Muismodellen kunnen nuttige hulpmiddelen zijn voor het onderzoeken van de biologie van het retinale gepigmenteerde epitheel (RPE). Er is vastgesteld dat muizen een reeks RPE-pathologieën kunnen ontwikkelen. Hier beschrijven we een fenotyperingsprotocol om RPE-pathologieën bij muizen op te helderen en te kwantificeren met behulp van licht, transmissie-elektron en confocale microscopie.
Leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) is een slopende retinale aandoening bij vergrijzende populaties. Er wordt algemeen aangenomen dat disfunctie van het retinale gepigmenteerde epitheel (RPE) een belangrijke pathobiologische gebeurtenis is bij AMD. Om de mechanismen te begrijpen die leiden tot RPE-disfunctie, kunnen muismodellen door onderzoekers worden gebruikt. Uit eerdere studies is gebleken dat muizen RPE-pathologieën kunnen ontwikkelen, waarvan sommige worden waargenomen in de ogen van personen met de diagnose AMD. Hier beschrijven we een fenotyperingsprotocol om RPE-pathologieën bij muizen te beoordelen. Dit protocol omvat de voorbereiding en evaluatie van retinale doorsneden met behulp van lichtmicroscopie en transmissie-elektronenmicroscopie, evenals die van RPE flat mounts door confocale microscopie. We beschrijven de veel voorkomende soorten muizen RPE-pathologieën die door deze technieken worden waargenomen en manieren om ze te kwantificeren door middel van onbevooroordeelde methoden voor statistische tests. Als proof of concept gebruiken we dit RPE-fenotyperingsprotocol om de RPE-pathologieën te kwantificeren die zijn waargenomen bij muizen die transmembraaneiwit 135 (Tmem135) overexpressie overexpressie en verouderde wildtype C57BL / 6J-muizen. Het belangrijkste doel van dit protocol is om standaard RPE-fenotyperingsmethoden te presenteren met onbevooroordeelde kwantitatieve beoordelingen voor wetenschappers die muismodellen van AMD gebruiken.
Leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) is een veel voorkomende blinderende ziekte die populaties ouder dan 55 jaar treft1. Veel onderzoekers geloven dat disfunctie binnen het retinale gepigmenteerde epitheel (RPE) een vroege en cruciale pathobiologische gebeurtenis is bij AMD2. De RPE is een monolaag van gepolariseerde cellen belast met het handhaven van de homeostase van naburige fotoreceptoren en choroïdale bloedvaten3. Er bestaan verschillende modellen om ziektegerelateerde mechanismen binnen de RPE te onderzoeken, waaronder celkweekmodellen4,5 en muizen 6,7,8. Een recent rapport heeft gestandaardiseerde protocollen en kwaliteitscontrolecriteria voor RPE-celcultuurmodellen4 beschreven, maar geen enkel rapport heeft geprobeerd de fenotypering van de RPE in muismodellen te standaardiseren. In feite missen veel publicaties over muismodellen van AMD een volledige beschrijving van de RPE of kwantificering van de RPE-pathologieën daarin. Het algemene doel van dit protocol is om standaard RPE-fenotyperingsmethoden te presenteren met onbevooroordeelde kwantitatieve beoordelingen voor wetenschappers die AMD-muismodellen gebruiken.
Eerdere publicaties hebben de aanwezigheid van verschillende RPE-pathologieën bij muizen opgemerkt door middel van drie beeldvormingstechnieken. Met lichtmicroscopie kunnen onderzoekers bijvoorbeeld de grove morfologie van het muizennetvlies bekijken (figuur 1A) en RPE-pathologieën detecteren, zoals RPE-verdunning, vacuolisatie en migratie. RPE-verdunning in een AMD-muismodel wordt geïllustreerd door een afwijking in de RPE-hoogte van hun respectieve bedieningselementen (figuur 1B). RPE-vacuolisatie kan worden onderverdeeld in twee afzonderlijke categorieën: microvacuolisatie (figuur 1C) en macrovacuolisatie (figuur 1D). RPE-microvacuolisatie wordt samengevat door de aanwezigheid van vacuolen in de RPE die de totale hoogte niet beïnvloeden, terwijl macrovacuolisatie wordt aangegeven door de aanwezigheid van vacuolen die uitsteken in de buitenste segmenten van de fotoreceptoren. RPE-migratie onderscheidt zich door het focale aggregaat van pigment boven de RPE-monolaag in een retinale doorsnede (figuur 1E). Opgemerkt moet worden dat migrerende RPE-cellen in AMD-donorogen immunoreactiviteit vertonen voor immuuncelmarkers, zoals cluster van differentiatie 68 (CD68)9, en immuuncellen kunnen vertegenwoordigen die RPE-puin overspoelen of RPE die transdifferentiatie ondergaat 9. Een andere beeldvormingstechniek genaamd transmissie-elektronenmicroscopie kan onderzoekers in staat stellen om de ultrastructuur van de RPE en zijn keldermembraan te visualiseren (figuur 2A). Deze techniek kan de overheersende sub-RPE-afzetting bij muizen identificeren, bekend als de basale laminaire afzetting (BLamD) (figuur 2B)10. Ten slotte kan confocale microscopie de structuur van RPE-cellen onthullen door middel van beeldvorming van RPE-flatmounts (figuur 3A). Deze methode kan RPE-dysmorfie blootleggen, de afwijking van de RPE van de klassieke honingraatvorm (figuur 3B). Het kan ook RPE-multinucleatie detecteren, de aanwezigheid van drie of meer kernen in een RPE-cel (figuur 3C). Voor een samenvatting van de soorten RPE-pathologieën die aanwezig zijn in de huidige AMD-muismodellen, verwijzen we onderzoekers naar deze beoordelingen uit de literatuur 6,7.
Onderzoekers die AMD bestuderen, moeten zich bewust zijn van de voor- en nadelen van het gebruik van muizen om RPE-pathologieën te onderzoeken voorafgaand aan het fenotyperingsprotocol. Muizen zijn voordelig vanwege hun relatief korte levensduur en kosteneffectiviteit, evenals hun genetische en farmacologische manipuleerbaarheid. Muizen vertonen ook RPE-degeneratieve veranderingen, waaronder RPE-migratie, dysmorfie en multinucleatie, die worden waargenomen in AMD-donorogen 11,12,13,14,15,16,17; dit suggereert dat vergelijkbare mechanismen ten grondslag kunnen liggen aan de ontwikkeling van deze RPE-pathologieën bij muizen en mensen. Er zijn echter belangrijke verschillen die de vertaalbaarheid van muisstudies naar menselijke LMD beperken. Ten eerste hebben muizen geen macula, een anatomisch verschillend gebied van het menselijk netvlies dat nodig is voor de gezichtsscherpte die bij voorkeur wordt beïnvloed bij AMD. Ten tweede worden sommige RPE-pathologieën bij muizen, zoals RPE-verdunning en vacuolisatie, meestal niet gezien in AMD-donorogen18. Ten derde ontwikkelen muizen geen drusen, een kenmerk van AMD-pathologie19. Drusen zijn lipide- en eiwithoudende afzettingen met zeer weinig keldermembraaneiwitten die zich vormen tussen de RPE basale lamina en de binnenste collageenlaag van het membraan van Bruch (BrM)19. Drusen verschillen van BLamD, de veel voorkomende sub-RPE-afzetting bij muizen, zowel in hun samenstelling als in anatomische locatie. BLamD’s zijn leeftijds- en stressafhankelijke extracellulaire matrixverrijkte afwijkingen die zich vormen tussen de RPE basale lamina van BrM en de basale infoldings van de RPE20. Interessant is dat BLamD’s een vergelijkbare eiwitsamenstelling en uiterlijk hebben bij zowel muizen als mensen 6,10,21. Recent werk suggereert dat BLamDs kan werken in de pathobiologie van AMD door de progressie van AMD naar zijn latere stadia te beïnvloeden18,22; deze afzettingen kunnen dus zieke RPE in het netvlies van de muis vertegenwoordigen. Kennis van deze voordelen en beperkingen is van cruciaal belang voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het vertalen van resultaten van muisstudies naar AMD.
In dit protocol bespreken we de methoden om ogen voor te bereiden op licht, transmissie-elektron en confocale microscopie om RPE-pathologieën te visualiseren. We beschrijven ook hoe we RPE-pathologieën op een onbevooroordeelde manier kunnen kwantificeren voor statistische tests. Als proof of concept gebruiken we het RPE-fenotyperingsprotocol om de structurele RPE-pathologieën te onderzoeken die worden waargenomen in transmembraaneiwit 135- (Tmem135) overexpressiemuizen en verouderde wild-type (WT) C57BL / 6J-muizen. Samenvattend willen we de fenotyperingsmethodologie beschrijven om de RPE in AMD-muismodellen te karakteriseren, omdat er momenteel geen standaardprotocollen beschikbaar zijn. Onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het onderzoeken en kwantificeren van pathologieën van de fotoreceptoren of het vaatvlies, die ook worden beïnvloed in AMD-muismodellen, vinden dit protocol mogelijk niet nuttig voor hun studies.
In dit artikel hebben we een fenotyperingsprotocol geïntroduceerd voor het beoordelen van de structurele RPE-pathologieën van muismodellen. We beschreven de stappen die nodig zijn voor het verwerken van de ogen voor verschillende beeldvormingstechnieken, waaronder licht, transmissie-elektron en confocale microscopie, evenals de kwantificering van typische pathologieën die via deze beeldvormingsmethoden worden waargenomen. We hebben de effectiviteit van ons RPE-fenotyperingsprotocol bewezen door Tmem135</e…
The authors have nothing to disclose.
De auteurs willen Satoshi Kinoshita en de University of Wisconsin (UW) Translational Research Initiatives in Pathology laboratory (TRIP) bedanken voor het voorbereiden van onze weefsels op lichtmicroscopie. Deze kern wordt ondersteund door het UW Department of Pathology and Laboratory Medicine, University of Wisconsin Carbone Cancer Center (P30 CA014520) en het Office of The Director-NIH (S10OD023526). Confocale microscopie werd uitgevoerd in de UW Biochemistry Optical Core, die werd opgericht met steun van de UW Department of Biochemistry Endowment. Dit werk werd ook ondersteund door subsidies van het National Eye Institute (R01EY022086 aan A. Ikeda; R01EY031748 naar C. Bowes Rickman; P30EY016665 naar de afdeling Oogheelkunde en Visuele Wetenschappen van het UW; P30EY005722 naar het Duke Eye Center; NIH T32EY027721 naar M. Landowski; F32EY032766 aan M. Landowski), Timothy William Trout Chairmanship (A. Ikeda), FFB Free Family AMD Award (C. Bowes Rickman); en een onbeperkte subsidie van het Research to Prevent Blindness (Duke Eye Center).
0.1 M Cacodylate Buffer pH7.2 | PolyScientiifc R&D Company | S1619 | |
100 Capacity Slide Box | Two are needed for this protocol (one for H&E-stained slides and one for RPE flat mounts.) | ||
100% Ethanol | MDS Warehouse | 2292-CASE | Can be used to make diluted ethanol solutions in this protocol. |
1-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks | Qosina | 11069 | |
1x Phosphate Buffer Solution (PBS) | Premade 1x PBS can be used in this protocol. | ||
2.0 mL microtubes | Genesee Scientific | 24-283-LR | |
24 Cavity Embedding Capsule Substitute Mold | Electron Microscopy Sciences | 70165 | |
24 inch PVC Tubing with Luer Ends | Fisher Scientific | NC1376778 | |
400 Mesh Gilder Thin Bar Square Mesh Grids | Electron Microscopy Sciences | T400-Cu | |
95% Ethanol | MDS Warehouse | 2293-CASE | |
Absorbent Underpads with Waterproof Moisture Barrier (23 inches by 24 inches) | VWR | 56616-031 | |
Adjustable 237 ml Spray Bottle | VWR | 23609-182 | |
Alexa Fluor488 Conjugated Donkey anti-Rabbit IgG | Thermo Fisher Scientific | A-21206 | |
Aluminum Foil | |||
BD Precision glide 19 Gauge Syringe Needle | Sigma-Aldrich | Z192546 | |
Bracken Forceps; Curved; Fine Cross Serrations; 4" Length, 1 mm Tip Width | Roboz Surgical Instrument | RS-5211 | Known as curved forceps in this protocol. |
Camel Hair Brush | Electron Microscopy Sciences | 65575-02 | |
Carbon Dioxide Euthanasia Chamber | |||
Carbon Dioxide Flow Meter | |||
Carbon Dioxide Tank | |||
Castaloy Prong Extension Clamps | Fisher Scientific | 05-769-7Q | |
Cast-Iron L-shaped Base Support Stand | Fisher Scientific | 11-474-207 | |
Cell Prolifer Program | Available to download: https://cellprofiler.org/releases | ||
Clear Nail Polish | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
Colorfrost Microscope Slides Lavender | VWR | 10118-956 | |
Computer | |||
DAPI | Sigma-Aldrich | D9542-5MG | |
Distilled H20 | Water from Milli-Q Purification System was used in this protocol. | ||
Dumont Thin Tip Tweezers; Pattern #55 | Roboz Surgical Instrument | RS-4984 | Known as fine-tipped forceps in this protocol, and 3 are needed for this protocol (two for dissections and one for electron microscope processing). |
Electron Microscopy Grid Holder | Electron Microscopy Sciences | 71147-01 | |
EPON 815 Resin | Electron Microscopy Sciences | 14910 | |
Epredia Mark-It Tissue Marking Yellow Dye | Fisher Scientific | 22050460 | Please follow manufacturer's protocol when using this tissue marking dye. |
Epredia Mounting Media | Fisher Scientific | 22-110-610 | Use for mounting H&E slides. |
Fiber-Lite Mi-150 Illuminator Series,150 w Halogen Light Source | Dolan-Jenner Industries | Mi-150 | Light source for dissecting microscope. |
Fiji ImageJ Program | Available to download: https://imagej.net/downloads | ||
Flexaframe Castaloy Hook Connector | Thermo Scientific | 14-666-18Q | |
Fume hood | |||
Glutaraldehyde 2.5% in Phosphate Buffer, pH 7.4, 32% | Electron Microscopy Sciences | 16537-05 | |
JEM-1400 Transmission Electron Microscope (JEOL) with an ORIUS (1000) CCD Camera | |||
Laboratory Benchtop Shaker | Two are needed for these experiments. One should be at room temperature while the other should be in a 4 degree Celsius cold room. | ||
Laser Cryo Tag Labels | Electron Microscopy Sciences | 77564-05 | |
Lead Citrate | Electron Microscopy Sciences | 17800 | |
Leica EM UC7Ultramicrotome | |||
Leica Reichert Ultracut S Microtome | |||
LifterSlips | Thermo Fisher Scientific | 22X22I24788001LS | Use these coverslips for the RPE flat mounts as they have raised edges and accommodate the thickness of the RPE. |
Mayer's Hematoxylin | VWR | 100504-406 | |
McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz Surgical Instrument | RS-5600 | Known as micro-dissecting scissors in protocol. |
Methanol | Fisher Scientific | A412-4 | |
Mice | Any AMD mouse model and its respective controls can work for this protocol. | ||
Micro Dissecting Scissors; Standard Version; Curved; Sharp Points; 24 mm Blade Length; 4.5" Overall Length | Roboz Surgical Instrument | RS-5913 | Known as curved scissors in this protocol. |
Microsoft Excel | |||
Microtube racks | |||
Nikon A1RS Confocal Microscope | |||
Normal Donkey Serum | SouthernBiotech | 0030-01 | |
Number 11 Sterile Disposable Scalpel Blades | VWR | 21909-380 | |
Osmium Tetroxide | Electron Microscopy Sciences | 19150 | |
Paraformaldehyde, 32% | Electron Microscopy Sciences | 15714-S | |
Pencil | |||
Petri Dish | VWR | 21909-380 | |
Pipette Tips | |||
Pipettes | |||
Polyclonal Anti-ZO-1 Antibody | Thermo Fisher Scientific | 402200 | |
Propylene Oxide | Electron Microscopy Sciences | 20412 | |
Razor Blade | VWR | 10040-386 | |
Shallow Tray for Mouse Perfusions | |||
Shandon Eosin Y Alcoholic | VWR | 89370-828 | |
Sharpie Ultra Fine Tip Black Permanent Marker | Staples | 642736 | |
Slide Rack for Staining | Grainger | 49WF31 | |
Squared Cover Glass Slips | Fisher Scientific | 12-541B | |
Staining Dish with Cover | Grainger | 49WF30 | Need 15 for H&E staining procedure. |
Target All-Plastic Disposable Luer-Slip 50 mL Syringe | Thermo Scientific | S7510-50 | Use only the syringe barrel. |
Timer | Fisher | 1464917 | |
Uranyl Acetate | Electron Microscopy Sciences | 22400 | |
Vacuum Oven | |||
Vectashield Mounting Medium | Vector Laboratories | H-1000 | Use for mounting RPE flat mounts. |
Xylene | Fisher Scientific | 22050283 | |
Zeiss Axio Imager 2 Light Microscope | This microscope has the capacity to generate stitched 20x images. If a light microscope does not have this capacity, then take images of the entire retina that are slightly overlapping each other. Use Adobe Photoshop to stitch these images together. Please refer to the manuals of the Adobe Photoshop program for image stitching. | ||
Zeiss Stemi 2000 Dissecting Microscope | Electron Microscopy Sciences | 65575-02 |