الهندسة الحيوية من أنسنة نخاع العظام ميكرونفيرونمنتس في الماوس والتصور من خلال التصوير لايف
Summary
يتم تقديم طريقة لإنشاء وصورة حية مختلفة ناسخ نخاع العظام أنسنة في الفئران. استنادا إلى مكانة داعمة التي أنشأتها خلايا الوسيطة الإنسان، وإضافة الخلايا البطانية البشرية يدفع تشكيل الأوعية البشرية، في حين أن إضافة ربمب-2 يدفع تشكيل الإنسان-الماوس خيالية نسيج العظام ناضجة.
Abstract
الخلايا الجذعية المكونة للدم البشرية (هسس) تقع في نخاع العظام (بم) المتخصصة، وهي شبكة معقدة متعددة العوامل من مكونات إنتاج السيتوكينات، وعوامل النمو، والمصفوفة خارج الخلية. قدرة هسس على البقاء هادئة، تجديد الذات أو التفريق، واكتساب الطفرات وتصبح خبيثة يعتمد على التفاعلات المعقدة التي تنشأ مع مكونات انسجة مختلفة. لمراقبة الحديث المتبادل بين هسس الإنسان والمكان بم الإنسان في الظروف الفسيولوجية والمرضية، قمنا بتصميم بروتوكول لنموذج إكتوبيكالي وصورة مكانة بم أنسنة في الفئران العوز المناعي. وتبين لنا أن استخدام المكونات الخلوية المختلفة يسمح لتشكيل الهياكل أنسنة وفرصة للحفاظ على المدى الطويل إنغرافتمنت الإنسان المكونة للدم. باستخدام اثنين من الفوتون المجهري، يمكننا أن نعيش صورة هذه الهياكل في الموقع في قرار خلية واحدة، وتوفير أداة جديدة قوية للتوصيف الوظيفي للإنسان بم مالبيئة ودورها في تنظيم تكون الدم الطبيعي والخبيث.
Introduction
يتم تنظيم قرارات مصير الخلية لوحظ في مقصورات الخلايا الجذعية بإحكام من قبل العوامل الجوهرية والخارجية. على وجه الخصوص، فمن المسلم به الآن على نطاق واسع أن المكروية بم يلعب دورا أساسيا في السيطرة على التبديل في هسس من هادئة إلى حالة نشطة، وكذلك في تجديد الذات أو التمايز مصير القرار 1 . وعلاوة على ذلك، تشير النتائج الأخيرة إلى أن الأورام الخبيثة الدموية تؤثر على وظيفة المكروية بم، مشيرا إلى وجود الحديث المتبادل النشط بين المقصورات 2 ، 3 ، 4 ، 5 ، 6 . على الرغم من التقدم المحرز مؤخرا، لا تزال هناك العديد من الأسئلة الرئيسية حول كيفية مساهمة نشاط مكونات محددة بم-نيش في سلوك هسك والتحول الخبيث.
المكروية بم هي متغاير للغاية خليط معقدة ومتكاملة من العديد من أنواع الخلايا المختلفة، ولكل منها وظائف متخصصة. و البطانية وفيرة (إيك) ومكون الأوعية الدموية تنظيم المغذيات ودوران الأيض، ودخول وخروج الخلايا المختلفة من وإلى بم، والعديد من وظائف هسك 7 ، 8 . خلايا انسجة اللحمة الوسيطة (مسس)، وهي مجموعة غير متجانسة من الخلايا الجذعية غير المتمايزة والأسلاف التي ترتكب من خلال ثلاثة أنواع مختلفة من الأنساب ( أي عظمية، غضروفية، أديبوجينيك)، هي عنصر أساسي آخر في مكانة بم. هذه اللجان الدائمة المحلية توطين سواء في المناطق الوسطى من بم وبالقرب من المنطقة إندوستيل. قد تكون مرتبطة مع هياكل الأوعية الدموية والمتورطين في تنظيم وظيفة هسك 9 ، 10 ، 11 ، 12 ، 13 ،"> 14 ، 15 .
وتشير العديد من التقارير إلى أن هسس يقيمون في مواقع محددة مختلفة داخل النخاع وأن وظيفتهم قد تعتمد على توطينها بدقة. معظم المعرفة الحالية بشأن هسس وتفاعلها مع المكروية بم مستمد من دراسات الفئران 1 . استخدام نماذج طعم أجنبي وقد وسعت هذه المعرفة ل هسس الطبيعية والخبيثة الإنسان، إنغرافتينغ داخل بم الفئران من الفئران المناعية 16 ، 17 ، 18 ، 19 ، 20 . على الرغم من أن هذا يمثل نموذجا صالحا، فإنه لا يزال يقدم العديد من التحديات، مثل الحاجة إلى شرط الماوس المتلقي في معظم الحالات للسماح الإنسان هسك صاروخ موجه و إنغرافتمنت أو حاجز عبر الأنواع وأثره غير مفهومة جيدا على التفاعلات خلية الخلية و المهام.
وكان استخدام الأجسام المضادة تحييد والفئران المعدلة وراثيا، جنبا إلى جنب مع زرع الأعضاء، دورا أساسيا في تسليط الضوء على الحوار المعقدة التي هسس الإنسان إنشاء مع ميكرونفيرونمنتس بهم. وقد أدخلت مقدمة وتطوير إنترافيتال ثنائي الفوتون المجهري متحد البؤر هذه الدراسات خطوة إلى الأمام، مما يسمح للتصوير المباشر، عالية الدقة، وديناميكية من نخاع العظام 19 و 20 و 21 و 22 ويوفر أداة قوية ل فونكتيونال توصيف المكروية بم ودوره في تنظيم وظيفة هسك. من أجل الالتفاف على بعض المشاكل الناشئة في النماذج التقليدية زرع الأعضاء، وقد تم تقديم مفهوم هندسة هيكل بم أنسنة إلى الواجهة. دمج المواد الحيوية ومفاهيم زرع الخلايا، وقد أظهرت تقارير جدوى محاكاة العظام البشرية مأرو المكروية في المناطق متباينة 23 ، 24 ، 25 ، 26 ، 27 . هذا يفتح إمكانية استخدام الهندسة الحيوية في نماذج الفأر لدراسة الدم الطبيعي والخبيث البشري 28 ، 29 ، 30 ، 31 ، 32 ، 33 ، 34 ، 35 ، 36 ، 37 ، 38 ، 39 ، أورام الأورام، ورم خبيث 40 ، 41 ، 42 ، 43 ، 44 .
استنادا إلى الخبرة السابقة في هندسة أنسجة العظام وفي الجسم الحي التصوير 19 ، 22 ، 45 ، 46 ، 47 ، 48 ، 49 ، 50 ، 51 ، 52 ، نحن تصف بروتوكول إلى الهندسة الحيوية وصورة حية عضوي النمط الأنسجة بم الإنسان. هذه الهياكل تنشأ من زرع خلايا انسجة مستمدة من الإنسان إلى السقالات المستندة إلى الكولاجين تحت الجلد المطعمة في الفئران عوز المناعة. في تقرير سابق، أثبتنا أن مسس الإنسان ضمان تشكيل المكروية الإنسان كافية ل إنغرافتمنت من خلايا المكونة للدم البشرية 45 . وعلاوة على ذلك، هنا نحن تصف كيف شارك في زرع المكونات البشرية الخلوية بم الأخرىمثل الخلايا البشرية البطانية (هيك) و / أو السيتوكينات الهامة لتكوين العظام (على سبيل المثال، HBMP2)، والتعاون مع همسكس لتوليد ميكرونفيرونمنتس أنسنة مختلفة، والتي يمكن أن تكون حية تصويرها في الموقع .
Protocol
Representative Results
Discussion
أهمية فيما يتعلق بالطرق القائمة:
في هذا البروتوكول، وصفنا طريقة لتوليد ميكرونفيرونمنتس أنسنة مختلفة في الفئران وتصور بنيتهم عن طريق اثنين من الفوتون المجهري والأنسجة. البيانات التمثيلية المقدمة تبين جدوى النهج، وذلك باستخدام خلايا انسجة مختلفة لهندسة الأنسجة أنسنة. بروتوكول لديه تطبيقات محددة لدراسة الخلايا المكونة للدم البشرية ونخاع العظام المشتق الخلايا المتخصصة في الظروف العادية والمرضية. وتشمل هذه التطبيقات دراسة تطور النسيلي، وفحص المخدرات، والتداخل المتبادل بين هسس الإنسان ومكونات انسجة. في المجال الناشئ للهندسة الأنسجة، وقد اقترحت عدة نهج بديلة. وتشمل مقاربات ملاحظة تطوير الهياكل 3D أنسنة بم في المختبر 55 ، 56 ، 57 ،s = "كريف"> 58 ، 59 ، 60 ، 61 ، 62 ، 63 والكسب غير المشروع مثلي من السقالات بم أنسنة في الفئران 64 . نهجنا لديه ميزة الجمع بين كل من تعقيد النظام في الجسم الحي مع سهولة الوصول التشريحية من الكسب غير المشروع الأنسجة أنسنة.
التعديلات وتحري الخلل وإصلاحه:
مصدر التباين في هذا البروتوكول يمكن العثور عليها في اختيار الخلايا المستخدمة لبذور السقالات. في عملنا، استخدمنا همسكس بم المشتقة. ومع ذلك، يمكن الحصول على خلايا الوسيطة من عدة أنسجة، والتي قد تظهر خصائص مميزة اعتمادا على الأصل. لذلك، يمكن النظر في استخدام همسس المستمدة من أجهزة مختلفة. ومع ذلك، يجب اختبار قدرتها على تشكيل أنسجة العظام في الجسم الحي قبل استخدامها في هذا صيستخدم هذا البروتوكول المتاحة تجاريا مصدر الخلايا البطانية البشرية ( أي E4ORF1-ترانسدوسد هوفيك). في الآونة الأخيرة، تم الإبلاغ عن استخدام الخلايا البطانية الخاصة بالأعضاء لأغراض مختلفة 65 ، 66 . وعلاوة على ذلك، يمكن استخدام هيكس الأولية المستمدة من بم تمثل تحسنا للاهتمام للبروتوكول. ولذلك، فإن استخدام مصادر مختلفة من الخلايا البطانية قد تنتج مختلفة في نتائج الجسم الحي .
استخدمنا نسغ الفئران المتلقي المناعة لصالح زرع السقالات المتوافقة مع البشر وتجنب رفض الأنسجة. نحن لا نستبعد إمكانية استخدام هذا البروتوكول لمهندس الأنسجة خارج الرحم نخاع العظام في سلالات الماوس الأخرى. في الواقع، ربم-2 يمكن أن تحفز تكوين العظام في نماذج الثدييات المختلفة 47 ، 48 ، 49 ، 50 <sup>، 52 . ومع ذلك، فإن الاختلافات في بقاء الخلية والزرع على المدى الطويل من المرجح أن يلاحظ باستخدام سلالات / نماذج مختلفة.
توقيت الانتعاش سقالة يمكن أيضا أن تكون مرنة، وهذا يتوقف على الغرض النهائي من التجربة. في بروتوكول المقدمة، ونحن استعادة العينات في 8-12 أسابيع بعد زرع لتقييم إنغرافتمنت المكونة للدم على المدى الطويل. لدراسة الخطوات المبكرة للإنسان تشكيل بم المتخصصة (على سبيل المثال، تشكيل نسيج عظمي غضروفي 47 أو تطوير الأوعية الدموية)، ويمكن اختيار نقاط زمنية مختلفة.
يشار إلى تقنية التصوير الحي وصفنا في هذا البروتوكول للتصوير على المدى القصير من إكسلانتس. ينبغي النظر في استخدام لغرفة معايرتها للحفاظ على درجة حرارة الفسيولوجية، توتر الأوكسجين، وتركيز CO 2 في حالات التصوير على المدى الطويل، مثل لدراسة السلوكيات الحركة.
شارع الحرجةإبس ضمن البروتوكول:
ومن بين التحديات المتعلقة بالبروتوكول، نسلط الضوء على المهارات التقنية المطلوبة لبعض الخطوات. وينبغي استخدام الخلايا الوسيطة والخلايا البطانية في أرقام مرور الخلايا منخفضة. وإلا، فإنها لن تكون قادرة على دعم الإنسان المكونة للدم الخلية إنغرافتمنت في الجسم الحي أو للمشاركة في دي نوفو الأوعية الدموية وتشكيل العظام في الجسم الحي . نوصي باستخدام همسكس و هيكس في الممرات 1 – 5. إعداد سقالة وخلايا البذر الخطوات تتطلب المهارات الأساسية خلية الثقافة والمعرفة من خصائص الخلايا المحددة المستخدمة في هذا الإجراء. بروتوكول الجراحة هو واضح جدا ولكن يتطلب بعض الممارسة. صيانة بيئة معقمة لتجنب تلوث السقالات المزروع في الفئران العوز المناعي أمر بالغ الأهمية لضمان نجاح التجربة. عينة إكسلانت والتصوير الحي تتطلب الممارسة الجراحية (وخاصة بالنسبة لاستخدام ميكرودريل) ومعرفةنظام المجهر. وأخيرا، معالجة العينات والأنسجة تتطلب معرفة أساسية من التقنيات التي سيتم استخدامها.
قيود التقنية:
النهج الذي وصفنا يسمح لتصور الخلايا المكونة للدم الإنسان الحية البذر المكروية نخاع العظام المكروية، مع الخلايا البطانية البشرية تشكيل هياكل الأوعية الدموية والخلايا الوسيطة تشكيل العظام / نخاع العظام الفضاء. كما يتم تشكيل الأنسجة في الجسم الحي ، والسقالة المهندسة النهائية لا تزال تكون خيالية (الإنسان والفئران). وينبغي أن تؤخذ هذه المسألة في الاعتبار، كما أن الأنسجة الخيميائية قد لا تحاكي تماما الإنسان نخاع العظام تعقيد والبيئة.
السقالات المزروع لها حجم محدود (حاولنا بحد أقصى 6.6 × 7.5 × 7 مم)، وبالتالي، فهي قادرة على استضافة عدد محدود من الخلايا لزرع الأعضاء. كما أن العدد المطلق للخلايا المستعادة سيكون محدودا. وبالتالي، ينبغي أن عدد من السقالات المزروعتحسب كدالة لعدد الخلايا المطلوبة للتجربة.
تطبيق التصوير وصفنا مفيد بشكل خاص لمراقبة مساحات كبيرة من الأنسجة الحية على أعماق 150-200 ميكرون من السطح دون تعطيل العمارة وإلحاق الضرر بالخلايا. لذلك، فإنه لا يسمح لتصور السقالة كله. إذا كان مطلوبا مسح كامل من الأنسجة، ومناهج القياسية المناعي سيكون أكثر ملاءمة.
تطبيقات المستقبل:
الاتجاه المستقبلي لهذا النموذج الحيوي سوف يكون لزيادة تعقيد المكونات البشرية في الأنسجة. وقد تقدمت المعرفة وتوصيف البشرية بم المتخصصة في السنوات الأخيرة 67 ، ويمكن أن يكون البروتوكول وصفها منصة مثيرة للاهتمام لدراسة وظيفة هذه المكونات الخلوية الجديدة والعوامل القابلة للذوبان، وكذلك دورها في دعم طبيعي / الخبيثةالنمل هسس.
وعلاوة على ذلك، فإن تقنية التصوير يوفر إمكانية التصوير إنترافيتال من السقالات في الدراسات الطولية، الأمر الذي يتطلب تحسينات تقنية في تصوير السقالات في الفئران الحية، تخدير، مع الانتعاش بعد الجراحة. وسيتطلب هذا النهج اتخاذ خطوات إضافية ويجري حاليا التحقيق فيه في المختبر.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نشكر الموظفين في المرافق الأساسية في معهد فرانسيس كريك (مرفق البحوث البيولوجية، في فيفو التصوير والتجريبية علم التشريح) ويولاندا سافيدرا توريس ومرسيدس سانشيز-غارزون، الأطباء البيطريون في كريك و لري على التوالي، على مساعدتهم القيمة. نحن ممتنون للدكتور W. غراي لقراءة المخطوطة نقديا. تم دعم دب من قبل زمالة البحوث غير السريرية من إها. وقد تم دعم هذا العمل من قبل معهد فرانسيس كريك، الذي يتلقى تمويله الأساسي من أبحاث السرطان في المملكة المتحدة (FC001045)، ومجلس البحوث الطبية في المملكة المتحدة (FC001045)، و الترحيب الثقة (FC001045).
Materials
| Ficoll-Paque | Ge Healthcare | 17-1440-03 | |
| Cd34 positive selection Kit | Stemcell | 18056 | Store a 4°C. |
| Magnet | Stemcell | 18000 | |
| Anti-human CD3 antibody, clone OKT-3 | Bioxcell | BE0001-2 | Store at 4°C. Used for T cell depletion in primary AML samples. |
| Cytokines (IL3, G-CSF, and TPO) | PeproTech | 200-03, 300-23 and 300-18 | For doing the stock: Dilute each one of the cytokines in 100μL of water and mix them. Add 200μL, do alicuots of 45μL and Store at -20°C. |
| DMSO | Sigma | D4540 | |
| FBS | Life technologies | 10270106 | Heat-inactivate at 56°C during 30 minutes, do aliquots and freeze down. Warm in 37°C water bath before use. |
| MEM-α | Invitrogen | 32571-028 | Store at 4°C. Warm in 37°C water bath before use. |
| Myelocult H5100 | corning | 5100 | Store at 4°C. Warm in 37°C water bath before use. |
| 199 | Gibco | 41150-020 | Store at 4°C. Warm in 37°C water bath before use. |
| hMSC-FBS, Heat-inactivated | Gibco | 12662-029 | Store at -20°C. Warm in 37°C water bath before use. |
| P/S | Sigma-Aldrich | P0781 | Store at -20°C. Warm in 37°C water bath before use. |
| ECGS | Millipore | 02-102 | Dilute in culture media and use 0.22 mm filter. |
| HEPES | Sigma-Aldrich | S1558-50ML | Store at 4°C. |
| Heparin | Sigma-Aldrich | H3149 | Store at 4°C. |
| Glutamine | Gibco | 25030 | Store at -20°C. |
| Collagen 1 coated cell culture plate | corning | 354505 | |
| Trypsin-EDTA solution | Thermo-Fisher | 25200056 | Store at -20°C. Warm in 37°C water bath before use. |
| hMSC | Lonza | PT-2501 | Alternatively, hMSCs we also kindly provided by Dr. Dosquet (University Paris Diderot, Paris) from human bone marrow obtained during orthopaedic surgery under ethical approval 10-038 from IRB00006477. |
| VeraVec HUVEC endothelial cells | Angiocrine bioscience | hVera101 | |
| Human hematopoietic cells | Umbilical Cord blood or primary Acute Myeloid Leukemia (AML) samples were obtained from the Royal London Hospital (London, UK) after informed consent and protocol of use was approved by the East London Ethical Committee and carried out in accordance with the Declaration of Helsinki. | ||
| Gelfoam, Size 12-7mm | Pfizer | 00009-0315-08 | |
| PBS | Thermo-Fisher | 10010023 | |
| Surgical material | Multiple | Sterile forceps, tweezers and sharp scissors. | |
| Sterile tissues | Heat-sterilize paper tissues. | ||
| 1 ml Syringe with needle of 25G | Terumo | SS+01H25161 | |
| Ultra Low Attachment Multiple Well Plates | Corning | 3473 or 3471 | |
| BMP2 | Noricum | rhBMP-2 | Dilute at 5 mg/ml in acetic acid 50 mM and store at 4 °C. |
| Thrombin | Sigma | T9010 | Dilute in CaCl2 2%, 500 mL per vial, and store at 4 °C. |
| Fibrinogen | Sigma | F3879 | Dilute at 4 mg/100 mL in PBS. Store at -20C. Warm before use. |
| Tissue-culture dishes 35 mm x 10 mm | Falcon | 353001 | |
| U-Botton 96 well plate | Falcon | 353077 | |
| NSG mice | The Jackson Laboratory | 5557 | NSG mice were a kind gift from Dr Leonard Shultz (The Jackson Laboratory). |
| Chlorhexidine | G9 | Dilute 1:10 before use | |
| Carprofen | Pfizer | Rimadyl | 5 mg/g of mouse |
| Buprenorphine | Alstoe | Vetergesic | 0.1 mg/g of mouse body weight |
| Isoflurane | Abbott | B506 | Induction of anaesthesia 2%, maintenance 1% |
| Trimmer | Wella | Contura HS61 | |
| Surgical glue | 3M | Vetbond | |
| carbomer (polyacrylic acid) as Ophthalmic gel | Novartis | Viscotears Liquid Gel | |
| Human Normal Immunoglobulin | Gammaplex | 10g vial | 100 ml/mouse intravenously, 30 min before infusion of specific antibody. |
| NT-QTracker | Invitrogen | Q21021MP | Vessel-pooling agent. Administrate 15 ml/mouse intravenously 5 min before imaging. |
| AF488-hCD45 | Biolegend | 304017 | 100 ml/mouse intravenously, 30 min before imaging. |
| FITC-hCD31 | BD Pharmigen | 555445 | 100 ml/mouse intravenously, 30 min before imaging. |
| Super glue | Loctite | Super Glue | |
| Micro-Drill Kit | IDEAL – Fisher Scientific | NC9010016 | |
| Microsurgical microscope | No specific brand/company is adviced. | ||
| LSM 710 NLO | Zeiss | Upright confocal microscope with motorized stage, two-photon laser and 20x 1.0 NA water immersion lens. Alternatively, a microscope with similar specifications could be used. | |
| MaiTai “High Performance” fully automated 1-box 517 mode-locked Ti:Sapphire laser with DeepSee dispersion compensation | Spectra-Physics | ||
| Formalin solution, neutral buffered, 10% | Sigma-Aldrich | HT501128 | |
| Ethanol | Sigma-Aldrich | 32294 | |
| Osteosoft | Millipore | 1.01728.1000 | |
| Polysine slices | Thermo scientific | J2800AMNZ | |
| Antigen unmasking solution | Vector | H-3300 | Store at 4 °C. Dilute 1:100 in H2O for working solution. |
| Triton 100x | Sigma-Aldrich | T9284 | |
| Bovine serum albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A96470 | Store at 4 °C. |
| Normal Goat serum (NGS) | Sigma-Aldrich | G9023 | Store at 4 °C. |
| Endomucin Antibody | Santa Cruz | sc-65495 | Store at 4 °C. |
| hVimentin antibody | Santa Cruz | sc-6260 | Store at 4 °C. |
| hCD31 antibody | DAKO | M0823 | Store at 4 °C. |
| hCD45 antibody | DAKO | M0701 | Store at 4 °C. |
| ADRP (Perilipin2) | antibodies-online | ABIN283918 | Store at 4 °C. |
| Goat anti mouse secondary antibodies | Invitrogen | A11029 or A11005 | Store at 4 °C. |
| Goat anti Rabbit secondary antibodies | Invitrogen | A11037 or A11008 | Store at 4 °C. |
| Goat anti Rat secondary antibodies | Invitrogen | A11007 or A21247 | Store at 4 °C. |
| Sudan Black | Sigma | S2380 | Prepare a stock of 1% sudan black in ethanol 70%. Store at RT. Prepare working solution of 0.1% sudan black in ethanol 70% and filter using filter-paper before use. |
| DAPI | Sigma | D8417 | Prepare stock in H20 at 100 mg/mg. Store at 4 °C. |
| Fluorescent mounting media | Dako | S3023 | Add DAPI before use (1:400 from DAPI stock). |
| Cover glass | VWR | 631-0147 |
References
- Hoggatt, J., Kfoury, Y., Scadden, D. T. Hematopoietic Stem Cell Niche in Health and Disease. Annu Rev Pathol. 11, 555-581 (2016).
- Hanoun, M., et al. Acute myelogenous leukemia-induced sympathetic neuropathy promotes malignancy in an altered hematopoietic stem cell niche. Cell Stem Cell. 15 (3), 365-375 (2014).
- Frisch, B. J., et al. Functional inhibition of osteoblastic cells in an in vivo mouse model of myeloid leukemia. Blood. 119 (2), 540-550 (2012).
- Zhang, B., et al. Altered microenvironmental regulation of leukemic and normal stem cells in chronic myelogenous leukemia. Cancer Cell. 21 (4), 577-592 (2012).
- Schepers, K., et al. Myeloproliferative neoplasia remodels the endosteal bone marrow niche into a self-reinforcing leukemic niche. Cell Stem Cell. 13 (3), 285-299 (2013).
- Krause, D. S., et al. Differential regulation of myeloid leukemias by the bone marrow microenvironment. Nat Med. 19 (11), 1513-1517 (2013).
- Mendez-Ferrer, S., Scadden, D. T., Sanchez-Aguilera, A. Bone marrow stem cells: current and emerging concepts. Ann N Y Acad Sci. 1335, 32-44 (2015).
- Boulais, P. E., Frenette, P. S. Making sense of hematopoietic stem cell niches. Blood. 125 (17), 2621-2629 (2015).
- Ding, L., Morrison, S. J. Haematopoietic stem cells and early lymphoid progenitors occupy distinct bone marrow niches. Nature. 495 (7440), 231-235 (2013).
- Kunisaki, Y., et al. Arteriolar niches maintain haematopoietic stem cell quiescence. Nature. 502 (7473), 637-643 (2013).
- Pinho, S., et al. PDGFRalpha and CD51 mark human nestin+ sphere-forming mesenchymal stem cells capable of hematopoietic progenitor cell expansion. J Exp Med. 210 (7), 1351-1367 (2013).
- Mizoguchi, T., et al. Osterix marks distinct waves of primitive and definitive stromal progenitors during bone marrow development. Dev Cell. 29 (3), 340-349 (2014).
- Zhou, P., Wang, Y., Li, D., Hu, S. Y., Chen, G. H. Therapeutic efficacy of mixed hematopoietic stem cell transplantation for pediatric hematologic diseases. Zhongguo Shi Yan Xue Ye Xue Za Zhi. 22 (2), 434-439 (2014).
- Sugiyama, T., Kohara, H., Noda, M., Nagasawa, T. Maintenance of the hematopoietic stem cell pool by CXCL12-CXCR4 chemokine signaling in bone marrow stromal cell niches. Immunity. 25 (6), 977-988 (2006).
- Tzeng, Y. S., et al. Loss of Cxcl12/Sdf-1 in adult mice decreases the quiescent state of hematopoietic stem/progenitor cells and alters the pattern of hematopoietic regeneration after myelosuppression. Blood. 117 (2), 429-439 (2011).
- Pearce, D. J., et al. AML engraftment in the NOD/SCID assay reflects the outcome of AML: implications for our understanding of the heterogeneity of AML. Blood. 107 (3), 1166-1173 (2006).
- Sanchez, P. V., et al. A robust xenotransplantation model for acute myeloid leukemia. Leukemia. 23 (11), 2109-2117 (2009).
- Uzan, B., et al. Interleukin-18 produced by bone marrow-derived stromal cells supports T-cell acute leukaemia progression. EMBO Mol Med. 6 (6), 821-834 (2014).
- Foster, K., et al. Different Motile Behaviors of Human Hematopoietic Stem versus Progenitor Cells at the Osteoblastic Niche. Stem Cell Reports. 5 (5), 690-701 (2015).
- Hawkins, E. D., et al. T-cell acute leukaemia exhibits dynamic interactions with bone marrow microenvironments. Nature. 538 (7626), 518-522 (2016).
- Lo Celso, C., et al. Live-animal tracking of individual haematopoietic stem/progenitor cells in their niche. Nature. 457 (7225), 92-96 (2009).
- Lassailly, F., Foster, K., Lopez-Onieva, L., Currie, E., Bonnet, D. Multimodal imaging reveals structural and functional heterogeneity in different bone marrow compartments: functional implications on hematopoietic stem cells. Blood. 122 (10), 1730-1740 (2013).
- Holzapfel, B. M., Wagner, F., Thibaudeau, L., Levesque, J. P., Hutmacher, D. W. Concise review: humanized models of tumor immunology in the 21st century: convergence of cancer research and tissue engineering. Stem Cells. 33 (6), 1696-1704 (2015).
- Scotti, C., et al. Engineering of a functional bone organ through endochondral ossification. Proc Natl Acad Sci USA. 110 (10), 3997-4002 (2013).
- Scotti, C., et al. Recapitulation of endochondral bone formation using human adult mesenchymal stem cells as a paradigm for developmental engineering. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (16), 7251-7256 (2010).
- Kuznetsov, S. A., et al. Single-colony derived strains of human marrow stromal fibroblasts form bone after transplantation in vivo. J Bone Miner Res. 12 (9), 1335-1347 (1997).
- Bianco, P., Robey, P. G. Skeletal stem cells. Development. 142 (6), 1023-1027 (2015).
- Vaiselbuh, S. R., Edelman, M., Lipton, J. M., Liu, J. M. Ectopic human mesenchymal stem cell-coated scaffolds in NOD/SCID mice: an in vivo model of the leukemia niche. Tissue Eng Part C Methods. 16 (6), 1523-1531 (2010).
- Groen, R. W., et al. Reconstructing the human hematopoietic niche in immunodeficient mice: opportunities for studying primary multiple myeloma. Blood. 120 (3), e9-e16 (2012).
- Chen, Y., et al. Human extramedullary bone marrow in mice: a novel in vivo model of genetically controlled hematopoietic microenvironment. Blood. 119 (21), 4971-4980 (2012).
- Reinisch, A., et al. A humanized bone marrow ossicle xenotransplantation model enables improved engraftment of healthy and leukemic human hematopoietic cells. Nat Med. 22 (7), 812-821 (2016).
- Sontakke, P., et al. Modeling BCR-ABL and MLL-AF9 leukemia in a human bone marrow-like scaffold-based xenograft model. Leukemia. 30 (10), 2064-2073 (2016).
- Theocharides, A. P., Rongvaux, A., Fritsch, K., Flavell, R. A., Manz, M. G. Humanized hemato-lymphoid system mice. Haematologica. 101 (1), 5-19 (2016).
- Antonelli, A., et al. Establishing human leukemia xenograft mouse models by implanting human bone marrow-like scaffold-based niches. Blood. 128 (25), 2949-2959 (2016).
- Holzapfel, B. M., et al. Tissue engineered humanized bone supports human hematopoiesis in vivo. Biomaterials. 61, 103-114 (2015).
- Reinisch, A., et al. Epigenetic and in vivo comparison of diverse MSC sources reveals an endochondral signature for human hematopoietic niche formation. Blood. 125 (2), 249-260 (2015).
- Lee, J., et al. Implantable microenvironments to attract hematopoietic stem/cancer cells. Proc Natl Acad Sci USA. 109 (48), 19638-19643 (2012).
- Lee, J., Heckl, D., Parekkadan, B. Multiple genetically engineered humanized microenvironments in a single mouse. Biomater Res. 20 (19), 1-13 (2016).
- Ho, M. S., Medcalf, R. L., Livesey, S. A., Traianedes, K. The dynamics of adult haematopoiesis in the bone and bone marrow environment. Br J Haematol. 170 (4), 472-486 (2015).
- Bersani, F., et al. Bioengineered implantable scaffolds as a tool to study stromal-derived factors in metastatic cancer models. Cancer Res. 74 (24), 7229-7238 (2014).
- Thibaudeau, L., et al. Mimicking breast cancer-induced bone metastasis in vivo: current transplantation models and advanced humanized strategies. Cancer Metastasis Rev. 33 (2-3), 721-735 (2014).
- Holzapfel, B. M., et al. Species-specific homing mechanisms of human prostate cancer metastasis in tissue engineered bone. Biomaterials. 35 (13), 4108-4115 (2014).
- Thibaudeau, L., Holzapfel, B. M., Hutmacher, D. W. Humanized mice models for primary bone tumor and bone metastasis research. Cell Cycle. 14 (14), 2191-2192 (2015).
- Thibaudeau, L., et al. A tissue-engineered humanized xenograft model of human breast cancer metastasis to bone. Dis Model Mech. 7 (2), 299-309 (2014).
- Abarrategi, A., Foster, K., Hamilton, A., Mian, S., Passaro, D., Gribben, J., Mufti, G., Bonnet, D. Versatile humanized niche model enables study of normal and malignant human hematopoiesis. J Clin Invest. 127 (2), (2017).
- Abarrategi, A., et al. In vivo ectopic implantation model to assess human mesenchymal progenitor cell potential. Stem Cell Rev. 9 (6), 833-846 (2013).
- Rubio, R., et al. Bone environment is essential for osteosarcoma development from transformed mesenchymal stem cells. Stem Cells. 32 (5), 1136-1148 (2014).
- Abarrategi, A., et al. Multiwall carbon nanotube scaffolds for tissue engineering purposes. Biomaterials. 29 (1), 94-102 (2008).
- Abarrategi, A., et al. Gene expression profile on chitosan/rhBMP-2 films: A novel osteoinductive coating for implantable materials. Acta Biomater. 5 (7), 2633-2646 (2009).
- Abarrategi, A., et al. Biological properties of solid free form designed ceramic scaffolds with BMP-2: in vitro and in vivo evaluation. PLoS One. 7 (3), e34117 (2012).
- Abarrategi, A., et al. Chitosan scaffolds for osteochondral tissue regeneration. J Biomed Mater Res A. 95 (4), 1132-1141 (2010).
- Abarrategi, A., et al. Improvement of porous beta-TCP scaffolds with rhBMP-2 chitosan carrier film for bone tissue application. Tissue Eng Part A. 14 (8), 1305-1319 (2008).
- Prasain, N., Meador, J. L., Yoder, M. C. Phenotypic and functional characterization of endothelial colony forming cells derived from human umbilical cord blood. J Vis Exp. (62), (2012).
- JoVE Science Education Database. General Laboratory Techniques. Histological Sample Preparation for Light Microscopy. J Vis Exp. , (2016).
- Hong, J. K., Yun, J., Kim, H., Kwon, S. Three-dimensional culture of mesenchymal stem cells. Tissue Eng Regen Med. 12 (4), 211-221 (2015).
- Bara, J. J., et al. Three-dimensional culture and characterization of mononuclear cells from human bone marrow. Cytotherapy. 17 (4), 458-472 (2015).
- Dong, H. W., Qin, S., Rafailovich, M., Ma, Y. Developing an Optimal Biofunctional Scaffold for Hematopoietic Stem Cell Quiescent Maintenance and Expansion. N Am J Med Sci. 8 (2), (2015).
- Raic, A., Rodling, L., Kalbacher, H., Lee-Thedieck, C. Biomimetic macroporous PEG hydrogels as 3D scaffolds for the multiplication of human hematopoietic stem and progenitor cells. Biomaterials. 35 (3), 929-940 (2014).
- Miyoshi, H., Morita, M., Ohshima, N., Sato, C. Expansion of mouse hematopoietic progenitor cells in three-dimensional cocultures on frozen-thawed stromal cell layers formed within porous scaffolds. Exp Hematol. 43 (2), 115-124 (2015).
- Cuddihy, M. J., Wang, Y., Machi, C., Bahng, J. H., Kotov, N. A. Replication of bone marrow differentiation niche: comparative evaluation of different three-dimensional matrices. Small. 9 (7), 1008-1015 (2013).
- Sharma, M. B., Limaye, L. S., Kale, V. P. Mimicking the functional hematopoietic stem cell niche in vitro: recapitulation of marrow physiology by hydrogel-based three-dimensional cultures of mesenchymal stromal cells. Haematologica. 97 (5), 651-660 (2012).
- Leisten, I., et al. 3D co-culture of hematopoietic stem and progenitor cells and mesenchymal stem cells in collagen scaffolds as a model of the hematopoietic niche. Biomaterials. 33 (6), 1736-1747 (2012).
- Ferreira, M. S., et al. Cord blood-hematopoietic stem cell expansion in 3D fibrin scaffolds with stromal support. Biomaterials. 33 (29), 6987-6997 (2012).
- Baldwin, J. G., et al. Periosteum tissue engineering in an orthotopic in vivo platform. Biomaterials. 121, 193-204 (2017).
- Rafii, S., Butler, J. M., Ding, B. S. Angiocrine functions of organ-specific endothelial cells. Nature. 529 (7586), 316-325 (2016).
- Seandel, M., et al. Generation of a functional and durable vascular niche by the adenoviral E4ORF1 gene. Proc Natl Acad Sci USA. 105 (49), 19288-19293 (2008).
- Medyouf, H. The microenvironment in human myeloid malignancies: emerging concepts and therapeutic implications. Blood. 129 (12), 1617-1626 (2017).
