Summary

Das Schneiden und schwimmende Methode für Paraffin-eingebetteten Gewebe für Schneiden

Published: September 05, 2018
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Summary

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Verbesserung der Paraffin-Schnitt. Diese Methode verbindet schneiden und schweben mit einer einfachen thermostatischen Kammer, um den Transfer-Prozess erforderlich, nach der herkömmlichen Methode zu vermeiden. Infolgedessen wurden die Effizienz und die Anzahl der intakten Paraffin Abschnitte erheblich verbessert.

Abstract

Histologie und Pathologie ist das Schneiden von Paraffin-eingebetteten Gewebe verbreitet. Jedoch ist es langweilig. Um diese Methode zu verbessern, haben mehrere Handelsgesellschaften komplexer Abschnitt Transfersysteme mit fließenden Wasser entwickelt. Um diese Technologie zu vereinfachen, haben wir eine einfache Methode mit hausgemachten Ausrüstung, die schneiden und schwimmend in einem einfachen thermostatischen vereint; Geben Sie deshalb die Abschnitte automatisch das Wasserbad auf der Wasseroberfläche. Im Hippocampus von Erwachsenen mäusegehirnen, Erwachsenen Maus Nieren und embryonalen mäusegehirnen Erwachsenen Zebrafisch Augen wurden mit konventioneller Paraffin-Schnitt und die vorgestellte Methode zum Vergleich geschnitten. Statistische Analyse zeigt, dass unsere verbesserte Methode Zeitersparnis und höhere Qualität Teile produziert. Darüber hinaus ist es einfach für junior Operatoren, Paraffin-Schnitt einer ganzen Probe in kurzer Zeit.

Introduction

Morphologische Studie ist wichtig in der biologischen Forschung. Obwohl neuer Technologie Forscher beobachten ihre Ziele direkt aus dem gesamten Gewebe oder Organismen1,2,3, schneiden die Probe in Dünnschliffen, gefolgt von Färbung erlaubt hat, bleibt die primäre Methode Fornot nur Gewebe Morphologie, sondern auch Protein targeting direkt im Gewebe. Lichtmikroskopie verwendet drei Schnitttypen: Paraffin, gefrorene und Ansät. Obwohl Kryoschneiden üblich ist, dass Gewebe Antigenität zu schützen und die Probenvorbereitung einfach ist, ist die einbehaltene Gewebe Morphologie Arm und ungeeignet für dünne Stationspunkte4,5. Paraffin-Schnitt ist die am häufigsten verwendeten Methode für die Ausstellung von gut erhaltenen Morphologie. Die Exemplare sind völlig dehydriert und in Wachs eingebettet, können der Paraffin-Blöcke auf unbestimmte Zeit gespeichert werden. Darüber hinaus produziert die Paraffin-Schnitt dünne Abschnitte, die Verbesserung der biologischen Sonde Zugang in weiteren Experimenten und reduzieren Zelle Schicht Overlay in Z-Richtung.

Doch herkömmliche Paraffin-Schnitt ist mühsam und erfordert Betreiber können. Paraffin-Abschnitte durchlaufen Fixierung, Austrocknung, einbetten, schneiden und schweben. Wichtiger ist Abschnitt Bänder aus dem Messerhalter auf dem Wasserbad zu übertragen notwendig, aber schwierig für junior-Betreiber. Besonders bei trockener Luft die Abschnitt-Bänder werden durch statische Elektrizität drehen und sind schwierig, auf dem warmen Wasser entfalten. Zur Verbesserung der Abschnitt sind Qualität, Befeuchtung der exponierten Gewebeoberfläche zwischen Mikrotom Klinge Pässe, die Wachs-Blöcke, Eintauchen in eiskaltes Wasser, oder erhöht die Luftfeuchtigkeit mit einem Luftbefeuchter in der Nähe von Mikrotom Kühlung6,7 empfohlen. . Neuere Methoden zur Verbesserung der Paraffin-Schnitt gehören Hybrid Paraffin einbetten, Kryoschneiden8und Handelsabteilung Transfer System Hilfe9. Obwohl diese Methoden teilweise Paraffin verbessern schneiden, Geschwindigkeit und Qualität, sie schneiden machen viel schwerfälliger und Handelsabteilung Transfersysteme sind teuer.

In diesem Protokoll führen wir flexible, einfache und billige Geräte Schritt für Schritt zu schaffen, die an den Klingenhalter ein rotary Mikrotom angeschlossen werden können. Dieses Gerät umfasst einen Abschnitt-Kanal, ein Wasserbad und eine Heizung mit Erkennung Temperaturschalter. Nach dem Schneiden, Dutzende von Abschnitte fließen in den Abschnitt Kanal und geben Sie das Wasserbad direkt, damit automatisch entfaltet. Dies verbessert die Effizienz der Paraffin-Schnitt und macht diese Technologie noch komfortabler. Mit Hilfe dieser Methode, mehr Erwachsene Maus hippocampal Abschnitte, Erwachsenen Maus Niere Abschnitte, embryonale 15,5 Tage alte (E15.5) Maus Gehirn Abschnitte und Erwachsenen Zebrafisch Auge Abschnitte wurden geerntet in kürzerer Zeit und morphologisch mehr intakt geblieben. Diese Methode kann auch für andere Gewebeproben, die erfordern beschleunigte Paraffin-Schnitt und verhindern, dass der Abschnitt Unterscheidung verwendet werden.

Protocol

Alle hier beschriebene Methoden wurden von der Animal Care und Nutzung Ausschuss von Nanchang University genehmigt. 1. Montieren Sie das Gerät und schließen Sie das Mikrotom Entwerfen Sie den Parameter gemäß den Anforderungen (ergänzende Abbildung 1). Einreichen des Parameters zu einer Fabrik zur Herstellung von Acryl-Boards. Montieren Sie alle Teile in der Reihenfolge: Verwenden Sie Chloroform, um 7 gewerbliche …

Representative Results

Die verbesserte Methode stieg die Zahl der intakten Paraffin Abschnitte. Wir haben diese neue Methode auf Erwachsenen Maus hippocampal Gewebe, Erwachsenen Maus Nieren und embryonalen mäusegehirnen Zebrafisch Augen getestet. Wasser wurde hinzugefügt, um den Tank, und die Wassertemperatur war zwischen 38,0 ° C bis 40,0 ° c gehalten Sie waren nach einem seriell Vorbereitung der Gewebeproben, geschnitten und im Vergleich zu herkömmlichen schneiden. Die neue Methode Abschnitt Verlust zu v…

Discussion

Zur Verbesserung von Paraffin Abschnitt Morphologie und lösen das Problem der verschwendete Zeit während konventioneller Paraffin-Schnitt, haben wir eine verbesserte Paraffin-Schnitt-Methode, die schneiden und Entfaltung verbindet. Diese verbesserte Methode beruht auf einfache Geräte, die einen Abschnitt-Kanal, ein Wasserbad und eine Heizung mit Erkennung Temperaturschalter umfasst. Der Abschnitt Band betritt das Wasserbad durch den Abschnitt Kanal und entfaltet sich automatisch beim Schneiden. Daher verbessert diese …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde unterstützt von der National Natural Science Foundation of China (Grant Nr. 31400936, 31460260) und der naturwissenschaftlichen Grundlage der Jiangxi Provinz in China (20171BAB215020). Wir danken auch das gemeinsame Programm zwischen Nanchang University und Queen Mary University of London für diese Arbeit zu unterstützen.

Materials

Incubator Boekel Scientific 133000-2
Ethanol  Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid 64-17-5
Xylene  Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid 1330-20-7
Paraplast Leica 39601006
Heated Paraffin Embedding Module Leica
Commercial acrylic board
Trichloromethane Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid 67-66-3
Tubular electric heating element(12V 200W)
Temperature controller(12v 120w) Mingsuo XH-W3002
Rotary microtome  Leica
Neutral silicone sealant Link the water channel with the microtome knife holder
Voltage transformer Dearll S-250-12
Disposable blade Accu-Edge 4689
Hematoxylin Baso Diagnostics Inc. BA-4025
Eosin  Baso Diagnostics Inc. BA-4025
Microslide Sail Brand 7105
Neutral balsam Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid 10004160
Coverslip  Citoglas 10212424C
Microscope Carl Zeiss
Hydrochloric acid Xilong Chemical 7647-01-0
Water bath for paraffin sections Leica
HistoCore Arcadia C - Cold Plate Leica
paraffin repellent spray  Thermo Scientific 9990420

References

  1. Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).
  2. Fujita, S. Analysis of neuron differentiation in the central nervous system by tritiated thymidine autoradiography. Journal of Comparative Neurology. 122 (3), 311-327 (1964).
  3. Mironov, V., Boland, T., Trusk, T., Forgacs, G., Markwald, R. R. Organ printing: Computer-aided jet-based 3D tissue engineering. Trends in Biotechnology. 21 (4), 157-161 (2003).
  4. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Cryosectioning tissues. Cold Spring Harbor Protocols. 3 (8), (2008).
  5. Viebahn, C., Luttenberg, H. P. A modified anti-roll plate as a remedy for the ill-effects of electrical charge during cryosectioning. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 37 (7), 1157-1160 (1989).
  6. Onozato, M. L., Hammond, S., Merren, M., Yagi, Y. Evaluation of a completely automated tissue-sectioning machine for paraffin blocks. Journal of Clinical Pathology. 66 (2), 151-154 (2013).
  7. Sabaliauskas, N. A., et al. High-throughput zebrafish histology. Methods. 39 (3), 246-254 (2006).
  8. Chen, T. K., et al. Hybrid-Cut: An Improved Sectioning Method for Recalcitrant Plant Tissue Samples. Journal of Visualized Experiments. (117), e54754 (2016).
  9. Kucherenko, M. M., et al. Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles. Journal of Visualized Experiments. (46), e2438 (2010).
  10. Cornell, W. C., et al. Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis. Journal of Visualized Experiments. (133), e57196 (2018).
  11. Whiteland, J. L., et al. Immunohistochemical detection of T-cell subsets and other leukocytes in paraffin-embedded rat and mouse tissues with monoclonal antibodies. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 43 (3), 313-320 (1995).
  12. Tucker, D. K., Foley, J. F., Bouknight, S. A., Fenton, S. E. Sectioning Mammary Gland Whole Mounts for Lesion Identification. Journal of Visualized Experiments. (125), e55796 (2017).
  13. Venegas-Pino, D. E., Banko, N., Khan, M. I., Shi, Y., Werstuck, G. H. Quantitative Analysis and Characterization of Atherosclerotic Lesions in the Murine Aortic Sinus. Journal of Visualized Experiments. (82), e50933 (2013).
  14. Lau, S. K., Chu, P. G., Weiss, L. M. CD163: A specific marker of macrophages in paraffin-embedded tissue samples. American Journal of Clinical Pathology. 122 (5), 794-801 (2004).
  15. Campbell-Thompson, M. L., Heiple, T., Montgomery, E., Zhang, L., Schneider, L. Staining Protocols for Human Pancreatic Islets. Journal of Visualized Experiments. (63), e4068 (2012).

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Cite This Article
Qin, C., Bai, Y., Zeng, Z., Wang, L., Luo, Z., Wang, S., Zou, S. The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning. J. Vis. Exp. (139), e58288, doi:10.3791/58288 (2018).

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