Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung
Summary
Das vorliegende Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt-Anweisungen für die Durchführung intrathekaler Injektionen bei neugeborenen Mäusen zur Geneditierung und Medikamentenabgabe.
Abstract
Die intrathekale Injektion ist ein häufig eingesetztes Verfahren sowohl in Kinder- als auch in Erwachsenenkliniken und dient als wirksames Mittel zur Verabreichung von Medikamenten und Behandlungen. Durch die direkte Abgabe von Medikamenten und Behandlungen in die Zerebrospinalflüssigkeit des Zentralnervensystems werden mit dieser Methode höhere lokalisierte Arzneimittelkonzentrationen erreicht und gleichzeitig systemische Nebenwirkungen im Vergleich zu anderen Wegen wie intravenösen, subkutanen oder intramuskulären Injektionen reduziert. Ihre Bedeutung geht über das klinische Umfeld hinaus, da die intrathekale Injektion eine wichtige Rolle in präklinischen Studien spielt, die sich auf die Behandlung neurogenetischer Störungen bei Nagetieren und anderen Großtieren, einschließlich nichtmenschlicher Primaten, konzentrieren. Trotz ihrer weit verbreiteten Anwendung stellt die intrathekale Injektion bei jungen, insbesondere neugeborenen Welpen, aufgrund ihrer geringen Größe und Zerbrechlichkeit erhebliche technische Herausforderungen dar. Die erfolgreiche und zuverlässige Verabreichung von intrathekalen Injektionen bei neugeborenen Mäusen erfordert akribische Liebe zum Detail und sorgfältige Berücksichtigung verschiedener Faktoren. Daher besteht ein entscheidender Bedarf an einem standardisierten Protokoll, das nicht nur Anweisungen enthält, sondern auch wichtige technische Überlegungen und gute Laborpraktiken hervorhebt, um die Verfahrenskonsistenz sowie die Sicherheit und das Wohlergehen der Tiere zu gewährleisten.
Um diesen ungedeckten Bedarf zu decken, präsentieren wir ein detailliertes und umfassendes Protokoll für die Durchführung intrathekaler Injektionen speziell bei neugeborenen Welpen am postnatalen Tag 1 (P1). Durch Befolgen der Schritt-für-Schritt-Anleitung können Forscher sicher intrathekale Injektionen bei neugeborenen Welpen durchführen, was die genaue Verabreichung von Medikamenten, Antisense-Oligos und Viren für Genersatz- oder Genom-Editing-basierte Behandlungen ermöglicht. Darüber hinaus wird die Bedeutung der Einhaltung guter Laborpraktiken betont, um das Wohlergehen der Tiere zu erhalten und zuverlässige Versuchsergebnisse zu gewährleisten. Dieses Protokoll zielt darauf ab, die technischen Herausforderungen im Zusammenhang mit intrathekalen Injektionen bei neugeborenen Mäusen anzugehen und letztendlich Fortschritte auf dem Gebiet der neurogenetischen Forschung zu ermöglichen, die darauf abzielt, potenzielle therapeutische Interventionen zu entwickeln.
Introduction
Die intrathekale (IT) Injektion ist ein gängiges klinisches Verfahren zur Verabreichung von Medikamenten, zur Entnahme von Liquor cerebrospinalis und zur Aufrechterhaltung des intrakraniellen Drucks sowohl bei pädiatrischen als auch bei erwachsenen Patienten in Kliniken 1,2. Die Verabreichung von Medikamenten durch intrathekale Injektion ist ein wirksamer Ansatz zur Erhöhung der Medikamentenkonzentrationen im Zentralnervensystem (ZNS) bei gleichzeitiger Minimierung der systemischen Exposition. Folglich erhöht diese Methode die therapeutische Wirksamkeit und reduziert Nebenwirkungen, insbesondere bei temperaturempfindlichen Medikamenten mit kurzer Halbwertszeit3.
In präklinischen Studien, in denen neue Medikamente und Behandlungen mit Nagetiermodellen getestet werden, ist es unerlässlich, eine zuverlässige Methode der Arzneimittelverabreichung anzuwenden, die eine höhere Präzision und Reproduzierbarkeit der Ergebnisse bietet 4,5. Für präklinische Studien, in denen neue Behandlungen für neurogenetische und neurologische Entwicklungsstörungen untersucht werden, ist eine frühzeitige Behandlung für erste Proof-of-Concept-Studien von entscheidender Bedeutung, da frühere Interventionen in der Regel zu günstigeren Ergebnissen führen 6,7,8.
Im Vergleich zu herkömmlichen intrazerebroventrikulären (ICV) Injektionen bergen IT-Injektionen deutlich geringere Risiken, da sie eine direkte Penetration durch die Großhirnrinde überflüssig machen. Dieser Vorteil reduziert die potenzielle Schädigung des regionalen kortikalen Gewebes und der umgebenden Nerven erheblich. Darüber hinaus ermöglichen IT-Injektionen eine mindestens fünffache Erhöhung des verabreichbaren Medikamentenvolumens durch eine einzige Injektion, was die Durchführbarkeit wiederholter Verabreichungen erheblich verbessert. Aufgrund der geringen Größe und Zerbrechlichkeit neugeborener Mäuse ist die Durchführung intrathekaler Injektionen bei neugeborenen Welpen jedoch technisch anspruchsvoll und erfordert spezielle Techniken, Ausrüstung und sorgfältige Handhabung.
Dieser Artikel enthält ein detailliertes Protokoll mit Schritt-für-Schritt-Anweisungen zur Durchführung intrathekaler Injektionen bei P1-Neugeborenen. Die wichtigsten Überlegungen und guten Laborpraktiken werden hier betont, um die Konsistenz der Verabreichung sowie die Sicherheit und das Wohlbefinden der Tiere während des Eingriffs zu gewährleisten. Durch die Befolgung dieses Protokolls können Forscher Experimente mit Präzision und Reproduzierbarkeit durchführen und gleichzeitig potenzielle Risiken oder Beschwerden für die Tiere minimieren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Beschrieben wird ein schrittweises Verfahren zur intrathekalen Injektion bei neugeborenen Mäusen (P1), das zu einer weit verbreiteten Medikamentenverteilung in ihren Gehirnen führt. Im Vergleich zur üblichen intrazerebroventrikulären Injektionsmethode zur Verabreichung von Medikamenten an neugeborene Mäuse, bei der die Großhirnrindedurchstochen wird 11, vermeidet die intrathekale Injektion eine direkte Verletzung des neonatalen Mäusegehirns durch Nadelpenetration. Aufgrund der minimalen Inv…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
XNL wird von der Foundation for Angelman Syndrome Therapeutic (FAST) Postdoctoral Fellowship unterstützt. YHJ wird auch von FAST und NIH Grant R01HD110195 und R01MH117289 unterstützt.
Materials
| Balance | Ohaus Corporation | 30253017 | |
| C57BL/6J mice | The Jackson Laboratory | 000664 | |
| Digital Microscope | RWD | DOM-1001 | |
| DPBS | ThermoFisher | 14190144 | |
| Fast Green | Sigma | F7252-5G | |
| Heating pad | RWD | 69020 | |
| Needles | Hamilton | 6PK (34/0.375”/4/12DEG)S | |
| Syringe | Hamilton | 1702RN | |
| Syringe Filters | Sigma | SLGVM33RS |
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