Injection intrathécale de souris nouveau-née pour l’édition du génome et l’administration de médicaments
Summary
Le présent protocole décrit les instructions étape par étape pour effectuer des injections intrathécales chez les souris néonatales pour l’édition de gènes et l’administration de médicaments.
Abstract
L’injection intrathécale est une procédure couramment utilisée dans les cliniques pédiatriques et adultes, servant de moyen efficace d’administrer des médicaments et des traitements. En administrant directement des médicaments et des traitements dans le liquide céphalo-rachidien du système nerveux central, cette méthode permet d’obtenir des concentrations localisées plus élevées de médicaments tout en réduisant les effets secondaires systémiques par rapport à d’autres voies telles que les injections intraveineuses, sous-cutanées ou intramusculaires. Son importance s’étend au-delà des paramètres cliniques, car l’injection intrathécale joue un rôle essentiel dans les études précliniques axées sur le traitement des troubles neurogénétiques chez les rongeurs et autres grands animaux, y compris les primates non humains. Cependant, malgré son application généralisée, l’injection intrathécale chez les jeunes, en particulier les nouveau-nés, pose des défis techniques importants en raison de leur petite taille et de leur nature fragile. L’administration réussie et fiable d’injections intrathécales chez les souris nouveau-nées nécessite une attention méticuleuse aux détails et un examen minutieux de divers facteurs. Il est donc crucial de disposer d’un protocole normalisé qui non seulement fournit des instructions, mais met également en évidence les principales considérations techniques et les bonnes pratiques de laboratoire afin d’assurer la cohérence des procédures, ainsi que la sécurité et le bien-être des animaux.
Pour répondre à ce besoin non satisfait, nous présentons un protocole détaillé et complet pour effectuer des injections intrathécales spécifiquement chez les nouveau-nés au jour 1 postnatal (P1). En suivant les instructions étape par étape, les chercheurs peuvent effectuer en toute confiance des injections intrathécales chez les chiots nouveau-nés, permettant l’administration précise de médicaments, d’oligos antisens et de virus pour le remplacement de gènes ou les traitements basés sur l’édition du génome. De plus, l’importance d’adhérer aux bonnes pratiques de laboratoire est soulignée pour maintenir le bien-être des animaux et garantir des résultats expérimentaux fiables. Ce protocole vise à relever les défis techniques associés aux injections intrathécales chez la souris néonatale, facilitant ainsi les avancées dans le domaine de la recherche neurogénétique qui vise à développer des interventions thérapeutiques potentielles.
Introduction
L’injection intrathécale (IT) est une procédure clinique courante utilisée pour administrer des médicaments, recueillir du liquide céphalo-rachidien et maintenir la pression intracrânienne chez les patients pédiatriques et adultes dans les cliniques 1,2. L’administration de médicaments par injection intrathécale est une approche efficace pour augmenter les concentrations de médicaments dans le système nerveux central (SNC) tout en minimisant l’exposition systémique. Par conséquent, cette méthode améliore l’efficacité thérapeutique et réduit les effets secondaires, en particulier pour les médicaments sensibles à la température et à demi-vie courte3.
Dans les études précliniques testant de nouveaux médicaments et traitements à l’aide de modèles de rongeurs, il est impératif d’utiliser une méthode fiable d’administration des médicaments qui offre une plus grande précision et une plus grande reproductibilité des résultats 4,5. Pour les études précliniques évaluant de nouveaux traitements pour les troubles neurogénétiques et neurodéveloppementaux, un traitement précoce est crucial pour les études initiales de validation de concept, car les interventions précoces sont généralement prédites pour donner des résultats plus favorables 6,7,8.
Par rapport aux injections intracérébroventriculaires (ICV) conventionnelles, les injections IT comportent des risques nettement inférieurs car elles évitent la nécessité d’une pénétration directe à travers le cortex cérébral. Cet avantage réduit considérablement les dommages potentiels au tissu cortical régional et aux nerfs environnants. De plus, les injections informatiques permettent de multiplier par cinq au moins le volume de médicaments administrables en une seule injection, ce qui améliore considérablement la faisabilité des administrations répétées. Cependant, en raison de la petite taille et de la nature fragile des souris nouveau-nées, la réalisation d’injections intrathécales chez les nouveau-nés est techniquement difficile et nécessite des techniques spécialisées, de l’équipement et une manipulation méticuleuse.
Cet article fournit un protocole détaillé avec des instructions étape par étape pour effectuer des injections intrathécales chez les nouveau-nés P1. Les principales considérations et les bonnes pratiques de laboratoire sont soulignées ici pour assurer la cohérence de l’administration ainsi que la sécurité et le bien-être des animaux pendant la procédure. En suivant ce protocole, les chercheurs peuvent mener des expériences en toute confiance avec précision et reproductibilité tout en minimisant les risques potentiels ou l’inconfort pour les animaux.
Protocol
Representative Results
Discussion
Il s’agit d’une procédure étape par étape pour l’injection intrathécale chez les souris nouveau-nées (P1), entraînant une distribution généralisée de médicaments dans leur cerveau. Par rapport à la méthode d’injection intra-ventriculaire courante pour administrer des médicaments aux souris nouveau-nées, qui consiste à percer le cortex cérébral11, l’injection intrathécale évite les lésions directes au cerveau de la souris néonatale dues à la pénétration de l’aigu…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
XNL est soutenu par la bourse postdoctorale de la Fondation pour la thérapie du syndrome d’Angelman (FAST). YHJ est également soutenu par FAST et NIH Grant R01HD110195 et R01MH117289.
Materials
| Balance | Ohaus Corporation | 30253017 | |
| C57BL/6J mice | The Jackson Laboratory | 000664 | |
| Digital Microscope | RWD | DOM-1001 | |
| DPBS | ThermoFisher | 14190144 | |
| Fast Green | Sigma | F7252-5G | |
| Heating pad | RWD | 69020 | |
| Needles | Hamilton | 6PK (34/0.375”/4/12DEG)S | |
| Syringe | Hamilton | 1702RN | |
| Syringe Filters | Sigma | SLGVM33RS |
References
- Hoy, S. M. Onasemnogene abeparvovec: first global approval. Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).
- Ramos, D. M., et al. Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment. J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).
- Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice. J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).
- Dindot, S. V., et al. An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript. Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).
- Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology. Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).
- Frangoul, H., et al. CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and β-Thalassemia. N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).
- Gillmore, J. D., et al. CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis. N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).
- Krol, A., Feng, G. Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders. Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).
- Birg, T., et al. Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study. Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).
- Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. J Vis Exp. 91, e51863 (2014).
- Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).
- Kroin, J. S., et al. The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model. Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).
- Møllgård, K., et al. A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments. Science. 379 (6627), 84-88 (2023).
- Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8, e67680 (2013).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).
