Summary

Isolatie en Flowcytometrische karakterisatie van muizen dunne darm lymfocyten

Published: May 08, 2016
doi:

Summary

There is growing interest in the quantitative characterization of intestinal lymphocytes owing to increasing recognition that these cells play a critical role in a variety of intestinal and systemic diseases. In this protocol, we describe how to isolate single cell populations from different small-intestinal compartments for subsequent flow cytometric characterization.

Abstract

De ingewanden – die het grootste aantal immuuncellen van elk orgaan in het lichaam te bevatten – worden voortdurend blootgesteld aan vreemde antigenen, zowel microbiële en dieet. Gegeven een beter begrip dat deze luminale antigenen meehelpen aan de immuunreactie en vorming van immuuncellen in de darm is essentieel voor een aantal systemische aandoeningen, is er toegenomen belangstelling voor het karakteriseren van de intestinale immuunsysteem. Echter, vele gepubliceerde protocollen lastig en tijdrovend. We presenteren hier een eenvoudige protocol voor de isolatie van lymfocyten uit de dunne darm lamina propria, intra-epitheliale laag en plaques van Peyer die snel, reproduceerbaar en vereist geen moeizame Percoll gradiënten. Hoewel het protocol staat de dunne darm, maar ook voor de analyse van de dikke darm. Bovendien zetten we enkele aspecten die extra optimalisatie kan nodig zijn afhankelijk van de specifieke wetenschappelijke wachtrijentie. Deze benadering resulteert in de isolatie van grote aantallen levensvatbare lymfocyten die vervolgens kan worden gebruikt voor flowcytometrische analyse of alternatieve wijze van karakterisering.

Introduction

De belangrijkste taak van de dunne darm wordt vaak beschouwd als de vertering en opname van voedingsstoffen 1 zijn. Hoewel deze metabole functie duidelijk essentieel, heeft de dunne darm een even belangrijke rol in de gastheer te beschermen tegen de voortdurende versperring van antigenen uit de omgeving binnen het lumen 2. Het darmkanaal scheidt de buitenwereld (bv., Luminale antigenen) uit de interne omgeving van de gastheer met een epitheellaag dat slechts één cel laag dik. Als zodanig, de dunne darm immuunsysteem de enorme taak van een sluitende drempel reactiviteit, waardoor vreemde antigenen uit de voeding en commensale bacteriën aan het slijmvlies voeren met minimale of geen immuunrespons tijdens het monteren een robuuste respons tegen binnendringende pathogenen en andere "schadelijk" antigenen. Overmatige of ongepaste immuunreacties op deze antigenen kunnen leiden tot een pathologische aandoening (bv., Inflammatory darmziekte, type I diabetes, multiple sclerose), en moet worden vermeden 3-6.

In het algemeen wordt het maagdarmkanaal beschouwd als de grootste immuun orgaan in het lichaam vertegenwoordigen, met meer dan 70% van antilichaam uitscheidende cellen 7. De kleine-intestinale immuunsysteem is opgebouwd uit 3 hoofdvakken – de lamina propria (LP), de intra-epitheliale laag en plaques van Peyer (PPS) – die elk bevat een opvallende groep van lymfocyten 2. De LP lymfocyten (LPLs) primair TCRαβ + T-cellen met ~ 20% B-cellen; intra-epitheliale lymfocyten (IELs) bevatten zeer weinig B-cellen meer TCRγδ + T cellen dan TCRαβ + T-cellen; en PP, die secundaire lymfoïde organen ingebed in de kleine darmwand zijn, bevatten ~ 80% B-cellen. Hoewel elk van deze anatomische gebieden heeft iets verschillende functies en ontologische bases, functioneren ze in aharmonized mode naar de host van pathogene beledigingen beschermen.

Verder groeit de waardering die de microbiota een bepalende factor voor de ontwikkeling van de intestinale immuunsysteem, met toenemende erkenning van de verwante relatie tussen specifieke microben en de ontogenie van bepaalde cellijnen 8,9. Aangezien bovendien vorming van de intestinale immuunsysteem beïnvloedt immuunresponsen in anatomisch afstand gelegen plaatsen (bv. Artritis, multiple sclerose, pneumonie), is gebleken dat de ontwikkeling van de intestinale immuunsysteem meer ziekteprocessen relevant is dan eerder opgenomen 10 -12. Als zodanig heeft interesse in kwantitatief beoordelen van de intestinale immuunsysteem verlengd tot na gastheer-pathogeen interacties om nu ook gastheer-commensaal interacties en de pathogenese van vele systemische ziekten ook.

Gezien de verschillen in de huidige methodenisolatie van intestinale lymfocyten, een methode die is geoptimaliseerd voor opbrengst, levensvatbaarheid en consistentie waarbij een evenwicht de benodigde tijd steeds belangrijker. Protocollen die Percoll gradiënten betrekken zijn tijd en arbeidsintensief en mogelijk meer kans op menselijke fouten, wat leidt tot variabele opbrengst en uitvoerbaarheid 13. Hierin geven we een geoptimaliseerd protocol voor de isolatie en karakterisering van lymfocyten uit alle 3 dunne darm immune compartimenten. Daarbij komt steeds meer belangstelling microbe-geïnduceerde veranderingen in het mucosale immuunsysteem, nemen we stappen die kunnen worden gebruikt om de horizontale overdracht van micro-organismen tussen muizen om te bepalen hoe deze veranderingen kwantitatief beïnvloeden de intestinale immuunsysteem.

Protocol

Alle studies werden uitgevoerd onder strikte toetsing en richtlijnen op basis van de Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) aan de Harvard Medical School, waar de veterinaire normen van de American Association for Laboratory Animal Science (AALAS) in te stellen voldoet. 1. horizontale overdracht van bacteriën via Co-behuizing (optioneel) Om exogene besmetting te minimaliseren (in het bijzonder bij gebruik van gnotobiotische muizen), oefenen aseptische techniek tijdens het monteren sterie…

Representative Results

Flow cytometrische analyse van enkelvoudige celsuspensies van dunne darm lymfocyten zou een discrete populatie van cellen die soortgelijke voorwaartse en zijwaartse verstrooiing karakteristieken als splenocyten (Figuren 1A en 1B) hebben verkregen. De lymfocyten kan beginnen te sterven als het weefsel tijdens de eerste stadia van de isolatie niet bij 4 ° C wordt gehouden, waardoor de lymfocyt populatie een onderste voorwaartse verstrooiing en zijn moeilijker te scheiden …

Discussion

We presenteren een protocol voor de isolatie en flow cytometrische karakterisatie van small-intestinale lymfocyten, met inbegrip van de LPLs, IELs en lymfocyten in de PP. Voor diegenen die geïnteresseerd zijn in de evaluatie van hoe veranderingen in de microbiota van invloed op de dunne darm immuunsysteem, we detail de eenvoudige stappen die betrokken zijn bij de horizontale overdracht van organismen tussen de muizen die verschillende microbiotas. Hoewel dit protocol is gericht op de dunne darm, de procedure is hetzelf…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

NKS is supported by NIH award K08 AI108690.

Materials

Sterile Gloves Kimberly-Clark 555092
sterile mouse cage Innovive MS2-AD contains lid, cage bottom, and alpha-dri bedding
metal feeder Innovive M-FEED
water bottle Innovive M-WB-300
card holder Innovive CRD-HLD-H
autoclavable rodent chow (NIH-31M) Zeigler 4131207530
RPMI medium 1640 Gibco 11875-119
dithiothreitol (DTT) Sigma D5545-5G
0.5 M EDTA (pH 8.0) Ambion AM9262
fetal bovine serum (FBS) GemBio 100-510
dispase II Invitrogen 17105-041 the concentration in the protocol is based on an activity level of 1.878 U/mg
collagenase, type II  Invitrogen 17101-015 the concentration in the protocol is based on an activity level of 245 U/mg
dissecting scissors Roboz RS-5882
feeding needle (18 G, 2" length) Roboz FN-7905
10 ml syringe BD 305482
PBS Gibco 14190-250
Disposable Scalpel (15 blade) Miltex 4-415
curved forceps Roboz RS-5211
straight forceps Roboz RS-5132
multi-purpose cups, 120 ml VWR 89009-662
stir bar VWR 58949-062
multi-position stir plate, 9-position VWR 12621-048
stainless steel conical strainer, 3 inch  RSVP
1.5 ml tube Eppendorf 0030 125.150
100 μm cell strainer Falcon 08-771-19
40 μm cell strainer Falcon 08-771-1
50 mL conical tube Falcon 352098
1 ml syringe BD 309659
96-well plate, round-bottom Corning 3799
anti-mouse CD16/32 (Fc block) Biolegend 101320
(optional) fixable viability dye eFluor 780 eBiosciences 65-0865-18
10% formalin, neutral buffered Thermo Scientific 5725

References

  1. Cummings, D. E., Overduin, J. Gastrointestinal regulation of food intake. J Clin Invest. 117 (1), 13-23 (2007).
  2. Mowat, A. M., Agace, W. W. Regional specialization within the intestinal immune system. Nat Rev Immunol. 14 (10), 667-685 (2014).
  3. Round, J. L., Mazmanian, S. K. The gut microbiota shapes intestinal immune responses during health and disease. Nat Rev Immunol. 9 (5), 313-323 (2009).
  4. Sartor, R. B. Microbial influences in inflammatory bowel diseases. Gastroenterology. 134 (2), 577-594 (2008).
  5. Tlaskalova-Hogenova, H., et al. Commensal bacteria (normal microflora), mucosal immunity and chronic inflammatory and autoimmune diseases. Immunol Lett. 93 (2-3), 97-108 (2004).
  6. Wen, L., et al. Innate immunity and intestinal microbiota in the development of Type 1 diabetes. Nature. 455 (7216), 1109-1113 (2008).
  7. Pabst, R., Russell, M. W., Brandtzaeg, P. Tissue distribution of lymphocytes and plasma cells and the role of the gut. Trends Immunol. 29 (5), 206-208 (2008).
  8. Surana, N. K., Kasper, D. L. The yin yang of bacterial polysaccharides: lessons learned from B. fragilis PSA. Immunol Rev. 245 (1), 13-26 (2012).
  9. Surana, N. K., Kasper, D. L. Deciphering the tete-a-tete between the microbiota and the immune system. J Clin Invest. 124 (10), 4197-4203 (2014).
  10. Gauguet, S., et al. Intestinal microbiota of mice influences resistance to Staphylococcus aureus pneumonia. Infect Immun. , (2015).
  11. Ochoa-Reparaz, J., et al. A polysaccharide from the human commensal Bacteroides fragilis protects against CNS demyelinating disease. Mucosal Immunol. 3 (5), 487-495 (2010).
  12. Wu, H. J., et al. Gut-residing segmented filamentous bacteria drive autoimmune arthritis via T helper 17 cells. Immunity. 32 (6), 815-827 (2010).
  13. Goodyear, A. W., Kumar, A., Dow, S., Ryan, E. P. Optimization of murine small intestine leukocyte isolation for global immune phenotype analysis. J Immunol Methods. 405, 97-108 (2014).
  14. Chung, H., et al. Gut immune maturation depends on colonization with a host-specific microbiota. Cell. 149 (7), 1578-1593 (2012).
  15. Resendiz-Albor, A. A., Esquivel, R., Lopez-Revilla, R., Verdin, L., Moreno-Fierros, L. Striking phenotypic and functional differences in lamina propria lymphocytes from the large and small intestine of mice. Life Sci. 76 (24), 2783-2803 (2005).
  16. Carrasco, A., et al. Comparison of lymphocyte isolation methods for endoscopic biopsy specimens from the colonic mucosa. J Immunol Methods. 389 (1-2), 29-37 (2013).
  17. Van Damme, N., et al. Chemical agents and enzymes used for the extraction of gut lymphocytes influence flow cytometric detection of T cell surface markers. J Immunol Methods. 236 (1-2), 27-35 (2000).

Play Video

Cite This Article
Couter, C. J., Surana, N. K. Isolation and Flow Cytometric Characterization of Murine Small Intestinal Lymphocytes. J. Vis. Exp. (111), e54114, doi:10.3791/54114 (2016).

View Video