA extraction from various human postmortem tissues. International Journal of Legal Medicine. 121 (2), 136-142 (2007).
  50. Johnson, D. H., Tschumper, R. C. Human trabecular meshwork organ culture. A new method. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 28 (6), 945-953 (1987).
  51. Gottanka, J., Chan, D., Eichhorn, M., Lutjen-Drecoll, E., Ethier, C. R. Effects of TGF-beta2 in perfused human eyes. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (1), 153-158 (2004).
  52. Pang, I. H., McCartney, M. D., Steely, H. T., Clark, A. F. Human ocular perfusion organ culture: a versatile ex vivo model for glaucoma research. Journal of Glaucoma. 9 (6), 468-479 (2000).
  53. Aryee, M. J., Gutierrez-Pabello, J. A., Kramnik, I., Maiti, T., Quackenbush, J. An improved empirical bayes approach to estimating differential gene expression in microarray time-course data: BETR (Bayesian Estimation of Temporal Regulation). BMC Bioinformatics. 10, 409 (2009).
  54. Feola, A. J., et al. Finite Element Modeling of Factors Influencing Optic Nerve Head Deformation Due to Intracranial Pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (4), 1901-1911 (2016).
  55. Downs, J. C. Optic nerve head biomechanics in aging and disease. Experimental Eye Research. 133, 19-29 (2015).
  56. Downs, J. C., Roberts, M. D., Burgoyne, C. F. Mechanical environment of the optic nerve head in glaucoma. Optometry and Vision Science. 85 (6), 425-435 (2008).
  57. Downs, J. C., et al. Viscoelastic characterization of peripapillary sclera: material properties by quadrant in rabbit and monkey eyes. Journal of Biomechanical Engineering. 125 (1), 124-131 (2003).
  58. Wagner, A. H., et al. Exon-level expression profiling of ocular tissues. Experimental Eye Research. 111, 105-111 (2013).
  59. Pels, E., Beele, H., Claerhout, I. Eye bank issues: II. Preservation techniques: warm versus cold storage. International Ophthalmology. 28 (3), 155-163 (2008).
  60. Reinhard, K., et al. Hypothermia Promotes Survival of Ischemic Retinal Ganglion Cells. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (2), 658-663 (2016).

Play Video

Cite This Article
Sharma, T. P., Curry, S. M., Lohawala, H., McDowell, C. Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments. J. Vis. Exp. (158), e61006, doi:10.3791/61006 (2020).

View Video