Summary

Geheel-mount Clearing en kleuring van Arabidopsis bloem organen en Siliques

Published: April 12, 2018
doi:

Summary

In dit protocol, we beschrijven van technieken voor de juiste dissectie van Arabidopsis bloemen en siliques, sommige fundamentele clearing-technieken, en geselecteerd kleuring van procedures voor geheel-mount waarnemingen van reproductieve structuren.

Abstract

Als gevolg van zijn geweldige hulpmiddelen voor moleculaire genetische studies is Arabidopsis thaliana een van de meest prominente model soort plantenbiologie en, vooral, reproductieve biologie van de plant. Echter, plant morfologische, anatomische en ultrastructurele analyses traditioneel betrekken tijdrovende insluiten en segmenteren van de procedures voor heldere veld, scannen en elektronenmicroscopie. Recente vooruitgang in confocale fluorescentie microscopie, state-of-the-art 3-D computer-aided microscopische analyses en de continue verfijning van moleculaire technieken om te worden gebruikt op minimaal verwerkte geheel-mount monsters, heeft geleid tot een toegenomen vraag naar de ontwikkeling van efficiënte en minimal steekproef verwerkingstechnieken. In dit protocol, beschrijven we technieken voor goed ontrafeling van Arabidopsis bloemen en siliques, fundamentele technieken, clearing en sommige kleuring procedures voor geheel-mount waarnemingen van reproductieve structuren.

Introduction

Bloemen zijn een van de belangrijkste organen van bedektzadigen definiëren. Bloeiende planten ongeveer 90-130 miljoen jaar geleden verscheen1, en gediversifieerde zo snel dat hun snelle verschijning werd beschreven als een “verschrikkelijke verborgenheid” door Charles Darwin2. De belangen van plant onderzoekers in Bloemontwikkeling zijn divers. Wat onderzoek heeft zich gericht op het begrijpen van de evolutionaire oorsprong van de bloem als geheel, of de ontwikkeling van specifieke anatomische, structurele en functionele eigenschappen van bloemen3,4,5,6 . De hoge variatie in floral vorm en structuur, evenals de vervoermiddelen seksuele en ongeslachtelijke voortplanting beroep op hen, maken de bloem een zeer complexe structuur. Dit heeft geleid tot diverse inspanningen te karakteriseren van de anatomie en de structurele kenmerken van floral organen, met behulp van licht en elektron microscopische technieken die kunnen worden gecombineerd met genetische en moleculaire onderzoeken7. Bovendien, als de bron van vruchten en zaden, zijn bloemen van het allergrootste belang voor de voeding van mens en dier. Dus, de karakterisatie van bloem en fruit ontwikkeling heeft veel gevolgen voor toegepast onderzoek, met inbegrip van de veiligstelling van de voedselvoorziening voor een toenemende menselijke bevolking en de strategieën van de ecologische behoud onder een veranderende omgeving8 , 9 , 10.

Bloemontwikkeling Arabidopsis begint met bloem inductie en de transformatie van de vegetatieve meristeem aan een meristeem bloeiwijze (groep van bloemen). Bloem primordia zijn lateraal gestart op de flank van de bloeiwijze meristeem11. De bloemen orgel primordia vormen geleidelijk in concentrische slierten van buiten naar het midden van de bloem, en zich uiteindelijk ontwikkelen tot kelkbladen, bloemblaadjes, meeldraden en carpellen7. Deze bloemen organen vervullen verschillende voedend, beschermende en functionele (bijvoorbeeldpollinator attractie) rollen in verschillende plantensoorten, met het ondersteunen van de ontwikkeling van mannelijke en vrouwelijke gametofyten, respectievelijk12 geslachtsorganen , 13. de gametofyten, op zijn beurt, elk onderscheiden een paar van mannelijke (sperma) en vrouwelijke gameten (ei en centrale cel), die verenigen op dubbele bevruchting tot het vormen van de volgende generatie, de zygote en de primaire endosperm, een terminal weefsel, ter ondersteuning van de ontwikkeling van het embryo14,15. Vruchten en zaden ontwikkeling steunen de groei, rijping en bewaring van het embryo en, uiteindelijk, de versnippering. Uitgebreid onderzoek heeft verricht om het karakteriseren van bloem en embryo-ontwikkeling in diverse plantensoorten, vooral in de model soorten Arabidopsis7,16,17.

Vroege microscopische analyses van de bloemontwikkeling waren gebaseerd op tijdrovende monster verwerking en observatie technieken, zoals paraffine of hars inbedding en segmenteren, in combinatie met licht of elektronenmicroscopie. Deze traditionele microscopische technieken werden vaak gebruikt in combinatie met moleculaire genetische onderzoeken, zoals microscopische analyses van mutanten, de lokalisatie van RNA door in situ hybridisatie, of de immuno-detectie van eiwitten. Recente vooruitgang in breed-gebied en confocal fluorescentie microscopie, in de state-of-the-art 3-D computer-aided beeld analyses, en de continue verfijning van moleculaire methoden die kunnen worden gebruikt op minimaal verwerkte geheel-mount monsters, heeft geleid tot een behoefte aan efficiënte en minimal steekproef verwerkingstechnieken die bij voorkeur zich lenen voor kwantitatieve analyses. In de afgelopen jaren aanzienlijke vooruitgang geboekt bij de ontwikkeling van clearing technieken op geheel-mount dierlijke exemplaar. Zij maken het monster transparant door gebruik te maken van waterige ureum of suiker gebaseerde reagentia (bijvoorbeeld, schaal, SeeDB, CUBIC)18,19,20, of door het selectief verwijderen van lipiden (met het detergent SDS) na monsters te Embedding in stabiele hydrogels; de verwijdering van lipiden kan worden bereikt door passieve diffusie (b.v.gewijzigd duidelijkheid protocol21, PACT-PARS-velgen22) of actief door elektroforese (oorspronkelijke duidelijkheid protocol23 en ACT-PRESTO-24). Aangemoedigd door deze snelle vooruitgang, enkele afgeleide technieken zijn ook in opkomst voor gebruik in planten.

In deze paper methoden gericht op het model Arabidopsis, beschrijven we de procedure voor de juiste dissectie van de bloemknoppen, bloemen, en jonge siliques en het opruimen van geheel-mount monsters voor uiteenlopende kleuring en observatie procedures met klassieke of een recente SDS gebaseerde clearing methode. Voorbeelden voor zetmeel, callose en chromatine kleuring worden gegeven. Hoewel deze procedures verdere wellicht verbeteringen en aanpassingen bij gebruik in combinatie met andere soorten, we hopen dat ze zal het decor voor verder onderzoek op deze eenvoudige maar kritische methoden die het startpunt van vele onderzoeksprojecten.

Protocol

1. bloem en Hauw fixatie Oogst bloemen en siliques uit planten gesynchroniseerd bij de opening van de eerste bloem.Opmerking: Onder de experimentele omstandigheden hier gebruikt, starten planten bloeien ongeveer 21 dagen na de transplantatie van Murashige en Skoog (MS) platen voor de bodem. Zaden zijn gelaagde voor 3-4 dagen bij 4 ° C en ontkiemd/geteeld op MS platen bij 22 ° C/16 h licht en 18 ° C/8 uur donker voor 8 tot 10 dagen, vóór het transplanteren van de zaailingen op voedselrijke bodem in pott…

Representative Results

Arabidopsis behoort tot de familie van Brassicacea, rekening houdend met bloeiwijzen met biseksuele bloemen gerangschikt in een corymb (Figuur 1). Elke bloem heeft vier kelkbladen, vier bloemblaadjes, zes meeldraden (vier lange en twee korte) en een syncarpous vruchtbeginsel bestaande uit twee congenitaal gesmolten carpellen (figuur 1F-H) gerangschikt in vier concentrische slierten25</s…

Discussion

Het bestaan van vele bloemknoppen binnen een enkele bloeiwijze van Arabidopsis, verspreid over alle ontwikkelingsstadia van de bloem, biedt een unieke gelegenheid voor studies gericht op de karakterisering van een effect van een behandeling of een ontwikkelingstoxiciteit functie gelijktijdig in de verschillende stadia van Bloemontwikkeling. Een goede referentiepunt tussen verschillende individuele planten is de opening van de eerste bloem van de belangrijkste bloeiwijze. Planten worden behandeld op een zodanige …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gesteund door de Universiteit van Zürich, een IEF Marie Curie Grant (toekennen neen. TransEpigen-254797 naar A.H.), een Advanced Grant van de European Research Council (verlenen neen. Medea-250358 naar U.G.), en een onderzoek en technologische ontwikkeling project (grant MecanX aan U.G.) van SystemsX.ch, het Zwitserse initiatief in de systeembiologie.

Materials

Reagents and Materials
Ethanol Scharlau ET00102500
Acetic Acid Applichem A3686,2500 100% Molecular biology grade
Glacial Acetic Acid Sigma-Aldrich 320099 Molecular Biology Grade
Methanol Scharlau ME03062500
Formaldehyde Solution Sigma-Aldrich F1635
Propionic acid Sigma-Aldrich 81910-250 ml
Chloral hydrate Sigma-Aldrich 15307
Glycerol Roth 3783.1
Gum arabic Fluka 51198
Lactic acid Fluka 69773
Phenol Sigma-Aldrich 77607-250ML We used liquid phenol (use the density to find the required volume for your solution)
Clove oil Sigma-Aldrich C8392-100ML
Xylene Roth 4436.1
Iodine Fluka 57665
Potassium iodide Merck 5043
Malachite Green Fluka 63160
Fuchsin acid Fluka 84600
Orange G Sigma 7252
Sodium Dodecyl Sulfate Sigma-Aldrich L3771 Molecular Biology Grade
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich 71690
Sodium di-Hydrogen Phosphate Applichem A1047,1000
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S9763-1KG
Potassium phosphate Sigma-Aldrich 04347
EDTA Applichem A2937,1000
Calcofluor Sigma F6259 Fluorescent brightener 28
Auramine Chroma 10120
DAPI Sigma D9542 toxic
Triton-X-100 Sigma T8787
Aniline blue Merck 1275
MS medium Carolina 19-57030
Nutrient-rich substrate Einheitserde ED73
Watch maker's glass No specific brand
15 ml falcon centrifuge tubes VWR 62406-200
Dumond Forceps Actimed 0208-5SPSF-PS
Forceps DUMONT BIOLOGY 0108-5
Syringe BD BD Plastipak 300013 1 ml
Preparation needle BD BD Microlance 304000
Microscope slides Thermo Scientific 10143562CE cut edges
Coverslips Thermo Scientific DV40008
Humid box A plastic box with damp paper towel and slide supports inside
Name Company Catalog Number Comments
Solutions
Fixatives
Carnoy's (Farmer's) fixative Absolute ethanol : glacial acetic acid, 3:1 (ml:ml)
Methanol/acetic acid fixative 50 % (v/v) methanol, 10 % (v/v) glacial acetic acid in deionized water
FPA50 fixative Formalin, propionic acid, 50% ethanol; 5:5:90 (ml:ml:ml)
Clearing solutions
Chloral hydrate/glycerol Chloral hydrate : glycerol : water, 8:1:2 (g:ml:ml). Can be used for all flower developmental stages and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50
Modified Hoyer Gum arabic 7.5 g, chloral hydrate 100 g, glycerol 5 ml , water 30 ml. Can be used for all flower developmental stages and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50
Herr's 4½ clearing fluid Lactic acid, chloral hydrate, phenol crystals, clove oil, xylene; 2:2:2:2:1, by weight. Can be used for all flower developmental stages (especially for stamen development) and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50
SDS/NaOH solution Mix-dilute the the SDS and the NaOH stock solution to 1% SDS / 0.2 N NaOH (10x dilution). For all stages of flower and silique developmental stages. The best fixative is the methano/acetic acid fixative; the other two fixatives can also be used. Can be combined with calcofluor, auramine, DAPI, and aniline blue staining solution.
SDS stock solution 10 % (w/v) sodium dodecyl sulphate. Dissolve 10 g sodium dodecyl sulphate in 80 ml deionized water and make up to 100 ml with deionized water.
NaOH stock solution 2 N NaOH solution: dissolve 4 g of NaOH in 40 ml of deionized water and make up to 100 ml with deionized water
Combined clearing and staining solutions
Herr's IKI-4½ To a standard 4½ (9 g in total) add: 100 mg iodine, 500 mg potassium iodide. This clearing solution can be used for all flower developmental stages and for silique development, either for increasing contrast or for characterizing starch dynamics. Use FPA50 for structural analysis and Carnoy's fixative for quantitative starch analysis.
Alexander staining Ethanol 95% 10ml, malachite green (1% in 95% EtOH) 1 ml, fuchsin acid (1% in ddH2O) 5ml, orange G (1% in ddH2O) 0.5ml, phenol 5g, chloral hydrate 5g, glacial acetic acid 2ml, glycerol 25ml . This clearing/staining alone or in combination with Herr's 4½ solution can be used to evaluate pollen abortion in flowers with mature and tricellular pollen grains. It's used on freshly harved non-fixed material.
Staining solutions
Calcofluor solution Calcofluor 0.007% in water (g:ml). Originally used as an optical brightner. Can be used for staining cellulose, carboxylated polysaccharides and callose in cell walls. Frequently used to stain the intine of the pollen grain. All three fixatives can be used with this solution.
Auramine solution Auramine 0.01% in water (g:ml). This lipophilic fluorscent dye can be used for staining cuticles, cutin, and exine among others. All three fixatives can be used with this solution
Calcofluor-Auramine mixture Auramine solution : Calcofluor solution, 3:1. Can be used for a combined staining by both solutions. Other proportions can be assayed maintaining a smaller proportion of calcofluor with respect to auramine.
DAPI solution DAPI 0.4 ug/ml, 0.1 M sodium phosphate buffer (pH 7), 0.1% Triton-X-100, 1 mM EDTA. This solution can be used for staining chromosome spreads during male and female meiosis, and cell nuclei of any tissue. Frequently used for studying pollen grain development. Carnoy's and methanol/ acetic acid are the best fixatives for this solution. Formaldehyde-based fixatives such as FPA50 may interfere with the staining. Excitation in the UV and maximum emission around 461 nm.
Sodium phosphate buffer (0.1 M) Proton receptor: 0.2 M Na2HPO4, proton donor: 0.2 M NaH2PO4, ratio proton donor / proton receptor: 1.364 ( for a pH 7)
Aniline blue solution 0.1% (w/v) aniline blue, 108 mM K3PO4 (pH 11), 2% glycerol. This solution can be used for staining callose and cellulose of many stages of development (e.g callose deposition in male and female terads, callose plugs in pollen tubes). Excitation in the UV and maximum emission around 455. It can also be excited at 514 nm with emission in the red for cell content staining.

References

  1. Crane, P. R., Friis, E. M., Pedersen, K. R. The origin and early diversification of angiosperms. Nature. 374 (6517), 27-33 (1995).
  2. Friedman, W. E. The meaning of Darwin’s ‘abominable mystery’. Am J Bot. 96 (1), 5-21 (2009).
  3. Sun, G., Dilcher, D. L., Zheng, S., Zhou, Z. In search of the first flower: A Jurassic angiosperm, Archaefructus, from Northeast China. Science. 282 (5394), 1692-1695 (1998).
  4. Mulcahy, D. L. The rise of the angiosperms: a genecological factor. Science. 206 (4414), 20-23 (1979).
  5. Friedman, W. E., Moore, R. C., Purugganan, M. D. The evolution of plant development. Am J Bot. 91 (10), 1726-1741 (2004).
  6. Endress, P. K., Soltis, D., Soltis, P., Leebens-Mack, J. Angiosperm floral evolution: morphological developmental framework. Advances in botanical research Volume 44: Developmental genetics of the flower. , 1-61 (2006).
  7. Alvarez-Buylla, E. R., et al. Flower development. Arabidopsis Book. 8, 30127 (2010).
  8. Beddington, J. Food security: contributions from science to a new and greener revolution. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 365 (1537), 61-71 (2010).
  9. Godfray, H. C., et al. Food security: The challenge of feeding 9 billion people. Science. 327 (5967), 812-818 (2010).
  10. Burkle, L. A., Alarcón, R. The future of plant-pollinator diversity: understanding interaction networks across time, space, and global change. Am J Bot. 98 (3), 528-538 (2011).
  11. Meyerowitz, E. M., et al. A genetic and molecular model for flower development in Arabidopsis thaliana. Dev Suppl. 1, 157-167 (1991).
  12. Hafidh, S., Fíla, J., Honys, D. Male gametophyte development and function in angiosperms: a general concept. Plant Reprod. 29 (1-2), 31-51 (2016).
  13. Schmidt, A., Schmid, M. W., Grossniklaus, U. Plant germline formation: common concepts and developmental flexibility in sexual and asexual reproduction. Development. 142 (2), 229-241 (2015).
  14. Sprunck, S., Dresselhaus, T. Three cell fusions during double fertilization. Cell. 161 (4), 708-709 (2015).
  15. Dresselhaus, T., Sprunck, S., Wessel, G. M. Fertilization mechanisms in flowering plants. Curr Biol. 26 (3), R125-R139 (2016).
  16. Smyth, D. R., Bowman, J. L., Meyerowitz, E. M. Early flower development in Arabidopsis. Plant Cell. 2 (8), 755-767 (1990).
  17. Roeder, A. H., Yanofsky, M. F. Fruit development in Arabidopsis. Arabidopsis Book. 4, e0075 (2006).
  18. Hama, H., et al. Scale, a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain. Nat Neurosci. 14 (11), 1481-1488 (2011).
  19. Ke, M. -. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB. a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nat Neurosci. 16 (8), 1154-1161 (2013).
  20. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157 (3), 726-739 (2014).
  21. Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues. Nat Protoc. 9 (7), 1682-1697 (2014).
  22. Yang, B., et al. Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing. Cell. 158 (4), 945-958 (2014).
  23. Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nat Methods. 10 (6), 508-513 (2013).
  24. Lee, E., et al. ACT-PRESTO: rapid and consistent tissue clearing and labeling method for 3-dimensional (3D) imaging. Sci Rep. 6, 18631 (2016).
  25. Endress, P. K. Evolution and floral diversity: the phylogenetic surroundings of Arabidopsis and Antirrhinum. Int J Plant Sci. 153 (3, Part 2), S106-S122 (1992).
  26. Reyes-Olalde, J. I., Zuñiga-Mayo, V. M., Chávez Montes, R. A., Marsch-Martínez, N., de Folter, S. Inside the gynoecium: at the carpel margin. Trends Plant Sci. 18 (11), 644-655 (2013).
  27. Hill, J. P., Lord, E. M. Floral development in Arabidopsis thaliana: a comparison of the wild type and the homeotic pistillata mutant. Can J Bot. 67 (10), 2922-2936 (1989).
  28. Sessions, R. A., Zambryski, P. C. Arabidopsis gynoecium structure in the wild type and in ettin mutants. Development. 121 (5), 1519-1532 (1995).
  29. Schneitz, K., Hülskamp, M., Pruitt, R. E. Wild-type ovule development in Arabidopsis thaliana: a light microscope study of cleared whole-mount tissue. Plant J. 7 (5), 731-749 (1995).
  30. Sundberg, E., Ferrándiz, C., Østergaard, L. Gynoecium patterning in Arabidopsis: a basic plan behind a complex structure. Annual Plant Reviews Volume 38: Fruit Development and Seed Dispersal. , 35-69 (2009).
  31. Meinke, D. W. 10 seed development in Arabidopsis thaliana. Cold Spring Harbor Monograph Archive. 27, 253-295 (1994).
  32. Weigel, D., Glazebrook, J. . Arabidopsis: a laboratory manual. , (2002).
  33. Herr, J. M. A new clearing-squash technique for the study of ovule development in angiosperms. Am J Bot. 58 (8), 785-790 (1971).
  34. Alexander, M. P. A versatile stain for pollen fungi, yeast and bacteria. Stain Technol. 55 (1), 13-18 (1980).
  35. Herr, J. M. Applications of a new clearing technique for the investigation of vascular plant morphology. J Elisha Mitchell Sci Soc Chapel Hill N C. 88 (3), 137-143 (1972).
  36. Herr, J. M., Goldman, C. A., Hauta, P. L., O’Donnell, M. A., Andrews, S. E., van der Heiden, R. Clearing techniques for the study of vascular plant tissues in whole structures and thick sections. Tested studies for laboratory teaching. Proceedings of the Fifth Workshop/Conference of the Association for Biology Laboratory Education (ABLE). 5, 63-84 (1993).
  37. Colcombet, J., Boisson-Dernier, A., Ros-Palau, R., Vera, C. E., Schroeder, J. I. Arabidopsis somatic embryogenesis receptor kinases1 and 2 are essential for tapetum development and microspore maturation. Plant Cell. 17 (12), 3350-3361 (2005).
  38. Heslop-Harrison, J., Heslop-Harrison, Y., Shivanna, K. R. The evaluation of pollen quality and a further appraisal of the fluorochromatic (FCR) test procedure. Theor Appl Genet. 67 (4), 367-379 (1984).
  39. Stone, J. L., Thomson, J. D., Dent-Acosta, S. J. Assessment of pollen viability in handpollination experiments: A review. Amer J Bot. 82 (9), 1186-1197 (1995).
  40. Dafni, A., Firmage, D. Pollen viability and longevity: practical, ecological and evolutionary implications. Plant Syst Evol. 222 (1-4), 113-132 (2000).
  41. Lora, J., Testillano, P. S., Risueño, M. C., Hormaza, J. I., Herrero, M. Pollen development in Annona cherimola Mill. (Annonaceae). Implications for the evolution of aggregated pollen. BMC Plant Biol. 9, 129 (2009).
  42. Ross, K. J., Fransz, P., Jones, G. H. A light microscopic atlas of meiosis in Arabidopsis thaliana. Chromosome Res. 4 (7), 507-516 (1996).
  43. Park, S. K., Howden, R., Twell, D. The Arabidopsis thaliana gametophytic mutation gemini pollen1 disrupts microspore polarity, division asymmetry and pollen cell fate. Development. 125 (19), 3789-3799 (1998).
  44. Haseloff, J. Old botanical techniques for new microscopes. BioTechniques. 34 (6), 1174-1182 (2003).
  45. Truernit, E., et al. High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis. Plant Cell. 20 (6), 1494-1503 (2008).
  46. Hedhly, A., et al. Starch turnover and metabolism during flower and early embryo development. Plant Physiol. 172 (4), 2388-2402 (2016).
  47. Crane, C. F., Carman, J. G. Mechanisms of apomixis in Elymus rectisetus from eastern Australia and New Zealand. Am J Bot. 74 (4), 477-496 (1987).
  48. Young, B. A., Sherwood, R. T., Bashaw, E. C. Cleared-pistil and thick-sectioning techniques for detecting aposporous apomixis in grasses. Can J Bot. 57 (15), 1668-1672 (1979).
  49. Kurihara, D., Mizuta, Y., Sato, Y., Higashiyama, T. ClearSee: a rapid optical clearing reagent for whole-plant fluorescence imaging. Development. 142, 4168-4179 (2015).
  50. Warner, C. A., et al. An optical clearing technique for plant tissues allowing deep imaging and compatible with Fluorescence Microscopy. Plant Phys. 166, 1684-1687 (2014).
  51. Hasegawa, J., Sakamoto, Y., Nakagami, S., Aida, M., Sawa, S., Matsunaga, S. Three-dimensional imaging of plant organs using a simple and rapid transparency technique. Plant Cell Physiol. 57 (3), 462-472 (2016).
  52. Musielak, T. J., Slane, D., Liebig, C., Bayer, M. A Versatile Optical Clearing Protocol for Deep Tissue Imaging of Fluorescent Proteins in Arabidopsis thaliana. PLoS ONE. 11 (8), e0161107 (2016).

Play Video

Cite This Article
Hedhly, A., Vogler, H., Eichenberger, C., Grossniklaus, U. Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques. J. Vis. Exp. (134), e56441, doi:10.3791/56441 (2018).

View Video