Summary

Um método aprimorado para isolar locais de contato mitocondrial

Published: June 16, 2023
doi:

Summary

Os sítios de contato mitocondrial são complexos proteicos que interagem com proteínas da membrana interna e externa mitocondriais. Esses sítios são essenciais para a comunicação entre as membranas mitocondriais e, portanto, entre o citosol e a matriz mitocondrial. Aqui, descrevemos um método para identificar candidatos que se qualificam para esta classe específica de proteínas.

Abstract

As mitocôndrias estão presentes em praticamente todas as células eucarióticas e desempenham funções essenciais que vão muito além da produção de energia, por exemplo, a síntese de clusters ferro-enxofre, lipídios ou proteínas, tamponamento de Ca2+ e a indução de apoptose. Da mesma forma, a disfunção mitocondrial resulta em doenças humanas graves, como câncer, diabetes e neurodegeneração. Para desempenhar essas funções, as mitocôndrias têm que se comunicar com o resto da célula através de seu envelope, que consiste em duas membranas. Portanto, essas duas membranas têm que interagir constantemente. Os sítios de contato proteico entre as membranas interna e externa mitocondrial são essenciais nesse sentido. Até o momento, vários locais de contato foram identificados. No método aqui descrito, mitocôndrias de Saccharomyces cerevisiae são usadas para isolar sítios de contato e, assim, identificar candidatos que se qualificam para proteínas de sítio de contato. Usamos este método para identificar o sítio de contato mitocondrial e o complexo do sistema organizador de cristas (MICOS), um dos principais complexos formadores de sítios de contato na membrana interna mitocondrial, que é conservado de leveduras para humanos. Recentemente, aprimoramos ainda mais este método para identificar um novo sítio de contato consistindo de Cqd1 e o complexo Por1-Om14.

Introduction

As mitocôndrias desempenham uma variedade de funções diferentes em eucariotos, sendo a mais conhecida a produção de ATP através da fosforilação oxidativa. Outras funções incluem a produção de clusters ferro-enxofre, síntese lipídica e, em eucariotos superiores, sinalização de Ca2+ e indução de apoptose 1,2,3,4. Essas funções estão inseparavelmente ligadas à sua complexa ultraestrutura.

A ultraestrutura mitocondrial foi primeiramente descrita por microscopia eletrônica5. Foi demonstrado que as mitocôndrias são organelas bastante complexas que consistem em duas membranas: a membrana externa mitocondrial e a membrana interna mitocondrial. Assim, dois compartimentos aquosos são formados por essas membranas: o espaço intermembrana e a matriz. A membrana interna mitocondrial pode ser ainda mais dividida em diferentes seções. A membrana limite interna permanece próxima à membrana externa, e as cristas formam invaginações. As chamadas junções cristas conectam a membrana limite interna e as cristas (Figura 1). Além disso, micrografias eletrônicas de mitocôndrias osmoticamente encolhidas revelam que existem locais nos quais as membranas mitocondriais estão firmemente conectadas 6,7. Esses chamados sítios de contato são formados por complexos proteicos que abrangem as duas membranas (Figura 1). Acredita-se que esses sítios de interação sejam essenciais para a viabilidade celular devido à sua importância para a regulação da dinâmica e herança mitocondrial, bem como para a transferência de metabólitos e sinais entre o citosol e amatriz8.

O complexo MICOS na membrana interna mitocondrial é provavelmente o mais bem caracterizado e o mais versátil complexo formador de sítios de contato. O MICOS foi descrito em levedura em 2011 e consiste de seis subunidades 9,10,1 1: Mic60, Mic27, Mic26, Mic19, Mic12 e Mic10. Estes formam um complexo de aproximadamente 1,5 MDa que se localiza nas junções cristais 9,10,11. A deleção de qualquer uma das subunidades principais, Mic10 ou Mic60, leva à ausência desse complexo 9,11, o que significa que essas duas subunidades são essenciais para a estabilidade da MICOS. Curiosamente, o MICOS forma não apenas um, mas múltiplos sítios de contato com várias proteínas e complexos da membrana externa mitocondrial: o complexo TOM 11,12, o complexo TOB/SAM 9,12,13,14,15,16, o complexo Fzo1-Ugo19, Por1 10, OM45 10 e Miro 17. Isso indica fortemente que o complexo MICOS está envolvido em vários processos mitocondriais, como a importação de proteínas, o metabolismo de fosfolipídios e a geração da ultraestrutura mitocondrial18. Esta última função é provavelmente a principal função da MICOS, pois a ausência do complexo MICOS induzida pela deleção da CIM10 ou CIM60 leva a uma ultraestrutura mitocondrial anormal que praticamente carece completamente de cristas regulares. Em vez disso, as vesículas da membrana interna sem conexão com a membrana de contorno interno se acumulam19,20. É importante ressaltar que o MICOS é conservado em forma e função desde a levedura até o ser humano21. A associação de mutações nas subunidades do MICOS com doenças humanas graves também enfatiza sua importância para eucariotossuperiores22,23. Embora o MICOS seja altamente versátil, sites de contato adicionais devem existir (com base em nossas observações não publicadas). De fato, vários outros sítios de contato foram identificados, por exemplo, as máquinas de fusão mitocondrial Mgm1-Ugo1/Fzo124,25,26 ou Mdm31-Por1, que está envolvida na biossíntese da cardiolipina fosfolipídea mitocondrial específica27. Recentemente, aprimoramos o método que nos levou à identificação do MICOS para identificar Cqd1 como parte de um novo sítio de contato formado com o complexo de membrana externa Por1-Om1428. Curiosamente, esse sítio de contato também parece estar envolvido em múltiplos processos, como a homeostase da membrana mitocondrial, o metabolismo de fosfolipídios e a distribuição da coenzima Q28,29.

Aqui, utilizamos uma variação do fracionamento mitocondrial descrito anteriormente9,30,31,32,33. O tratamento osmótico das mitocôndrias leva à ruptura da membrana externa mitocondrial e a um encolhimento do espaço matricial, deixando as duas membranas apenas próximas nos locais de contato. Isso permite a geração de vesículas que consistem exclusivamente de membrana externa mitocondrial ou membrana interna mitocondrial ou em locais de contato de ambas as membranas através de sonicação leve. Devido à membrana interna mitocondrial possuir uma relação proteína-lipídio muito maior, as vesículas da membrana interna mitocondrial exibem uma densidade maior em comparação com as vesículas da membrana externa mitocondrial. A diferença de densidade pode ser usada para separar as vesículas da membrana através da centrifugação por gradiente de densidade flutuante de sacarose. Assim, as vesículas da membrana externa mitocondrial acumulam-se em baixas concentrações de sacarose, enquanto as vesículas da membrana interna mitocondrial são enriquecidas em altas concentrações de sacarose. As vesículas contendo sítios de contato concentram-se em concentrações intermediárias de sacarose (Figura 2). O protocolo a seguir descreve detalhadamente esse método aprimorado, que requer menos equipamentos, tempo e energia especializados em comparação com o nosso método previamente estabelecido32, e fornece uma ferramenta útil para a identificação de possíveis proteínas do sítio de contato.

Protocol

1. Amortecedores e soluções de reserva Fazer uma solução de ácido 3-morfolinopano-1-sulfónico (MOPS) 1 M em água deionizada, pH 7,4. Conservar a 4 °C. Preparar 500 mM de ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) em água deionizada, pH 8,0. Conservar à temperatura ambiente. Preparar sorbitol 2,4 M em água deionizada. Armazenar à temperatura ambiente após autoclavagem. Preparar sacarose 2,5 M em água deionizada. Armazenar à temperatura ambiente após au…

Representative Results

É relativamente fácil separar as membranas internas e externas mitocondriais. No entanto, a geração e separação de vesículas contendo o local de contato são muito mais difíceis. Em nossa opinião, duas etapas são críticas e essenciais: as condições de sonicação e o gradiente utilizado. Normalmente, acredita-se que os gradientes lineares tenham uma resolução melhor em comparação com os gradientes de passos. No entanto, sua produção reprodutível é tediosa e requer equipame…

Discussion

O subfracionamento mitocondrial é um experimento complicado com várias etapas altamente complexas. Assim, buscou-se aprimorar ainda mais e, até certo ponto, simplificar nosso método estabelecido32. Aqui, os desafios foram a exigência de equipamentos complicados e altamente especializados, que muitas vezes são construções individuais, e o enorme consumo de tempo e energia. Para tanto, procurou-se remover as bombas e construções individuais utilizadas para fundição e colheita do gradient…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

M.E.H. reconhece a Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), projeto número 413985647, pelo apoio financeiro. Os autores agradecem ao Dr. Michael Kiebler, Ludwig-Maximilians University, Munique, por seu generoso e extenso apoio. Somos gratos a Walter Neupert por sua contribuição científica, discussões úteis e inspiração contínua. J.F. agradece à Graduate School Life Science Munich (LSM) pelo apoio.

Materials

13.2 mL, Open-Top Thinwall Ultra-Clear Tube, 14 x 89mm Beckman Instruments, Germany 344059
50 mL, Open-Top Thickwall Polycarbonate Open-Top Tube, 29 x 104mm Beckman Instruments, Germany 363647
A-25.50 Fixed-Angle Rotor- Aluminum, 8 x 50 mL, 25,000 rpm, 75,600 x g Beckman Instruments, Germany 363055
Abbe refractometer Zeiss, Germany discontinued,
any pipet controller will suffice
accu-jet pro Pipet Controller Brandtech, USA BR26320 discontinued,
any pipet controller will suffice
Beaker 1000 mL DWK Life Science, Germany C118.1
Branson  Digital Sonifier W-250 D Branson Ultrasonics, USA FIS15-338-125
Branson Ultrasonic 3mm TAPERED MICROTIP Branson Ultrasonics, USA 101-148-062
Branson Ultrasonics 200- and 400-Watt Sonifiers: Rosette Cooling Cell Branson Ultrasonics, USA 15-338-70
Centrifuge Avanti JXN-26 Beckman Instruments, Germany B37912
Centrifuge Optima XPN-100 ultra Beckman Instruments, Germany 8043-30-0031
cOmplete Proteaseinhibtor-Cocktail Roche, Switzerland 11697498001
D-Sorbit Roth, Germany 6213
EDTA (Ethylendiamin-tetraacetic acid disodium salt dihydrate) Roth, Germany 8043
Erlenmeyer flask, 100 mL Roth, Germany X747.1
graduated pipette, Kl. B, 25:0, 0.1 Hirschmann, Germany 1180170
graduated pipette, Kl. B, 5:0, 0.05 Hirschmann, Germany 1180153
ice bath neoLab, Germany  S12651
Magnetic stirrer RCT basic IKA-Werke GmbH, Germany Z645060GB-1EA
MOPS (3-(N-Morpholino)propanesulphonic acid) Gerbu, Germany 1081
MyPipetman Select P1000 Gilson, USA FP10006S
MyPipetman Select P20 Gilson, USA FP10003S
MyPipetman Select P200 Gilson, USA FP10005S
Omnifix 1 mL Braun, Germany 4022495251879
Phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF) Serva, Germany 32395.03
STERICAN cannula 21 Gx4 4/5 0.8×120 mm Braun, Germany 4022495052414
stirring bar, 15 mm VWR, USA 442-0366
Sucrose Merck, Germany S8501
SW 41 Ti Swinging-Bucket Rotor Beckman Instruments, Germany 331362
Test tubes Eppendorf, Germany 3810X
Tissue grinders, Potter-Elvehjem type, 2 mL glass vessel VWR, USA 432-0200
Tissue grinders, Potter-Elvehjem type, 2 mL plunger with serrated tip VWR, USA 432-0212
Trichloroacetic acid (TCA) Sigma Aldrich, Germany 33731 discontinued,
any TCA will suffice (CAS: 73-03-9)
TRIS Roth, Germany 4855

References

  1. Braymer, J. J., Freibert, S. A., Rakwalska-bange, M., Lill, R. BBA – Molecular Cell Research Mechanistic concepts of iron-sulfur protein biogenesis in Biology * General concepts of FeS protein biogenesis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular Cell Research. 1868 (1), 118863 (2021).
  2. Osman, C., Merkwirth, C., Langer, T. Prohibitins and the functional compartmentalization of mitochondrial membranes. Journal of Cell Science. 122 (21), 3823-3830 (2009).
  3. Smaili, S. S., Hsu, Y., Youle, R. J., Russell, J. T. Mitochondria in Ca 2 %. Signaling and Apoptosis. Journal of Bioenergetics and Biomembranes. 32 (1), (2000).
  4. Rolland, S. G., Conradt, B. New role of the BCL2 family of proteins in the regulation of mitochondrial dynamics. Current Opinion in Cell Biology. 22 (6), 852-858 (2011).
  5. Palade, G. E. An electron microscope study of the mitochondrial structure. The journal of histochemistry and cytochemistry: official journal of the Histochemistry Society. 1 (4), 188-211 (1953).
  6. Hackenbrock, C. R. Ultrastructural bases for metabolically linked mechanical activity in mitochondria. I. Reversible ultrastructural changes with change in metabolic steady state in isolated liver mitochondria. The Journal of cell biology. 30 (2), 269-297 (1966).
  7. Hackenbrock, C. R. Chemical and physical fixation of isolated mitochondria in low-energy and high-energy states. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 61 (2), 598-605 (1968).
  8. Reichert, A. S., Neupert, W. Contact sites between the outer and inner membrane of mitochondria – Role in protein transport. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1592 (1), 41-49 (2002).
  9. Harner, M., et al. The mitochondrial contact site complex, a determinant of mitochondrial architecture. EMBO Journal. 30 (21), 4356-4370 (2011).
  10. Hoppins, S., et al. A mitochondrial-focused genetic interaction map reveals a scaffold-like complex required for inner membrane organization in mitochondria. Journal of Cell Biology. 195 (2), 323-340 (2011).
  11. vonder Malsburg, K., et al. Dual Role of Mitofilin in Mitochondrial Membrane Organization and Protein Biogenesis. Developmental Cell. 21 (4), 694-707 (2011).
  12. Bohnert, M., et al. Role of mitochondrial inner membrane organizing system in protein biogenesis of the mitochondrial outer membrane. Molecular Biology of the Cell. 23 (20), 3948-3956 (2012).
  13. Darshi, M., et al. ChChd3, an inner mitochondrial membrane protein, is essential for maintaining Crista integrity and mitochondrial function. Journal of Biological Chemistry. 286 (4), 2918-2932 (2011).
  14. Körner, C., et al. The C-terminal domain of Fcj1 is required for formation of crista junctions and interacts with the TOB/SAM complex in mitochondria. Molecular Biology of the Cell. 23 (11), 2143-2155 (2012).
  15. Xie, J., Marusich, M. F., Souda, P., Whitelegge, J., Capaldi, R. A. The mitochondrial inner membrane protein Mitofilin exists as a complex with SAM50, metaxins 1 and 2, coiled-coil-helix coiled-coil-helix domain-containing protein 3 and 6 and DnaJC11. FEBS Letters. 581 (18), 3545-3549 (2007).
  16. Zerbes, R. M., et al. Role of MINOS in mitochondrial membrane architecture: Cristae morphology and outer membrane interactions differentially depend on mitofilin domains. Journal of Molecular Biology. 422 (2), 183-191 (2012).
  17. Modi, S., et al. Miro clusters regulate ER-mitochondria contact sites and link cristae organization to the mitochondrial transport machinery. Nature Communications. 10 (1), 4399 (2019).
  18. Khosravi, S., Harner, M. E. The MICOS complex, a structural element of mitochondria with versatile functions. Biological Chemistry. 401 (6-7), 765-778 (2020).
  19. John, G. B., et al. The mitochondrial inner membrane protein mitofilin controls cristae morphology. Molecular Biology of the Cell. 16 (3), 1543-1554 (2005).
  20. Rabl, R., et al. Formation of cristae and crista junctions in mitochondria depends on antagonism between Fcj1 and Su e/g. Journal of Cell Biology. 185 (6), 1047-1063 (2009).
  21. Alkhaja, A. K., et al. MINOS1 is a conserved component of mitofilin complexes and required for mitochondrial function and cristae organization. Molecular Biology of the Cell. 23 (2), 247-257 (2012).
  22. Eramo, M. J., Lisnyak, V., Formosa, L. E., Ryan, M. T. The "mitochondrial contact site and cristae organising system" (MICOS) in health and human disease. Journal of Biochemistry. 167 (3), 243-255 (2020).
  23. Ikeda, A., Imai, Y., Hattori, N. Neurodegeneration-associated mitochondrial proteins, CHCHD2 and CHCHD10-what distinguishes the two. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 1-12 (2022).
  24. Sesaki, H., Southard, S. M., Yaffe, M. P., Jensen, R. E. Mgm1p, a dynamin-related GTPase, is essential for fusion of the mitochondrial outer membrane. Molecular Biology of the Cell. 14 (6), 2342-2356 (2003).
  25. Fritz, S., Rapaport, D., Klanner, E., Neupert, W., Westermann, B. Connection of the mitochondrial outer and inner membranes by Fzo1 is critical for organellar fusion. Journal of Cell Biology. 152 (4), 683-692 (2001).
  26. Wong, E. D., et al. The intramitochondrial dynamin-related GTPase, Mgm1p, is a component of a protein complex that mediates mitochondrial fusion. Journal of Cell Biology. 160 (3), 303-311 (2003).
  27. Miyata, N., Fujii, S., Kuge, O. Porin proteins have critical functions in mitochondrial phospholipid metabolism in yeast. Journal of Biological Chemistry. 293 (45), 17593-17605 (2018).
  28. Khosravi, S., et al. The UbiB family member Cqd1 forms a novel membrane contact site in mitochondria. J Cell Sci. , (2023).
  29. Kemmerer, Z. A., et al. UbiB proteins regulate cellular CoQ distribution in Saccharomyces cerevisiae. Nature Communications. 12 (1), 4769 (2021).
  30. Pon, L., Moll, T., Vestweber, D., Marshallsay, B., Schatz, G. Protein import into mitochondria: ATP-dependent protein translocation activity in a submitochondrial fraction enriched in membrane contact sites and specific proteins. Journal of Cell Biology. 109, 2603-2616 (1989).
  31. Lithgow, T., Timms, M., Hj, P. B., Hoogenraad, N. J. Identification of a GTP-binding protein in the contact sites between inner and outer mitochondrial membranes. Biochemical and Biophysical Research Communications. 180 (3), 1453-1459 (1991).
  32. Harner, M. Isolation of contact sites between inner and outer mitochondrial membranes. Methods in Molecular Biology. 1567, 43-51 (2017).
  33. Adams, V., Bosch, W., Schlegel, J., Wallimann, T., Brdiczka, D. Further characterization of contact sites from mitochondria of different tissues: topology of peripheral kinases. BBA – Biomembranes. 981 (2), 213-225 (1989).
  34. Izawa, T., Unger, A. K. Isolation of mitochondria from Saccharomyces cerevisiae. Methods in Molecular Biology. 1567, 33-42 (2017).
  35. Gregg, C., Kyryakov, P., Titorenko, V. I. Purification of mitochondria from yeast cells. Journal of Visualized Experiments. (30), 17-19 (2009).
  36. Beavis, A. D., Brannan, R. D., Garlid, K. D. Swelling and Contraction of the Mitochondrial Matrix I. A structural interpretation of the relationship between light scattering and matrix volume. Journal of Biological Chemistry. 260 (25), 13424-13433 (1985).
  37. Born, M., Wolf, E. . Principles of optics electromagnetic theory of propagation, interference and diffraction of light. , (1999).
  38. Koontz, L. TCA precipitation. Methods in Enzymology. 541, 3-10 (2014).
  39. Laemmli, U. K. Cleavage of Structural Proteins during the Assembly of the Head of Bacteriophage T4. Nature. 227, 680-685 (1970).
  40. Renart, J., Reiser, J., Stark, G. R. Transfer of proteins from gels to diazobenzyloxymethyl-paper and detection with antisera: A method for studying antibody specificity and antigen structure. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76 (7), 3116-3120 (1979).
  41. Al-Tubuly, A. A. SDS-PAGE and Western Blotting. Methods Mol Med. 40, 391-405 (2000).
  42. Kurien, B. T., Hal Scofield, R. Western blotting: Methods and protocols. Western Blotting: Methods and Protocols. (3), 1 (2015).
  43. Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. Journal of Visualized Experiments. (16), (2008).
  44. Sherman, F. Getting Started with Yeast. Methods in Enzymology. 194, 3-21 (1991).
  45. Howson, R., et al. Construction, verification and experimental use of two epitope-tagged collections of budding yeast strains. Comparative and Functional Genomics. 6 (1-2), 2-16 (2005).
  46. Knop, M., et al. Epitope tagging of yeast genes using a PCR-based strategy: More tags and improved practical routines. Yeast. 15, 963-972 (1999).
  47. Longtine, M. S., et al. Additional modules for versatile and economical PCR-based gene deletion and modification in Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 14 (10), 953-961 (1998).
  48. Tsai, P. I., et al. PINK1 Phosphorylates MIC60/Mitofilin to Control Structural Plasticity of Mitochondrial Crista Junctions. Molecular Cell. 69 (5), 744-756 (2018).
  49. Xiao, T., et al. Identification of CHCHD10 Mutation in Chinese Patients with Alzheimer Disease. Molecular Neurobiology. 54 (7), 5243-5247 (2017).
  50. Bannwarth, S., et al. A mitochondrial origin for frontotemporal dementia and amyotrophic lateral sclerosis through CHCHD10 involvement. Brain. 137 (8), 2329-2345 (2014).
  51. Chaussenot, A., et al. Screening of CHCHD10 in a French cohort confirms the involvement of this gene in frontotemporal dementia with amyotrophic lateral sclerosis patients. Neurobiology of Aging. 35 (12), 1-4 (2014).
  52. Chiò, A., et al. CHCH10 mutations in an Italian cohort of familial and sporadic amyotrophic lateral sclerosis patients. Neurobiology of Aging. 36 (4), 3-6 (2015).
  53. Genin, E. C., et al. CHCHD 10 mutations promote loss of mitochondrial cristae junctions with impaired mitochondrial genome maintenance and inhibition of apoptosis. EMBO Molecular Medicine. 8 (1), 58-72 (2016).
  54. Bannwarth, S., et al. A mitochondrial origin for frontotemporal dementia and amyotrophic lateral sclerosis through CHCHD10 involvement. Brain. 137 (8), 2329-2345 (2014).

Play Video

Cite This Article
Khosravi, S., Frickel, J., Harner, M. E. An Improved Method to Isolate Mitochondrial Contact Sites. J. Vis. Exp. (196), e65444, doi:10.3791/65444 (2023).

View Video