Summary

Wirbelsäule Neuronen Isolierung und Kultur aus neonatalen Mäusen

Published: July 11, 2017
doi:

Summary

Diese Studie stellt eine Technik für die Isolierung von Neuronen aus WT neonatalen Mäusen vor. Es erfordert die sorgfältige Sezierung des Rückenmarks aus der neonatalen Maus, gefolgt von der Trennung von Neuronen aus dem Rückenmarksgewebe durch mechanische und enzymatische Spaltung.

Abstract

Wir stellen ein Protokoll für die Isolierung und Kultur der Rückenmark Neuronen. Die Neuronen werden aus neonatalen C57BL / 6-Mäusen gewonnen und sind am postnatalen Tag 1-3 isoliert. Ein Mausstreu, in der Regel 4-10 Welpen aus einem Zuchtpaar geboren, ist für ein Experiment gesammelt, und Wirbelsäule werden einzeln von jeder Maus nach Euthanasie mit Isofluran gesammelt. Die Wirbelsäule wird ausgeschnitten und dann wird das Rückenmark aus der Säule entnommen. Die Wirbelsäule werden dann gehackt, um die Oberfläche der Abgabe für eine enzymatische Protease zu erhöhen, die es ermöglicht, dass die Neuronen und andere Zellen aus dem Gewebe freigesetzt werden. Trituration wird dann verwendet, um die Zellen in Lösung freizusetzen. Diese Lösung wird anschließend in einem Dichtegradienten fraktioniert, um die verschiedenen Zellen in Lösung zu trennen, wodurch Neuronen isoliert werden können. Etwa 1-2,5 x 10 6 Neuronen können aus einer Wurfgruppe isoliert werden. Die Neuronen werden dann auf mit Klebstoff beschichteten Wells ausgesätRs, die für ein angemessenes Wachstum und Reifung zu ermöglichen. Die Neuronen dauern ca. 7 Tage, um die Reife im Wachstums- und Kulturmedium zu erreichen und können danach zur Behandlung und Analyse verwendet werden.

Introduction

Das Verständnis der Rückenmarkpathologie erfordert die Verwendung verschiedener Modelle, sowohl auf makroskopischer als auch auf mikroskopischer Ebene. Große und kleine Tiermodelle 1 , 2 , 3 werden für in vivo Untersuchungen von Rückenmarkserkrankungen und Verletzungen verwendet. Während das Studium dieser Probleme in vivo hat seine Verdienste, ist die Analyse des Rückenmarks auf ganze Rückenmark-Homogenat oder Gewebe-Abschnitte 4 begrenzt . Dies schafft eine gewisse Unklarheit beim Versuch, spezifische Reaktionen und Ziele im Rückenmark unter seinen residenten Neuronen und umgebenden Glia zu isolieren. Die zunehmende Verfügbarkeit von genetisch manipulierten Mäusen ermöglicht detailliertere Untersuchungen der Biologie auf zellulärer und molekularer Ebene. So wird hier ein neonatales Mausmodell verwendet, das die Untersuchung der einzigartigen Eigenschaften und der Biologie der Rückenmark-Neuronen in vitro ermöglicht .

Die Isolierung und Aufrechterhaltung von Neuronen in vitro ist nicht besonders einfach. Es gibt eine relative Häufigkeit von Techniken für die Neuronisolation aus dem kortikalen Gewebe von adulten Nagetieren, die in einer beträchtlichen Anzahl von isolierten Neuronen ( dh Millionen) 5 , 6 , 7. Im Gegensatz dazu ist die Ausbeute an Neuronen aus dem Rückenmarkgewebe geringer, 8 , 9 , 10 , zum Teil aufgrund der geringeren Gewebemasse. Darüber hinaus gibt es bei Mäusen eine relative Mangel an Techniken zur Isolierung von Neugeborenen Rückenmarksneuronen und bestehende Methoden sind durch niedrigere Neuronenausbeuten ( dh Hunderte) 9 oder mühsame und ressourcenschonende Techniken begrenzt, die die Isolierung von embryonalen Mäusen erfordern 10 .

In diesem Protokoll, wirVerwenden Sie eine Technik, die die kosten- und ressourcenwirksame Isolierung einer beträchtlichen Anzahl von Neuronen aus den Rückenmarken von Neugeborenen ermöglicht. Wie es bei bisher veröffentlichten Techniken üblich ist, verwenden wir Papain als enzymatische Protease und erlauben die Freisetzung von Neuronen aus dem Rückenmarksgewebe 5 , 6 . Darüber hinaus verwenden wir einen Dichtegradienten für die raffinierte Zelltrennung, der sich bisher als wirksam erwiesen hat 6 , 10 . Während das Medium, in dem die Zellen inkubiert werden, in unserer Erfahrung variieren kann und wie bereits veröffentlicht 11 , ergänzt sich die Ergänzung mit frischem B27-Kulturmedium-Supplement als kritisch für die Neuron-Langlebigkeit. Die Neuronen sind typischerweise für bis zu 10 Tage lebensfähig, so dass eine Behandlung durchgeführt werden kann.

Protocol

Die Pflege und Behandlung von Tieren in diesem Verfahren wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee an der University of Colorado durchgeführt. 1. Vorbereitung von Lösungen Bereiten und lagern Sie alle Lösungen bei geeigneten Temperaturen, wie in Tabelle 1 gezeigt . 2. Beschichtungsbrunnen und -rutschen HINWEIS: Neuronen haften nicht gut an Kunststof…

Representative Results

Mit dieser Technik erlaubt ein einzelner Wurf (4-10 Welpen) die Isolierung von 1-2,5 10 6 Neuronen, die für die Aussaat auf Kulturplatten geeignet sind. Typischerweise werden 4-8 Vertiefungen in der oben erwähnten Konzentration ( dh 300.000 Zellen / ml) ausgesät. Abbildung 3 zeigt das Auftreten von Neuronen in dieser Konzentration nach einer Woche in der Kultur bei der Nieder- ( a ) und der Hoch- ( b )…

Discussion

Diese Technik ermöglicht die zuverlässige Kultur der Rückenmark Neuronen. Sobald die Technik erreicht ist, dauert es ca. 3,5 Stunden. Wir konnten die Isolierung von Neuronen aus 2 getrennten Würfen (16 Mäuse insgesamt) in ca. 4 h durchführen. Der entscheidende Schritt in der Machbarkeit ist es, die Rückenmarke von den Mäusen kompetent zu extrahieren. Die Ausbeute ermöglicht das Plattieren von mehreren Vertiefungen und die Fähigkeit, die Neuronen unter verschiedenen Bedingungen zu testen. Wir konnten die Neuron…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren haben keine Anerkennung.

Materials

Hibernate A Medium – 500 mL Thermo-Fisher A1247501 https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/A1247501
Hibernate A Minus Calcium – 500 mL Brainbits HA-Ca http://www.brainbitsllc.com/hibernate-a-minus-calcium/
Glutamax 100X – 100 mL Thermo-Fisher 35050061 https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/35050079
B27 Supplement 50X – 10 mL Thermo-Fisher 17504044 https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/17504044
Papain, Lyophilized – 100 mg Worthington LS003119 http://www.worthington-biochem.com/pap/cat.html
Neurobasal A Medium – 500 mL Thermo-Fisher 10888022 https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/10888022
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Thermo-Fisher 15140122 https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/15140122
Poly-D-lysine hydrobromide – 5 mg Sigma-Aldrich P6407-5MG http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p6407?lang=en&region=US
Mouse Laminin – 1 mg Thermo-Fisher 23017015 https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/23017015
Trypan Blue – 20 mL Sigma-Aldrich T8154-20ML http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/t8154?lang=en&region=US
OptiPrep Density Gradient Medium – 250 mL Sigma-Aldrich D1556-250ML http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/d1556?lang=en&region=US
Dichlorodimethylsilane (DMDCS, Sigma Silicoat) Sigma-Aldrich 440272-100ML http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/440272?lang=en&region=US
Chloroform Sigma-Aldrich 288306-1L http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/288306?lang=en&region=US
Glass Pippette – 9" Sigma-Aldrich 13-678-20C http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/cls7095d9?lang=en&region=US
Pipette bulb – 5 mL Sigma-Aldrich Z186678-3EA http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/z186678?lang=en&region=US&cm_sp=Insite-_-prodRecCold_xviews-_-prodRecCold10-1
BRAND® Petri dish, glass – 60×15 mm Sigma-Aldrich BR455717-10EA http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/br455717?lang=en&region=US
Sterile 24 Well Cell Culture Plate Sigma-Aldrich M8812-100EA http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/m8812?lang=en&region=US
Hausser Hemacytometer (glass counting chamber) Fischer Scientific 02-671-6 https://www.fishersci.com/shop/products/hausser-bright-line-phase-hemacytometer-hemacytometer/026716
Glass Slides – 12 mm sterile cover glass – uncoated Neuvitro GG-12-1.5-Pre http://www.neuvitro.com/german-coverslip-12mm-diameter.htm
NeuN Rabbit Monoclonal Antibody – 100 µL Abcam ab177487 After fixing in paraformaldehyde and blocking with 5% BSA, cells on a 12 mm coverslip were incubated in the antibody diluded to 1:200 for 18 hours in 4 °C
MAP-2 Mouse Monoclonal Antibody – 50 µL Abcam ab11267 After fixing in paraformaldehyde and blocking with 5% BSA, cells on a 12 mm coverslip were incubated in the antibody diluded to 1:500 for 18 hours in 4 °C

References

  1. Qayumi, A. K., et al. Animal model for investigation of spinal cord injury caused by aortic cross-clamping. J Invest Surg. 10 (1-2), 47-52 (1997).
  2. Fang, B., et al. Ischemic preconditioning protects against spinal cord ischemia-reperfusion injury in rabbits by attenuating blood spinal cord barrier disruption. Int J Mol Sci. 14 (5), 10343-10354 (2013).
  3. Taira, Y., Marsala, M. Effect of proximal arterial perfusion pressure on function, spinal cord blood flow, and histopathologic changes after increasing intervals of aortic occlusion in the rat. Stroke. 27 (10), 1850-1858 (1996).
  4. Stoppini, L., Buchs, P. -. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J Neurosci Methods. 37 (2), 173-182 (1991).
  5. Ahlemeyer, B., Baumgart-Vogt, E. Optimized protocols for the simultaneous preparation of primary neuronal cultures of the neocortex, hippocampus and cerebellum from individual newborn (P0. 5) C57Bl/6J mice. J Neurosci Methods. 149 (2), 110-120 (2005).
  6. Brewer, G. J., Torricelli, J. R. Isolation and culture of adult neurons and neurospheres. Nat Protoc. 2 (6), 1490-1498 (2007).
  7. Banker, G. A., Cowan, W. M. Rat hippocampal neurons in dispersed cell culture. Brain Res. 126 (3), 397-425 (1977).
  8. Graber, D. J., Harris, B. T. Purification and culture of spinal motor neurons from rat embryos. Cold Spring Harb Protoc. 2013 (4), 319-326 (2013).
  9. Anderson, K. N., Potter, A. C., Piccenna, L. G., Quah, A. K., Davies, K. E., Cheema, S. S. Isolation and culture of motor neurons from the newborn mouse spinal cord. Brain Res Prot. 12 (3), 132-136 (2004).
  10. Gingras, M., Gagnon, V., Minotti, S., Durham, H. D., Berthod, F. Optimized protocols for isolation of primary motor neurons, astrocytes and microglia from embryonic mouse spinal cord. J Neurosci Methods. 163 (1), 111-118 (2007).
  11. Brewer, G. J., et al. Optimized survival of hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a new serum-free medium combination. J Neurosci Res. 35 (5), 567-576 (1993).
  12. Fang, B., et al. Ischemic preconditioning protects against spinal cord ischemia-reperfusion injury in rabbits by attenuating blood spinal cord barrier disruption. Int J Mol Sci. 14 (5), 10343-10354 (2013).
  13. Su, M., Zhong, W., Ren, S. Dose-dependent protection of reseveratrol against spinal cord ischemic-reperfusion injury in rats. Trop J Pharm Res. 15 (6), 1225-1233 (2016).
  14. Haapanen, H., et al. Remote ischemic preconditioning protects the spinal cord against ischemic insult: An experimental study in a porcine model. J Thorac Cardiovasc Surg. 151 (3), 777-785 (2016).
  15. Conrad, M. F., Ye, J. Y., Chung, T. K., Davison, J. K., Cambria, R. P. Spinal cord complications after thoracic aortic surgery: long-term survival and functional status varies with deficit severity. J Vasc Surg. 48 (1), 47-53 (2008).
  16. Wong, D. R., et al. Delayed spinal cord deficits after thoracoabdominal aortic aneurysm repair. Ann Thorac Surg. 83 (4), 1345-1355 (2007).
  17. Freeman, K. A., et al. Alpha-2 agonist attenuates ischemic injury in spinal cord neurons. J Surg Res. 195 (1), 21-28 (2015).
  18. Freeman, K. A., et al. Spinal cord protection via alpha-2 agonist-mediated increase in glial cell-line-derived neurotrophic factor. J Thorac Cardiovasc Surg. 149 (2), 578-586 (2015).

Play Video

Cite This Article
Eldeiry, M., Yamanaka, K., Reece, T. B., Aftab, M. Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice. J. Vis. Exp. (125), e55856, doi:10.3791/55856 (2017).

View Video