Summary

Dosage immunologique portable sur papier combiné à une application pour smartphone pour la détection colorimétrique et quantitative de l’antigène NS1 de la dengue

Published: January 26, 2024
doi:

Summary

Pour répondre aux besoins urgents de diagnostic de la dengue, nous présentons ici un dispositif d’analyse sur papier Dengue NS1 intégré à une application pour smartphone (DEN-NS1-PAD) pour quantifier la concentration de l’antigène NS1 de la dengue dans les échantillons cliniques de sérum/sang. Cette innovation améliore la gestion de la dengue en aidant à la prise de décision clinique dans divers contextes de soins de santé, même ceux aux ressources limitées.

Abstract

L’infection par le virus de la dengue (DENV), qui est transmise par les moustiques Aedes , est un problème majeur de santé publique dans les pays tropicaux et subtropicaux. Avec une incidence annuelle d’environ 10 millions de cas et 20 000 à 25 000 décès, en particulier chez les enfants, il est urgent de disposer d’outils de diagnostic pratiques. La présence de la protéine non structurelle 1 (NS1) de la dengue au début de l’infection a été liée à la libération de cytokines, aux fuites vasculaires et au dysfonctionnement endothélial, ce qui en fait un marqueur potentiel de la dengue sévère.

Les immunoessais sur papier tels que les tests à flux latéral (LFA) et les dispositifs d’analyse microfluidiques sur papier (PAD) ont gagné en popularité en tant que tests de diagnostic en raison de leur simplicité, de leur rapidité, de leur faible coût, de leur spécificité et de leur facilité d’interprétation. Cependant, les immunotests conventionnels sur papier pour la détection de la dengue NS1 reposent généralement sur une inspection visuelle, ne donnant que des résultats qualitatifs. Pour remédier à cette limitation et améliorer la sensibilité, nous avons proposé un test de détection de la dengue NS1 hautement portable sur un dispositif analytique sur papier (PAD), à savoir DEN-NS1-PAD, qui intègre une application pour smartphone comme lecteur colorimétrique et quantitatif. Le système de développement permet de quantifier directement les concentrations de NS1 dans les échantillons cliniques.

Des échantillons de sérum et de sang prélevés sur les patients ont été utilisés pour démontrer les performances du prototype du système. Les résultats ont été obtenus immédiatement et peuvent être utilisés pour une évaluation clinique, à la fois dans des établissements de santé bien équipés et dans des environnements à ressources limitées. Cette combinaison innovante d’un immunodosage sur papier et d’une application pour smartphone offre une approche prometteuse pour améliorer la détection et la quantification de l’antigène NS1 de la dengue. En augmentant la sensibilité au-delà des capacités de l’œil nu, ce système présente un grand potentiel pour améliorer la prise de décision clinique dans la prise en charge de la dengue, en particulier dans les zones reculées ou mal desservies.

Introduction

L’infection par le virus de la dengue (DENV) est la maladie transmise par les moustiques qui se propage le plus rapidement1, et plus de 390 millions de personnes sont infectées par 96 millions d’infections symptomatiques, 2 millions de cas de maladie grave et plus de 25 000 décès par an surviennent dans le monde 1,2. Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), environ 3,9 milliards de personnes sont exposées au risque de dengue ; ~70 % vivent dans les pays d’Asie-Pacifique et principalement en Asie du Sud-Est3. En 2019, le nombre de cas de dengue notifiés à l’OMS était de 4,2 millions, et la Thaïlande a contribué à au moins 136 000 cas de dengue et 144 cas de décès dus à l’infection par la dengue4. L’épidémie de dengue en Thaïlande se produit pendant la saison des pluies, d’avril à décembre, dans les zones urbaines et rurales, en particulier dans la région nord-est.

Les infections à DENV ont différentes manifestations cliniques allant des symptômes subcliniques, de la dengue légère à la dengue hémorragique sévère. La principale caractéristique de l’état sévère de DHF est une perméabilité vasculaire accrue suivie d’un choc et d’un dysfonctionnement des organes1. Comprendre la voie moléculaire qui peut causer la fuite vasculaire est très important pour développer des traitements efficaces contre la dengue. La protéine non structurale 1 (NS1) de la dengue est une glycoprotéine sécrétée au début de l’infection virale 5,6, et elle fonctionne comme un cofacteur pour la réplication de l’ARN viral7. NS1 peut déclencher la libération de cytokines et contribuer à la fuite vasculaire en se liant au récepteur de type Toll 4 (TLR4) et au glycocalyxendothélial 8,9. La recherche in vitro a montré que NS1 interagit avec les cellules endothéliales et induit l’apoptose. Cette condition peut contribuer à un dysfonctionnement endothélial et à une fuite vasculaire10. Les taux d’antigène NS1, corrélés aux taux sériques d’interleukine (IL)-10, ont augmenté de manière significative chez les patients atteints d’une maladie clinique sévère11. La dengue NS1 contribue également à la pathogenèse de la maladie en induisant l’IL-10 et en supprimant les réponses des lymphocytes T spécifiques à la DENV12,13. De plus, la protéine NS1 de la dengue était liée à une maladie clinique grave, et la concentration de NS1 > 600 ng mL-1 au cours des 3 premiers jours de la maladie était associée au développement de DHF14.

La persistance de l’antigène NS1 de la dengue chez les patients atteints de DHF pourrait être utilisée comme marqueur de la dengue sévère6. Il existe plusieurs méthodes pour détecter la NS1 dans les échantillons cliniques, telles que le test immuno-enzymatique (ELISA) et le test rapide15. La méthode ELISA est l’étalon-or pour mesurer la concentration de protéines NS1 en milieu clinique. Cependant, la méthode ELISA est coûteuse et nécessite du personnel qualifié et des installations de laboratoire16. Par conséquent, le développement de la technologie de détection et de quantification des protéines NS1 dans le test au point de service (POCT) est toujours en cours. Au cours de la dernière décennie, les immunoessais sur papier tels que les tests à flux latéral (LFA) et les dispositifs d’analyse microfluidique sur papier (μPAD) sont devenus populaires comme tests de diagnostic en raison de leur simplicité, de leur rapidité, de leur faible coût et de leur spécificité 17,18,19. Dans un immunoessai sur papier, plusieurs marqueurs ont été utilisés pour générer des signaux, tels que des nanoparticules d’or (AuNPs)20, des nanoparticules magnétiques21,22, des points quantiques23 et des matériaux de fluorescence24,25. Les AuNP sont les étiquettes les plus couramment utilisées dans les immunoessais sur papier en raison de leur faible coût de production, de leur facilité de fabrication, de leur stabilité et de leur lecture simple. Actuellement, les tests à flux latéral (LFA) pour la dengue NS1 sont utilisés en milieu clinique26,27. Cependant, la détection conventionnelle des étiquettes LFA se fait généralement à l’œil nu et ne fournit que des résultats qualitatifs.

Au cours de la dernière décennie, plus de 5 milliards de smartphones ont été largement utilisés dans le monde, et il existe un potentiel de développement de la détection portable28,29. Les smartphones ont des capacités multifonctionnelles telles que des capteurs physiques intégrés, des processeurs multicœurs, des appareils photo numériques, des ports USB, des ports audio, des logiciels sans fil et des logiciels d’application, ce qui les rend adaptés à une utilisation dans diverses plates-formes de biocapteurs30. De plus, les technologies sans fil permettent d’envoyer rapidement des données et peuvent être utilisées pour une surveillance en temps réel et sur site31. Mudanyali et al. ont combiné le test immunologique sur papier et les smartphones pour développer une plate-forme POCT portable, sans équipement, rapide, peu coûteuse et conviviale pour le paludisme, la tuberculose et le VIH32. Ling et al. ont rapporté un test à flux latéral combiné à l’appareil photo d’un smartphone pour détecter quantitativement l’activité de la phosphatase alcaline dans le lait33. Hou et al. ont également développé un système d’imagerie à double modalité basé sur un smartphone pour les signaux quantitatifs de la couleur ou de la fluorescence dans le test à flux latéral34. De plus, l’utilisation du smartphone comme lecteur colorimétrique et quantitatif peut améliorer la sensibilité alors que l’œil nu ne peut pas signaler avec certitude la présence de la cible35.

Présentant une percée dans le diagnostic de la dengue, le DEN-NS1-PAD 36,37,38 (ci-après dénommé l’appareil) offre une solution portable et efficace. Utilisant une technologie à base de papier microfluidique imprimé à la cire, ce dispositif quantifie NS1 avec une sensibilité et une spécificité élevées grâce au traitement d’image. Pour améliorer encore son utilité, nous avons développé une application conviviale pour smartphone pour la lecture colorimétrique et quantitative. La validation clinique à l’aide d’échantillons de patients provenant d’hôpitaux thaïlandais souligne son impact immédiat sur l’évaluation des patients en temps réel. Notre innovation marque une avancée cruciale dans la gestion rationalisée de la dengue au point d’intervention, promettant de révolutionner les diagnostics dans les paysages de soins de santé aux ressources limitées.

Protocol

Le comité d’éthique du comité d’examen institutionnel du département médical de l’armée royale thaïlandaise, hôpital Phramongkutklao, Bangkok, Thaïlande (IRBRTA 1218/2562) a accordé son approbation. En réalisant cette étude, nous avons respecté toutes les règles éthiques nécessaires. 1. Fabrication du dispositif d’immunodosage sur papier REMARQUE : Le dispositif d’immunodosage sur papier a été fabriqué selon les méthodes<…

Representative Results

Le choix d’une méthode de fabrication est essentiel pour garantir des performances de test reproductibles dans les dispositifs d’immunodosage sur papier. Dans notre étude, nous avons exploré divers procédés et matériaux de fabrication dans le contexte de la démonstration d’un immunoessai sur papier. La méthode que nous avons choisie utilise un système d’impression à la cire pour créer des barrières hydrophobes dans des dispositifs microfluidiques à base de papier. Cette approche se distingue par sa s…

Discussion

L’un des paramètres de conception importants d’un système de lecture basé sur smartphone est la capacité à fournir un traitement d’image reproductible des échantillons. Dans cette étude, pour plus de simplicité et de commodité, les images ont été capturées à partir de trois marques de smartphones différentes avec des appareils photo de 12-13 MP sans utiliser de boîtier d’imagerie ou d’accessoires. Les conditions variables de capture d’image, telles que la résolution de la caméra, le temps de …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

M.H.P. remercie l’Universitas Islam Indonesia (UII) pour le fonds de recherche de bourses. Les auteurs expriment leur gratitude à M. Nutchanon Ninyawee pour son expertise et son aide précieuses tout au long du développement de l’application mobile et de ses contributions au manuscrit. En outre, les auteurs apprécient le soutien financier apporté par Thailand Science Research and Innovation (TSRI), Fonds de recherche fondamentale : Exercice 2023 (projet no. FRB660073/0164) dans le cadre du programme Smart Healthcare de l’Université de technologie du roi Mongkut, Thonburi.

Materials

Materials
0.1 M phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.2) 
BBS containing 0.1% Tween 20, 10% sucrose, and 1% casein   the conjugate area treatment and blocking buffer
Borate buffered saline (BBS) (25 mM sodium borate and 150 mM sodium chloride at pH 8.2) supplemented with 1% BSA  the washing buffer during the conjugation process AuNPs with the antibody
Boric acid Merck 10043-35-3
Bovine serum albumin fraction V (BSA)   PAA Lab GmbH (Germany) K41-001 
Casein Merck 9005-46-3
Chromatography paper Grade 2  GE Healthcare 3002-911 
Clear laminate film 3M (Stationery shops)
Disodium hydrogen phosphate Merck 7558-79-4
Double tape side Stationery shops
Goat anti-mouse IgG antibody  MyBiosource (USA) MBS435013
Gold nanoparticles (40 nm)   Serve Science Co., Ltd. (Thailand)
Human IgG polyclonal antibody   Merck AG711-M
Mouse dengue NS1 monoclonal antibody  MyBiosource (USA) MBS834415
Mouse dengue NS1 monoclonal antibody  MyBiosource (USA) MBS834236
NS1 serotype 2 antigens MyBiosource (USA) MBS 568697
PBS 1X containing 0.1% Tween 20 was used as t elution buffer
Plastic backing card 10×30 cm Pacific Biotech Co., Ltd. (Thailand)
Poly-L-lysine (PLL) Sigma Aldrich P4832
Potassium Chloride Merck 104936
Potassium monophosphate Merck 104877
Sodium Chloride Merck 7647-14-5
Sodium tetraborate  Sigma Aldrich 1303-96-4
Sucrose Merck 57-50-1
Tween 20 Sigma Aldrich 9005-64-5
Instruments
CytationTM 5 multimode reader BioTek
Mobile phones Huawei Y7, iPhone 11, Samsung a20
Photo scanner Epson Perfection V30
Oven Memmert
Wax printer  Xerox ColorQube 8880-PS
Software
Could AutoML Vision Object Detection documentation Google Cloud
ImageJ National Institute of Health, Bethesda, MD, USA
Inkscape 0.91 Software

References

  1. Cattarino, L., Rodriguez-Barraquer, I., Imai, N., Cummings, D. A. T., Ferguson, N. M. Mapping global variation in dengue transmission intensity. Science Translational Medicine. 12 (528), 1-11 (2020).
  2. World Health Organization (WHO). . Treatment, prevention and control global strategy for dengue prevention and control. , 1-34 (2012).
  3. . WHO Dengue and severe dengue Available from: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/dengue-and-severe-dengue (2020)
  4. Department of Disease Control Ministry of Health Thailand. . Weekly Disease Forecast Dengue. , (2020).
  5. Malavige, G. N., Ogg, G. S. Pathogenesis of vascular leak in dengue virus infection. Immunology. 151 (3), 261-269 (2017).
  6. Paranavitane, S. A., et al. Dengue NS1 antigen as a marker of severe clinical disease. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 570 (2014).
  7. Muller, D. A., Young, P. R. The flavivirus NS1 protein: Molecular and structural biology, immunology, role in pathogenesis and application as a diagnostic biomarker. Antiviral Research. 98 (2), 192-208 (2013).
  8. Modhiran, N., et al. Dengue virus NS1 protein activates cells via Toll-like receptor 4 and disrupts endothelial cell monolayer integrity. Science Translational Medicine. 7 (304), 304ra102 (2015).
  9. Glasner, D. R., et al. Dengue virus NS1 cytokine-independent vascular leak is dependent on endothelial glycocalyx components. PLOS Pathogens. 13 (11), e1006673 (2017).
  10. Lin, C. -. F., et al. Antibodies from dengue patient sera cross-react with endothelial cells and induce damage. Journal of Medical Virology. 69 (1), 82-90 (2003).
  11. Adikari, T. N., et al. Dengue NS1 antigen contributes to disease severity by inducing interleukin (IL)-10 by monocytes. Clinical and Experimental Immunology. 184 (1), 90-100 (2016).
  12. Malavige, G. N., et al. Suppression of virus specific immune responses by IL-10 in acute dengue infection. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (9), e2409 (2013).
  13. Malavige, G. N., et al. Serum IL-10 as a marker of severe dengue infection. BMC Infectious Diseases. 13 (1), 341 (2013).
  14. Libraty, D. H., et al. High circulating levels of the dengue virus nonstructural protein NS1 early in dengue illness correlate with the development of dengue hemorrhagic fever. The Journal of Infectious Diseases. 186 (8), 1165-1168 (2002).
  15. World Health Organization (WHO) and the Special Programme for Research and Tropical Diseases (TDR). . Dengue: guidelines for diagnosis, treatment, prevention and control — New edition. , (2009).
  16. Axelrod, T., Eltzov, E., Marks, R. S. Capture-layer lateral flow immunoassay: a new platform validated in the detection and quantification of dengue NS1. ACS Omega. 5 (18), 10433-10440 (2020).
  17. Kim, S. -. W., Cho, I. -. H., Lim, G. -. S., Park, G. -. N., Paek, S. -. H. Biochemical-immunological hybrid biosensor based on two-dimensional chromatography for on-site sepsis diagnosis. Biosensors and Bioelectronics. 98, 7-14 (2017).
  18. Fu, Q., et al. Development of a novel dual-functional lateral-flow sensor for on-site detection of small molecule analytes. Sensors and Actuators B: Chemical. 203, 683-689 (2014).
  19. Dzantiev, B. B., Byzova, N. A., Urusov, A. E., Zherdev, A. V. Immunochromatographic methods in food analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 55, 81-93 (2014).
  20. Hu, J., et al. Advances in paper-based point-of-care diagnostics. Biosensors and Bioelectronics. 54 (4), 585-597 (2014).
  21. Zhong, Y., et al. Gold nanoparticles based lateral flow immunoassay with largely amplified sensitivity for rapid melamine screening. Microchimica Acta. 183 (6), 1989-1994 (2016).
  22. Figueredo, F., Garcia, P. T., Cortón, E., Coltro, W. K. T. Enhanced analytical performance of paper microfluidic devices by using Fe 3 O 4 nanoparticles, MWCNT, and graphene oxide. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (1), 11-15 (2016).
  23. Bahadır, E. B., Sezgintürk, M. K. Lateral flow assays: Principles, designs and labels. TrAC – Trends in Analytical Chemistry. 82, 286-306 (2016).
  24. He, M., Liu, Z. Paper-based micro fluidic device with upconversion fluorescence assay. Analytical Chemistry. 85, 11691-11694 (2013).
  25. Derikvand, F., Yin, D. L. T., Barrett, R., Brumer, H. Cellulose-based biosensors for esterase detection. Analytical Chemistry. 88 (6), 2989-2993 (2016).
  26. Kumar, S., Bhushan, P., Krishna, V., Bhattacharya, S. Tapered lateral flow immunoassay-based point-of-care diagnostic device for ultrasensitive colorimetric detection of dengue NS1. Biomicrofluidics. 12 (3), 034104 (2018).
  27. Sinawang, P. D., Rai, V., Ionescu, R. E., Marks, R. S. Electrochemical lateral flow immunosensor for detection and quantification of dengue NS1 protein. Biosensors and Bioelectronics. 77, 400-408 (2016).
  28. Zhang, D., Liu, Q. Biosensors and bioelectronics on smartphone for portable biochemical detection. Biosensors and Bioelectronics. 75, 273-284 (2016).
  29. Preechaburana, P., Suska, A., Filippini, D. Biosensing with cell phones. Trends in Biotechnology. 32 (7), 351-355 (2014).
  30. Laksanasopin, T., et al. A smartphone dongle for diagnosis of infectious diseases at the point of care. Science Translational Medicine. 7 (273), 273re1 (2015).
  31. Kim, J., et al. Noninvasive alcohol monitoring using a wearable tattoo-based iontophoretic-biosensing system. ACS Sensors. 1 (8), 1011-1019 (2016).
  32. Mudanyali, O., et al. Integrated rapid-diagnostic-test reader platform on a cellphone. Lab on a Chip. 12 (15), 2678 (2012).
  33. Yu, L., Shi, Z., Fang, C., Zhang, Y., Liu, Y., Li, C. Disposable lateral flow-through strip for smartphone-camera to quantitatively detect alkaline phosphatase activity in milk. Biosensors and Bioelectronics. 69, 307-315 (2015).
  34. Hou, Y., et al. Smartphone-based dual-modality imaging system for quantitative detection of color or fluorescent lateral flow immunochromatographic strips. Nanoscale Research Letters. 12 (1), 291 (2017).
  35. You, D. J., Park, T. S., Yoon, J. -. Y. Cell-phone-based measurement of TSH using Mie scatter optimized lateral flow assays. Biosensors and Bioelectronics. 40 (1), 180-185 (2013).
  36. Prabowo, M. H., Chatchen, S., Rijiravanich, P. Dengue NS1 detection in pediatric serum using microfluidic paper-based analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412, 2915-2925 (2020).
  37. Prabowo, M. H., et al. Clinical evaluation of a developed paper-based Dengue NS1 rapid diagnostic test for febrile illness patients. International Journal of Infectious Diseases. 107, 271-277 (2021).
  38. Prabowo, M. H., et al. Preparation and detection method for the diagnostic device of dengue NS1 detection in serum, cell medium, and buffer. Thai Patent. , (2019).
  39. Kong, T., et al. Accessory-free quantitative smartphone imaging of colorimetric paper-based assays. Lab on a Chip. 19 (11), 1991-1999 (2019).
  40. Jung, Y., Heo, Y., Lee, J. J., Deering, A., Bae, E. Smartphone-based lateral flow imaging system for detection of food-borne bacteria E. coli O157:H7. Journal of Microbiological Methods. 168, 105800 (2020).
  41. Chen, G., et al. Improved analytical performance of smartphone-based colorimetric analysis by using a power-free imaging box. Sensors and Actuators B: Chemical. 281, 253-261 (2019).
  42. Kim, H., et al. Smartphone-based low light detection for bioluminescence application. Scientific Reports. 7 (1), 40203 (2017).
  43. Kim, H., Awofeso, O., Choi, S., Jung, Y., Bae, E. Colorimetric analysis of saliva-alcohol test strips by smartphone-based instruments using machine-learning algorithms. Applied Optics. 56 (1), 84 (2017).
  44. Qin, Q., et al. Algorithms for immunochromatographic assay: review and impact on future application. The Analyst. 144 (19), 5659-5676 (2019).
  45. Yan, W., et al. Machine learning approach to enhance the performance of MNP-labeled lateral flow immunoassay. Nano-Micro Letters. 11 (1), 7 (2019).
  46. Srisa-Art, M., Boehle, K. E., Geiss, B. J., Henry, C. S. Highly sensitive detection of Salmonella typhimurium using a colorimetric paper-based analytical device coupled with immunomagnetic separation. Analytical Chemistry. 90 (1), 1035-1043 (2018).
  47. Santiago, G. A., et al. Performance of the Trioplex real-time RT-PCR assay for detection of Zika, dengue, and chikungunya viruses. Nature Communications. 9 (1), 1391 (2018).
  48. Lanciotti, R. S., Calisher, C. H., Gubler, D. J., Chang, G. J., Vorndam, A. V. Rapid detection and typing of dengue viruses from clinical samples by using reverse transcriptase-polymerase chain reaction. Journal of Clinical Microbiology. 30 (3), 545-551 (1992).
  49. Yang, X., et al. Design and development of polysaccharide hemostatic materials and their hemostatic mechanism. Biomaterials Science. 5 (12), 2357-2368 (2017).
  50. Li, H., Han, D., Pauletti, G. M., Steckl, A. J. Blood coagulation screening using a paper-based microfluidic lateral flow device. Lab Chip. 14 (20), 4035-4041 (2014).
  51. Nilghaz, A., Shen, W. Low-cost blood plasma separation method using salt functionalized paper. RSC Advances. 5 (66), 53172-53179 (2015).
  52. Ataullakhanov, F. I., Pohilko, A. V., Sinauridze, E. I., Volkova, R. I. Calcium threshold in human plasma clotting kinetics. Thrombosis Research. 75 (4), 383-394 (1994).
  53. Pamies, R., et al. Aggregation behaviour of gold nanoparticles in saline aqueous media. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2376 (2014).
  54. Christau, S., Moeller, T., Genzer, J., Koehler, R., Von Klitzing, R. Salt-induced aggregation of negatively charged gold nanoparticles confined in a polymer brush matrix. Macromolecules. 50 (18), 7333-7343 (2017).
  55. Abe, K., Kotera, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed paperfluidic immuno-chemical sensing device. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 398 (2), 885-893 (2010).
  56. Sameenoi, Y., Nongkai, P. N., Nouanthavong, S., Henry, C. S., Nacapricha, D. One-step polymer screen-printing for microfluidic paper-based analytical device (µPAD) fabrication. The Analyst. 139 (24), 6580-6588 (2014).
  57. Mora, M. F., et al. Patterning and modeling three-dimensional microfluidic devices fabricated on a single sheet of paper. Analytical Chemistry. 91 (13), 8298-8303 (2019).
  58. Ng, J. S., Hashimoto, M. Fabrication of paper microfluidic devices using a toner laser printer. RSC Advances. 10 (50), 29797-29807 (2020).
  59. Pal, S., et al. Multicountry prospective clinical evaluation of two enzyme-linked immunosorbent assays and two rapid diagnostic tests for diagnosing dengue fever. Journal of Clinical Microbiology. 53 (4), 1092-1102 (2015).

Play Video

Cite This Article
Prabowo, M. H., Chalermwatanachai, T., Surareungchai, W., Rijiravanich, P. Portable Paper-Based Immunoassay Combined with Smartphone Application for Colorimetric and Quantitative Detection of Dengue NS1 Antigen. J. Vis. Exp. (203), e66130, doi:10.3791/66130 (2024).

View Video