Summary

脳スライスと一次細胞培養における錐体ニューロンの弾道標識

Published: April 02, 2020
doi:

Summary

神経化学的および行動異常の根本にある可能性のあるニューロンおよび樹状脊椎の形態変化の可能性を評価するために重要な錐体ニューロンを標識し、分析するプロトコルを提示する。

Abstract

樹状棘の大きさや形は、その構造的可塑性に関連していると報告されています。錐体ニューロンと樹状棘の形態構造を同定するために、弾道標識技術を利用することができる。本プロトコルでは、錐体ニューロンはDilC18(3)色素で標識され、ニューロンの再構成ソフトウェアを用いて神経の形態と樹状脊椎を評価するために分析されます。神経構造を調べるため、樹枝解析とSholl解析が行われ、樹状分岐の複雑さと神経細胞の複雑性に関する推論をそれぞれ描くことができます。樹状脊椎の評価は、脊椎を4つのカテゴリ(すなわち、薄い、キノコ、スタビー、フィロポディア)に分類する再構成ソフトウェアに不可欠な自動補助分類アルゴリズムを使用して行われます。さらに、樹状脊椎形態の変化を評価するために、さらに3つのパラメータ(すなわち、長さ、頭の直径、および体積)も選択される。弾道標識技術の広い応用の可能性を検証するために、インビトロ細胞培養からの錐体ニューロンに正常に標識された。全体として、弾道ラベリング法は、高度な再構築ソフトウェアと組み合わせて、ラットの異なる脳領域のニューロンを視覚化するのにユニークで有用であり、研究者は基礎となる可能性のあるメカニズムを解明することができます神経認知機能障害.

Introduction

2000年、Gan et al. は、種々の親油性色素を組み合わせた神経系における個々のニューロンおよびグリアに対する迅速な標識技術を説明し、異なる色11,22を有する多くの脳細胞の同時標識を可能にする。最近では、脳スライスのニューロンに蛍光色素(Dil)を導入したシーボルトら3によって弾道標識技術が説明された。多目的な染色技術、弾道標識は、複数の動物種で、年齢の広い範囲にわたって利用される能力のために高く評価される。さらに、免疫染色と組み合わせて、脳細胞3の亜集団を同定することができる。従来の技術(例えば、ゴルジ・コックス銀含浸、マイクロインジェクション)4と比較して、弾道標識は樹状棘を含む形態学的特徴をより明確に区別する機会を与える。5

興奮性錐体ニューロンは、単一の大きな尖形樹状突起、複数の短い基礎樹状突起、および樹状脊椎の数千人によって特徴付けられる6。錐体ニューロンは、前頭前野(PFC)および海馬を含む高次認知処理に関連する複数の脳領域で発見される。PFCでは、錐体ニューロンは層II/IIIおよび層Vで観察され、それぞれが独特の形態を示す。具体的には、PFCの層II/IIIの錐体ニューロンは、層V6の錐体ニューロンよりも短い有端樹状突起および枝分かれが少ない。海馬内では、錐体ニューロンはCA1とCA3の両方の領域に位置し、それぞれが異なる形態を示しています。具体的には、CA1領域における錐体ニューロンは、より特徴的な尖体樹状突起を呈し、分岐は、CA3領域6に対して、ソーマから遠く離れた場所で生じる。

PFCと海馬の両方の錐体ニューロン上の樹状脊椎は興奮シナプス7の主要な部位である。樹状脊椎の形態学的特徴は、古典的に3つの主要なカテゴリ(すなわち、薄い、頑固、またはキノコ8)に特徴付けられるが、興奮性シナプス9の大きさに関連している。細い棘は、長くて細い首、小さな球根の頭部、およびより小さなポストナプティクス密度によって特徴付けられるが、より不安定であり、弱い接続を開発する。しかし、より大きな樹状脊椎の頭部を有するキノコ脊椎は、より強いシナプス接続を形成することが認められ、その大きなサイズに起因する効果がある。鋭い対照的に、頑固な棘は脊柱首を欠き、頭頸部容積比8にほぼ等しい。海馬内では、分岐した脊椎も観察され、それによって脊椎は同じ樹状脊椎頸部10から出現する複数の頭部を有する。したがって、樹状脊椎の形態学的変化は、機能性および構造的能力を反映する可能性がある。さらに、樹状脊椎の大きさと形状が構造的可塑性に関連していることを実証した研究は、小さな棘が学習と注意に関与しているのに対し、より大きく、より安定した脊椎は、記憶11を含む長期的なプロセスに関与しているという考えにつながる。さらに、樹状突起に沿った樹状脊椎の分布は、シナプス接続5,1212と関連している可能性がある。

したがって、本方法論的論文には3つの目標があります:1)成功率(すなわち、ニューロンが選択基準を満たし、分析に適しているニューロン)で利用された弾道標識のプロトコルを83.3%5、12、13と複数の脳領域(すなわち、PFC、側坐核、海馬)にわたって提示する。5,12,132)この技術の一般化性と、インビトロで成長したニューロンへの応用を実証する。3) 神経再建ソフトウェアで利用される方法論と、そのようなデータから引き出すことができる推論を詳述する。

Protocol

すべての動物のプロトコルは、サウスカロライナ大学の動物ケアと使用委員会によって見直され、承認されました(連邦保証番号:D16-00028)。 1. DiI/タングステンビーズチューブの準備 100 mgのポリビニルピロリドン(PVP)を10 mLのddH2O. Vortexで軽く溶解します。 PVP溶液(材料表を参照)でチューブを充填し、20分間放置します。次いで、10 mLシリン…

Representative Results

図2Aでは、ラット脳切片の海馬領域における典型的な錐体ニューロンを、1つの大きな頭突きといくつかの小さな基底樹状突起を特徴とする弾道標識技術によって同定された。図2Bは、相腫が検出された後の神経再建定量解析ソフトウェアにおけるニューロンを示し、樹状枝を追跡し、脊椎を検出した。その後、神経再建定量解析ソフトウェアを用?…

Discussion

このプロトコルでは、ラット脳とインビトロで成長したニューロンの両方のニューロンに対する汎用性の高い標識技術について説明する。さらに、神経変態と神経再建定量解析ソフトウェアを用いて、神経形態や樹状脊椎を評価する方法論を報告する。神経形態と樹状脊椎の評価は、樹状分岐の複雑さ、ニューロンの樹状樹状の複雑さ、樹状脊椎形態、シナプス接続性の変化を決定する機会?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、NIH助成金HD043680、MH106392、DA013137、およびNS100624によって資金提供されました。

Materials

20Gx25mm PrecisionGlide needle BD 305175
24-well cell culture plate Costar 3562
35 mm Glass Bottom Dishes MatTek Corporation P35G-1.5-20-C
Antibiotic-Antimycotic solution Cellgro 30004CI 100X
B-27 supplement Life Technologies 17504-044 50X
Barrel liner BIO-RAD 165-2417
Borax Sigma B9876
Boric acid Sigma B0252
Cartridge holder BIO-RAD 165-2426
Confocal imaging software Nikon EZ-C1 version 3.81b
Confocal microscope Nikon TE-2000E
Cover glass VWR 637-137
DilC18(3) Fisher Scientific D282
DMEM/F12 medium Life Technologies 10565-018
Dumont #5 Forceps World Precision Instruments 14095
Dumont #7 Forceps World Precision Instruments 14097
F344 rat (Harlan Laboratories, Indianapolis, IN)
Glucose VWR 101174Y
GlutaMax Life Technologies 35050-061 100X
HBSS Sigma H4641 10X
Helios diffusion screens BIO-RAD 165-2475
Helios gene gun kit BIO-RAD 165-2411
Helios gene gun system BIO-RAD 165-2431
Helium hose assembly BIO-RAD 165-2412
Iris Forceps World Precision Instruments 15914
Iris Scissors World Precision Instruments 500216
Methylene chloride Fisher Scientific D150-1
Neurobasal medium Life Technologies 21103-049
Neurolucida 360 software mbf bioscience dendritic spine analysis
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127-500G
Paraformaldehyde Sigma P6148
Poly-L-Lysine Sigma P9155
Polyvinylpyrrolidone Fisher Scientific 5295
ProLong Gold antifade reagent Fisher Scientific P36930 mounting medium
Rat brain matrix, 300 – 600g, Coronal, 0.5mm Ted Pella 15047
Sevoflurane Merritt Veterinary Supply 347075
Sodium Bicarbonate Life Technologies 25080
SuperFrost Plus Slides Fisher Scientific 12-550-154%
Syringe kit BIO-RAD 165-2421
Tefzel tubing BIO-RAD 165-2441
Trypsin-EDTA Life Technologies 15400-054
Tubing cutter BIO-RAD 165-2422
Tubing Prep station BIO-RAD 165-2418
Tungsten M-25 Microcarrier 1.7 µm BIO-RAD 165-2269
Vannas Scissors World Precision Instruments 500086

References

  1. Gan, W. B., Grutzendler, J., Wong, W. T., Wong, R. O., Lichtman, J. W. Multicolor “DiOlistic” labeling of the nervous system using lipophilic dye combinations. Neuron. 27, 219-225 (2000).
  2. Gan, W. B., Grutzendler, J., Wong, R. O., Lichtman, J. W. Ballistic delivery of dyes for structural and functional studies of the nervous system. Cold Spring Harbor Protocol. 2009 (4), 5202 (2009).
  3. Seabold, G. K., Daunais, J. B., Rau, A., Grant, K. A., Alvarez, V. A. DiOLISTIC labeling of neurons from rodent and non-human primate brain slices. Journal of Visualized Experiments. (41), (2010).
  4. Spacek, J. Dynamics of the Golgi method: a time-lapse study of the early stages of impregnation in single sections. Journal of Neurocytology. 18 (1), 27-38 (1989).
  5. McLaurin, K. A., Li, H., Booze, R. M., Mactutus, C. F. Disruption of Timing: NeuroHIV Progression in the Post-cART Era. Science Reports. 9 (1), 827 (2019).
  6. Spruston, N. Pyramidal neurons: dendritic structure and synaptic integration. Nature Reviews Neurosciences. 9 (3), 206-221 (2008).
  7. Megias, M., Emri, Z., Freund, T. F., Gulyas, A. I. Total number and distribution of inhibitory and excitatory synapses on hippocampal CA1 pyramidal cells. Neuroscience. 102, 527-540 (2001).
  8. Peters, A., Kaiserman-Abramof, I. R. The small pyramidal neuron of the rat cerebral cortex. The perikaryon, dendrites and spines. American Journal of Anatomy. 127, 321-355 (1970).
  9. Harris, K. M., Sultan, P. Variation in the number, location, and size of synaptic vesicles provides an anatomical basis for the nonuniform probability of release at hippocampal CA1 synapses. Neuropharmacology. 34, 1387-1395 (1995).
  10. Sorra, K. E., Fiala, J. C., Harris, K. M. Critical assessment of the involvement of perforations, spinules, and spine branching in hippocampal synapse formation. Journal of Comparative Neurology. 398, 225-240 (1998).
  11. Mancuso, J. J., Chen, Y., Li, X., Xue, Z., Wong, S. T. C. Methods of dendritic spine detection: from Golgi to high-resolution optical imaging. Neuroscience. 251, 129-140 (2012).
  12. McLaurin, K. A., et al. Synaptic connectivity in medium spiny neurons of the nucleus accumbens: A sex-dependent mechanism underlying apathy in the HIV-1 transgenic rat. Frontiers in Behavior Neurosciences. 12, 285 (2018).
  13. Roscoe, R. F., Mactutus, C. F., Booze, R. M. HIV-1 transgenic female rat: synaptodendritic alterations of medium spiny neurons in the nucleus accumbens. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 9 (5), 642-653 (2014).
  14. Li, H., Aksenova, M., Bertrand, S. J., Mactutus, C. F., Booze, R. Quantification of Filamentous Actin (F-actin) Puncta in Rat Cortical Neurons. Journal of Visualized Experiments. (108), e53697 (2016).
  15. Rodriguez, A., Ehlenberger, D. B., Dickstein, D. L., Hof, P. R., Wearne, S. L. Automated Three-Dimensional Detection and Shape Classification of Dendritic Spines from Fluorescence Microscopy Images. PLoS ONE. 3 (10), 1371 (2008).

Play Video

Cite This Article
Li, H., McLaurin, K. A., Mactutus, C. F., Booze, R. M. Ballistic Labeling of Pyramidal Neurons in Brain Slices and in Primary Cell Culture. J. Vis. Exp. (158), e60989, doi:10.3791/60989 (2020).

View Video