Summary

Translaminair autonoom systeemmodel voor de modulatie van intraoculaire en intracraniale druk in posterieure donorsegmenten van menselijke donoren

Published: April 24, 2020
doi:

Summary

We beschrijven en detailleren het gebruik van het translaminaire autonome systeem. Dit systeem maakt gebruik van het menselijke posterieure segment om onafhankelijk de druk in het segment (intraoculair) en rond de oogzenuw (intracranieel) te reguleren om een translaminaire drukgradiënt te genereren die kenmerken van glaucomateuze optische neuropathie nabootst.

Abstract

Er is een huidige onvervulde behoefte aan een nieuw preklinisch menselijk model dat zich ex vivo op ziekte-etiologie kan richten met behulp van intracraniale druk (ICP) en intraoculaire druk (IOP) die verschillende pathogene paradigma’s met betrekking tot de pathogenese van glaucoom kan identificeren. Ex vivo humane anterieure segment perfusie orgaankweekmodellen zijn eerder met succes gebruikt en toegepast als effectieve technologieën voor de ontdekking van glaucoompathogenese en het testen van therapeutica. Preklinische screening van geneesmiddelen en onderzoek uitgevoerd op ex vivo menselijke orgaansystemen kunnen beter vertaalbaar zijn naar klinisch onderzoek. Dit artikel beschrijft in detail de generatie en werking van een nieuw ex vivo menselijk translaminair drukmodel genaamd het translaminaire autonome systeem (TAS). Het TAS-model kan ICP en IOP onafhankelijk reguleren met behulp van menselijke donorposterieure segmenten. Het model maakt het mogelijk om pathogenese op een preklinische manier te bestuderen. Het kan het gebruik van levende dieren in oogheelkundig onderzoek verminderen. In tegenstelling tot in vitro experimentele modellen kunnen de weefselstructuur, complexiteit en integriteit van de oogzenuwkop (ONH) ook binnen het ex vivo TAS-model worden gehandhaafd.

Introduction

Wereldwijde schattingen in recente enquêtes suggereren dat 285 miljoen mensen met een visuele beperking leven, waaronder 39 miljoen blind1. In 2010 documenteerde de Wereldgezondheidsorganisatie dat drie van de negen genoemde belangrijkste oorzaken van blindheid voorkomen in het achterste segment van het oog1. Oogziekten in het achterste segment omvatten het netvlies, vaatvlies en oogzenuw2. Het netvlies en de oogzenuw zijn uitbreidingen van het centrale zenuwstelsel (CZS) van de hersenen. De retinale ganglioncel (RGC) axonen zijn kwetsbaar voor schade omdat ze het oog verlaten via de oogzenuwkop (ONH) om de oogzenuw te vormen3. De ONH blijft het meest kwetsbare punt voor de RGC-axonen vanwege het 3D-netwerk van bindweefselbundels die de lamina cribrosa (LC) worden genoemd4. De ONH is de eerste plaats van belediging van RGC-axonen bij glaucoom5,6,7, en genexpressieveranderingen binnen de ONH zijn bestudeerd in oculaire hypertensie- en glaucoommodellen8,9,10. De RGC-axonen zijn gevoelig bij de ONH als gevolg van drukverschillen tussen het intraoculaire compartiment, de intraoculaire druk (IOP) genoemd, en binnen de externe perioptische subarachnoïdale ruimte, de intracraniale druk (ICP) genoemd11. Het LC-gebied scheidt beide gebieden, met behoud van normale drukverschillen, met IOP variërend van 10-21 mmHg en ICP van 5-15 mmHg12. Het drukverschil door de lamina tussen de twee kamers wordt de translaminaire drukgradiënt (TLPG)13 genoemd. Een belangrijke risicofactor voor glaucoom is verhoogde IOP14.

Verhoogde IOP verhoogt de spanning binnen en over het laminaire gebied6,15,16. Experimentele waarnemingen in mens- en diermodellen presenteren de ONH als de eerste plaats van axonale schade17,18. Het biomechanische paradigma van IOP-gerelateerde stress en spanning die glaucomateuze schade veroorzaken bij de ONH beïnvloedt ook de pathofysiologie van glaucoom19,20,21. Hoewel bij mensen drukgeïnduceerde veranderingen RGC-axonen mechanisch beschadigen22, kunnen knaagdieren zonder collageenachtige platen in de lamina ook glaucoom ontwikkelen7,23. Bovendien blijft verhoogde IOP de meest prominente risicofactor bij patiënten met primair open hoekglaucoom, terwijl patiënten met een normale spanning glaucoom glaucomateuze optische neuropathie ontwikkelen, zelfs zonder verhoogde IOP. Bovendien zijn er ook een subgroep van oculaire hypertensieve patiënten die geen schade aan de oogzenuw vertonen. Er is ook gesuggereerd dat cerebrospinale vloeistofdruk (CSFp) een rol kan spelen bij de pathogenese van glaucoom. Er zijn aanwijzingen dat de ICP is verlaagd tot ~5 mmHg bij glaucoompatiënten in vergelijking met normale personen, waardoor een verhoogde translaminaire druk wordt veroorzaakt en een cruciale rol wordt gespeeld bij ziekte24,25. Eerder werd in een hondenmodel aangetoond dat door het regelen van IOP- en CSFp-veranderingen, er grote verplaatsingen van de optische schijf26 kunnen zijn. Het verhogen van CSFp in varkensogen heeft ook een verhoogde hoofdbelasting aangetoond in het LC-gebied en retrolaminair neuraal weefsel. Verhoogde druk op de RGC’s en het LC-gebied draagt bij aan axonale transportblokkade en verlies van RGC’s27. Progressieve degeneratie van RGC’s is in verband gebracht met verlies van trofische ondersteuning28,29, stimulatie van ontstekingsprocessen/immuunregulatie30,31 en apoptotische effectoren29,32,33,34,35. Bovendien veroorzaakt axonaal letsel (figuur 3) schadelijke effecten op de RGC’s, waardoor regeneratief falen wordt veroorzaakt36,37,38,39. Hoewel de effecten van IOP goed zijn bestudeerd, is er minimaal onderzoek gedaan naar abnormale translaminaire drukveranderingen. De meeste behandelingen voor glaucoom richten zich op het stabiliseren van IOP. Hoewel verlaging van de IOP de progressie van de ziekte vertraagt, keert het gezichtsveldverlies niet om en voorkomt het volledig verlies van RGC’s. Inzicht in drukgerelateerde neurodegeneratieve veranderingen in glaucoom zal cruciaal zijn om RGC-dood te voorkomen.

Het huidige bewijs geeft aan dat translaminaire drukmodulaties als gevolg van verschillende mechanische, biologische of fysiologische veranderingen bij patiënten die lijden aan traumatische of neurodegeneratieve visuele beperkingen aanzienlijk verlies van het gezichtsvermogen kunnen veroorzaken. Momenteel bestaat er geen echt preklinisch menselijk posterieur segmentmodel dat de studie van glaucomateuze biomechanische schade binnen de ex vivo menselijke ONH mogelijk maakt. Observatie en behandeling van het achterste segment van het oog is een enorme uitdaging in de oogheelkunde27. Er zijn fysieke en biologische barrières om het achterste oog te richten, waaronder hoge eliminatiesnelheden, bloed-retinale barrière en potentiële immunologische reacties40. De meeste werkzaamheids- en veiligheidstests voor nieuwe geneesmiddeldoelen worden uitgevoerd met behulp van in vitro cellulaire en in vivo diermodellen41. Oculaire anatomie is complex en in vitro studies bootsen niet nauwkeurig de anatomische en fysiologische barrières na die worden gepresenteerd door weefselmodelsystemen. Hoewel diermodellen een noodzaak zijn voor farmacokinetische studies, kan de oculaire fysiologie van het menselijk achterste oog variëren tussen verschillende diersoorten, waaronder cellulaire anatomie van het netvlies, vasculatuur en ONH41,42.

Het gebruik van levende dieren vereist intensieve en gedetailleerde ethische voorschriften, een hoge financiële inzet en effectieve reproduceerbaarheid43. Onlangs zijn er meerdere andere richtlijnen gevolgd voor het ethisch gebruik van dieren in experimenteel onderzoek44,45,46. Een alternatief voor dierproeven is het gebruik van ex vivo human eye-modellen om de pathogenese van ziekten te onderzoeken en mogelijke analyse van geneesmiddelen voor het beschermen van ONH-schade. Menselijk postmortaal weefsel is een waardevolle hulpbron voor het bestuderen van menselijke ziekteparadigma’s, vooral in het geval van menselijke neurodegeneratieve ziekten, omdat identificatie van potentiële geneesmiddelen die in diermodellen zijn ontwikkeld, de noodzaak vereist om naar mensen te vertalen47. Het ex vivo menselijke donorweefsel is uitgebreid gebruikt voor de studie van menselijke aandoeningen47,48,49, en menselijke anterieure segment perfusie orgaankweeksystemen hebben eerder een uniek ex vivo model geleverd om de pathofysiologie van verhoogde IOP50,51,52 te bestuderen.

Om translaminaire druk gerelateerd aan IOP en ICP in menselijke ogen te bestuderen, hebben we met succes een tweekamer translaminair autonoom systeem (TAS) ontworpen en ontwikkeld dat IOP en ICP onafhankelijk kan reguleren met behulp van posterieure segmenten van menselijke donorogen. Het is het eerste ex vivo menselijke model dat translaminaire druk bestudeert en de biomechanische effecten van TLPG op de ONH benut.

Dit ex vivo menselijke TAS-model kan worden gebruikt om cellulaire en functionele modificaties te ontdekken en te classificeren die optreden als gevolg van chronische verhoging van IOP of ICP. In dit rapport beschrijven we het stapsgewijze protocol voor het ontleden, instellen en bewaken van het TAS-model voor menselijke posterieure segmenten. Het protocol zal andere onderzoekers in staat stellen om dit nieuwe ex vivo onder druk staande menselijke posterieure segmentmodel effectief te reproduceren om de pathogenese van biomechanische ziekten te bestuderen.

Protocol

Ogen werden verkregen volgens de bepalingen van de Verklaring van Helsinki voor onderzoek met menselijk weefsel. OPMERKING: Ogen van gerenommeerde oogbanken (bijv. Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) werden binnen 6-12 uur na overlijden geoogst en donorserum werd getest op hepatitis B, hepatitis C en humaan immunodeficiëntievirus 1 en 2. Nadat ze waren ontvangen, werden de ogen binnen 24 uur ontleed en in het TAS-model geplaatst. Exclusiecriteria omvatten elke oculaire pat…

Representative Results

Ontwerp en creatie van het translaminaire autonome systeemTranslaminair drukverschil is een potentieel sleutelmechanisme in de pathogenese van verschillende ziekten, waaronder glaucoom. Toepassingen voor het beschreven model omvatten, maar zijn niet beperkt tot, de studie van glaucoom (verhoogde IOP, misschien verminderde ICP), traumatisch hersenletsel (verhoogde ICP) en langdurige blootstelling aan microzwaartekracht-geassocieerde visuele beperking (verhoogde ICP, verhoogde IOP). Om moleculaire path…

Discussion

Menselijke postmortale weefsels zijn een bijzonder waardevolle bron voor het bestuderen van menselijke neurodegeneratieve ziekten, omdat identificatie van potentiële geneesmiddelen die in diermodellen zijn ontwikkeld, vertaalbaar moet zijn naar mensen47. De effecten van menselijke IOP-verhoging zijn goed ingeburgerd, maar er is minimaal onderzoek gedaan naar abnormale ONH translaminaire drukveranderingen. Hoewel er meerdere diermodellen en eindige modellering van menselijke ONH bestaan, is er gee…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Financiering voor dit project was via discretionaire fondsen van Dr. Colleen M. McDowell. Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door een onbeperkte subsidie van Research to Prevent Blindness, Inc. aan het UW Madison Department of Ophthalmology and Visual Sciences. Wij danken Drs. Abbot F. Clark en Weiming Mao voor hun technische hulp bij het perfusie orgaankweekmodel. We bedanken het Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) voor het leveren van de menselijke donorogen.

Materials

#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick,
755 Durometer 50 Pack
Amazon B07DRGPPZJ
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100) Amazon B000FMYRHK
30 mL Syringes without Needle Vitality Medical 302832
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap QOSINA 2C6201
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver Brikksen Stainless Steel Fastners PPMSSSCH4C.5  
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE Fisher Scientific NC9085343  
Betadine Purdue PUR1815001EACH  
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes Sigma-Aldrich CLS430167-100EA  
Corning L-glutamine Solution Fisher Scientific MT25005CI
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS Med Plus Medical Supply COV-3033-CS
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated) Katena K5-4010
Dumont #5 – Fine Forceps F.S.T. 11254-20
Eye Scissors Standard Curved Katena K4-7410
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes Capitol Scientific 351058
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers Fisher Scientific 16-320-730
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-54
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-55
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-58
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium Fisher Scientific SH3024302
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution Fisher Scientific SV30010
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear Qosina 28217
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate AD instruments DPT-200
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box Jenson Global JG15-0.5HPX 15
Keyence B2‐X710 microscope Keyence B2-X710
LabChart 8 AD instruments LabChart 8
Leica ST5020 Multi-stainer Leica ST5020
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White QOSINA 65811
Octal Bridge Amp (Model # FE228) AD instruments FE228
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF Fisher Scientific NC1675398
Phosphate Buffered Solution (PBS) Sigma-Aldrich D8537-500ML
PowerLab 8/35 (Model # PL3508) AD instruments PL3508
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI ThermoFisher P36935
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male McMAster-Carr 7880T113
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe McMAster-Carr 51235K101
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft. Fisher Scientific 14-171-268
Superblock T20 Fisher Scientific PI37536
Surgical Scissors – Sharp-Blunt F.S.T. 14001-14
Tissue Forceps Delicate 1×2 Teeth Curved Katena K5-4110
Translaminar Autonomous System (TAS) University of North Texas Health Science Center N/A
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N
(NBR, Nitrile, Buna)
Marco Rubber & Plastics B1000-030

References

  1. Pascolini, D., Mariotti, S. P. Global estimates of visual impairment: 2010. The British Journal of Ophthalmology. 96 (5), 614-618 (2012).
  2. Bastawrous, A., et al. Posterior segment eye disease in sub-Saharan Africa: review of recent population-based studies. Tropical Medicine & International Health. 19 (5), 600-609 (2014).
  3. Morgan, J. E. Circulation and axonal transport in the optic nerve. Eye. 18 (11), 1089-1095 (2004).
  4. Burgoyne, C. F. A biomechanical paradigm for axonal insult within the optic nerve head in aging and glaucoma. Experimental Eye Research. 93 (2), 120-132 (2011).
  5. Quigley, H. A., Addicks, E. M. Chronic experimental glaucoma in primates. II. Effect of extended intraocular pressure elevation on optic nerve head and axonal transport. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 19 (2), 137-152 (1980).
  6. Quigley, H. A., Addicks, E. M., Green, W. R., Maumenee, A. E. Optic nerve damage in human glaucoma. II. The site of injury and susceptibility to damage. Archives of Ophthalmology. 99 (4), 635-649 (1981).
  7. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. The Journal of Cell Biology. 179 (7), 1523-1537 (2007).
  8. Johnson, E. C., Jia, L., Cepurna, W. O., Doser, T. A., Morrison, J. C. Global changes in optic nerve head gene expression after exposure to elevated intraocular pressure in a rat glaucoma model. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 48 (7), 3161-3177 (2007).
  9. Howell, G. R., et al. Molecular clustering identifies complement and endothelin induction as early events in a mouse model of glaucoma. Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1429-1444 (2011).
  10. Qu, J., Jakobs, T. C. The Time Course of Gene Expression during Reactive Gliosis in the Optic Nerve. PloS one. 8 (6), 67094 (2013).
  11. Berdahl, J. P., Fautsch, M. P., Stinnett, S. S., Allingham, R. R. Intracranial pressure in primary open angle glaucoma, normal tension glaucoma, and ocular hypertension: a case-control study. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 49 (12), 5412-5418 (2008).
  12. Berdahl, J. P., Allingham, R. R. Intracranial pressure and glaucoma. Current Opinion in Ophthalmology. 21 (2), 106-111 (2010).
  13. Morgan, W. H., et al. The correlation between cerebrospinal fluid pressure and retrolaminar tissue pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 39 (8), 1419-1428 (1998).
  14. Leske, M. C., Connell, A. M., Wu, S. Y., Hyman, L. G., Schachat, A. P. Risk factors for open-angle glaucoma. The Barbados Eye Study. Archives of Ophthalmology. 113 (7), 918-924 (1995).
  15. Quigley, H. A., Green, W. R. The histology of human glaucoma cupping and optic nerve damage: clinicopathologic correlation in 21 eyes. Ophthalmology. 86 (10), 1803-1830 (1979).
  16. Burgoyne, C. F., Downs, J. C., Bellezza, A. J., Hart, R. T. Three-dimensional reconstruction of normal and early glaucoma monkey optic nerve head connective tissues. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (12), 4388-4399 (2004).
  17. Diekmann, H., Fischer, D. Glaucoma and optic nerve repair. Cell and Tissue Research. 353 (2), 327-337 (2013).
  18. Nickells, R. W., Howell, G. R., Soto, I., John, S. W. Under pressure: cellular and molecular responses during glaucoma, a common neurodegeneration with axonopathy. Annual Review of Neuroscience. 35, 153-179 (2012).
  19. Burgoyne, C. F., Downs, J. C. Premise and prediction-how optic nerve head biomechanics underlies the susceptibility and clinical behavior of the aged optic nerve head. Journal of Glaucoma. 17 (4), 318-328 (2008).
  20. Sigal, I. A., Ethier, C. R. Biomechanics of the optic nerve head. Experimental Eye Research. 88 (4), 799-807 (2009).
  21. Sigal, I. A., Flanagan, J. G., Tertinegg, I., Ethier, C. R. Modeling individual-specific human optic nerve head biomechanics. Part I: IOP-induced deformations and influence of geometry. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 8 (2), 85-98 (2009).
  22. Morgan, J. E., Jeffery, G., Foss, A. J. Axon deviation in the human lamina cribrosa. The British Journal of Ophthalmology. 82 (6), 680-683 (1998).
  23. Danias, J., et al. Quantitative analysis of retinal ganglion cell (RGC) loss in aging DBA/2NNia glaucomatous mice: comparison with RGC loss in aging C57/BL6 mice. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 44 (12), 5151-5162 (2003).
  24. Berdahl, J. P., Allingham, R. R., Johnson, D. H. Cerebrospinal fluid pressure is decreased in primary open-angle glaucoma. Ophthalmology. 115 (5), 763-768 (2008).
  25. Fleischman, D., Allingham, R. R. The role of cerebrospinal fluid pressure in glaucoma and other ophthalmic diseases: A review. Saudi Journal of Ophthalmology. 27 (2), 97-106 (2013).
  26. Morgan, W. H., et al. Optic disc movement with variations in intraocular and cerebrospinal fluid pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 43 (10), 3236-3242 (2002).
  27. Feola, A. J., et al. Deformation of the Lamina Cribrosa and Optic Nerve Due to Changes in Cerebrospinal Fluid Pressure. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (4), 2070-2078 (2017).
  28. Koeberle, P. D., Bahr, M. Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone. Journal of Neurobiology. 59 (1), 162-180 (2004).
  29. Kermer, P., Klocker, N., Bahr, M. Neuronal death after brain injury. Models, mechanisms, and therapeutic strategies in vivo. Cell and Tissue Research. 298 (3), 383-395 (1999).
  30. Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells. Neuroscience. 125 (4), 903-920 (2004).
  31. Kipnis, J., et al. Neuronal survival after CNS insult is determined by a genetically encoded autoimmune response. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21 (13), 4564-4571 (2001).
  32. Isenmann, S., Wahl, C., Krajewski, S., Reed, J. C., Bahr, M. Up-regulation of Bax protein in degenerating retinal ganglion cells precedes apoptotic cell death after optic nerve lesion in the rat. The European Journal of Neuroscience. 9 (8), 1763-1772 (1997).
  33. Kermer, P., et al. Caspase-9: involvement in secondary death of axotomized rat retinal ganglion cells in vivo. Brain research. Molecular Brain Research. 85 (1-2), 144-150 (2000).
  34. Kermer, P., Klocker, N., Labes, M., Bahr, M. Inhibition of CPP32-like proteases rescues axotomized retinal ganglion cells from secondary cell death in vivo. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 18 (12), 4656-4662 (1998).
  35. Kikuchi, M., Tenneti, L., Lipton, S. A. Role of p38 mitogen-activated protein kinase in axotomy-induced apoptosis of rat retinal ganglion cells. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 20 (13), 5037-5044 (2000).
  36. Barron, K. D., Dentinger, M. P., Krohel, G., Easton, S. K., Mankes, R. Qualitative and quantitative ultrastructural observations on retinal ganglion cell layer of rat after intraorbital optic nerve crush. Journal of Neurocytology. 15 (3), 345-362 (1986).
  37. Misantone, L. J., Gershenbaum, M., Murray, M. Viability of retinal ganglion cells after optic nerve crush in adult rats. Journal of Neurocytology. 13 (3), 449-465 (1984).
  38. Bahr, M. Live or let die – retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS. Trends in Neurosciences. 23 (10), 483-490 (2000).
  39. Klocker, N., Zerfowski, M., Gellrich, N. C., Bahr, M. Morphological and functional analysis of an incomplete CNS fiber tract lesion: graded crush of the rat optic nerve. Journal of Neuroscience Methods. 110 (12), 147-153 (2001).
  40. Del Amo, E. M., et al. Pharmacokinetic aspects of retinal drug delivery. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 134-185 (2017).
  41. Rousou, C., et al. A technical protocol for an experimental ex vivo model using arterially perfused porcine eyes. Experimental Eye Research. 181, 171-177 (2019).
  42. Vézina, M. . Assessing Ocular Toxicology in Laboratory Animals. , 1-21 (2012).
  43. de Boo, J., Hendriksen, C. Reduction strategies in animal research: a review of scientific approaches at the intra-experimental, supra-experimental and extra-experimental levels. Alternatives to Laboratory Animals. 33 (4), 369-377 (2005).
  44. Kirk, R. G. W. Recovering The Principles of Humane Experimental Technique: The 3Rs and the Human Essence of Animal Research. Science, Technology, & Human Values. 43 (4), 622-648 (2018).
  45. Burden, N., Chapman, K., Sewell, F., Robinson, V. Pioneering better science through the 3Rs: an introduction to the national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research (NC3Rs). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (2), 198-208 (2015).
  46. Singh, J. The national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 3 (1), 87-89 (2012).
  47. White, K., et al. Effect of Postmortem Interval and Years in Storage on RNA Quality of Tissue at a Repository of the NIH NeuroBioBank. Biopreservation and Biobanking. 16 (2), 148-157 (2018).
  48. Ervin, J. F., et al. Postmortem delay has minimal effect on brain RNA integrity. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 66 (12), 1093-1099 (2007).
  49. Heinrich, M., Matt, K., Lutz-Bonengel, S., Schmidt, U. Successful RNA extraction from various human postmortem tissues. International Journal of Legal Medicine. 121 (2), 136-142 (2007).
  50. Johnson, D. H., Tschumper, R. C. Human trabecular meshwork organ culture. A new method. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 28 (6), 945-953 (1987).
  51. Gottanka, J., Chan, D., Eichhorn, M., Lutjen-Drecoll, E., Ethier, C. R. Effects of TGF-beta2 in perfused human eyes. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (1), 153-158 (2004).
  52. Pang, I. H., McCartney, M. D., Steely, H. T., Clark, A. F. Human ocular perfusion organ culture: a versatile ex vivo model for glaucoma research. Journal of Glaucoma. 9 (6), 468-479 (2000).
  53. Aryee, M. J., Gutierrez-Pabello, J. A., Kramnik, I., Maiti, T., Quackenbush, J. An improved empirical bayes approach to estimating differential gene expression in microarray time-course data: BETR (Bayesian Estimation of Temporal Regulation). BMC Bioinformatics. 10, 409 (2009).
  54. Feola, A. J., et al. Finite Element Modeling of Factors Influencing Optic Nerve Head Deformation Due to Intracranial Pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (4), 1901-1911 (2016).
  55. Downs, J. C. Optic nerve head biomechanics in aging and disease. Experimental Eye Research. 133, 19-29 (2015).
  56. Downs, J. C., Roberts, M. D., Burgoyne, C. F. Mechanical environment of the optic nerve head in glaucoma. Optometry and Vision Science. 85 (6), 425-435 (2008).
  57. Downs, J. C., et al. Viscoelastic characterization of peripapillary sclera: material properties by quadrant in rabbit and monkey eyes. Journal of Biomechanical Engineering. 125 (1), 124-131 (2003).
  58. Wagner, A. H., et al. Exon-level expression profiling of ocular tissues. Experimental Eye Research. 111, 105-111 (2013).
  59. Pels, E., Beele, H., Claerhout, I. Eye bank issues: II. Preservation techniques: warm versus cold storage. International Ophthalmology. 28 (3), 155-163 (2008).
  60. Reinhard, K., et al. Hypothermia Promotes Survival of Ischemic Retinal Ganglion Cells. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (2), 658-663 (2016).

Play Video

Cite This Article
Sharma, T. P., Curry, S. M., Lohawala, H., McDowell, C. Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments. J. Vis. Exp. (158), e61006, doi:10.3791/61006 (2020).

View Video